JoVE Logo
Faculty Resource Center

Sign In

Summary

Abstract

Introduction

Protocol

Representative Results

Discussion

Acknowledgements

Materials

References

Developmental Biology

Протоколы Визуальное стероидогенных органов и их интерактивные Органов с иммунным окрашиванием плодовой мушки

Published: April 14th, 2017

DOI:

10.3791/55519

1Graduate School of Life and Environmental Sciences, University of Tsukuba, 2Life Science Center of Tsukuba Advanced Research Alliance, University of Tsukuba, 3Faculty of Life and Environmental Sciences, University of Tsukuba
* These authors contributed equally

Мы опишем протокол для рассечения, фиксации и иммунных стероидогенных органов у дрозофилы личинок и взрослые самок для изучения стероидного биосинтеза гормонов и его механизма регулирования. Помимо стероидогенеза органов, мы визуализируем иннервации стероидогенных органов, а также стероидогенеза клеток-мишеней, таких как зародышевые стволовые клетки.

В многоклеточных организмах, небольшая группа клеток наделена специализированная функцией в их биогенной активности, вызывая системную реакцию на рост и размножение. У насекомых, личинок переднегрудная железа (PG) и взрослая женщина играют яичники существенной роль в биосинтезе основных стероидных гормонов, называемых Экдистероидами. Эти ecdysteroidogenic органы иннервируются от нервной системы, с помощью которой время биосинтеза пораженного сигналов окружающей среды. Здесь мы опишем протокол для визуализации ecdysteroidogenic органов и их интерактивных органов у личинок и взрослых плодовой мушки дрозофилы, которая обеспечивает подходящую модельную систему для изучения биосинтеза стероидных гормонов и его механизма регулирования. Умелое рассечение позволяет нам поддерживать позиции ecdysteroidogenic органов и их интерактивные органы, включая мозг, брюшную нервную цепочку, и другие ткани. Иммуноокрашивание сntibodies против ecdysteroidogenic ферментов, наряду с трансгенными белками флуоресценции, управляемых ткане-специфических промоторов, доступны для обозначения ecdysteroidogenic клеток. Кроме того, иннервации ecdysteroidogenic органов также могут быть помечены специфическими антителами или коллекцией GAL4 драйверов в различных типах нейронов. Таким образом, ecdysteroidogenic органы и их нейронные связи могут быть визуализированы одновременно иммунным окрашиванием и трансгенных методов. Наконец, мы опишем, как визуализировать зародышевые стволовые клетки, чье распространение и технические обслуживание контролируются экдистероидами. Этот метод способствует всестороннему пониманию стероидного биосинтеза гормонов и его нейронного механизма регулирования.

У многоклеточных организмов, группа клеток обладают специализированной функцией в их биогенной деятельности, которая имеет важное значение для всего тела. Для выполнения своих задач, каждая ткань или орган выражает ряд генов, связанные с их функциями и взаимодействует с другими тканями, чтобы организовать свою деятельность в контексте развития. Для того, чтобы охарактеризовать такие специализированные клеточные функции и взаимодействие между органами, необходимо указать группу клеток, а также другие типы клеток быть сохранены в многоклеточных архитектурах.

Одним из примеров таких специализированных органов являются стероидогенным органом,....

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Примечание: Общая схема протоколов показана на рисунке 1.

1. Препарирование личиночной кольца железы (РГ)

Примечание: В D. MELANOGASTER, который принадлежит к cyclorrhaphous двукрылых, ПГ находится в пределах составной эндокринный орган называе?.......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Мы использовали вышеупомянутые протоколы для визуализации стероидогенных органов и их интерактивных органов в D. личинок MELANOGASTER и взрослых самках. Общая схема протоколов показана на рисунке 1.

РГ, в том числе PG (рис 2D), является меньшим и более прозрачной , чем мозг и .......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Мы изучали экдистероиды биосинтеза и его механизм регулирования в дрозофиле, и разработали протокол вскрытия и иммунное окрашивание. Сроки экдистероидов биосинтеза зависят от окружающей среды сигналов через нейронные входы 33, так что имеет важное значение для подде.......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Мы благодарим Рейко Кисы и Tomotsune Ameku за техническую поддержку этой работы. Мы также благодарны Кей Ито, Ольга Алексеенко, Акико Кото, Масаюки Миура, фондовый центр Блумингтона дрозофилы, КИОТСКАЯ Stock Center (DGRC), а также с развитием исследованиями гибрид банк запасов и реагентами. Эта работа была поддержана грантами на YSN из JSPS KAKENHI Грант Номер 16K20945, The Найто Foundation и премии Исследовательского Inoue науки; и грант в RN от МПКСНТА KAKENHI Гранта Номер 16H04792.

....

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

NameCompanyCatalog NumberComments
egg collection
tissue culture dish (55 mm)AS ONE1-8549-02 for grape-juice agar plates
collection cupHIKARI KAGAKU
yeast pasteOriental dry yeast, Tokyo
100% grape juiceWelch Food Inc.
rearing larvae
small vials (12ml, 40×23.5 mm, PS)SARSTEDT58.487
disposable loopAS ONE6-488-01
standard fly food the recepi us on the website of Blooington stock center.
dissection
dissecting microscopeCarl ZeissStemi 2000-C
dissecting microscopeLeicaS8 AP0
tissue culture dish (35 x 10 mm, non-treated)IWAKI1000-035
SylgardTORAYcoarting silicon inside dishes
Terumo needle (27G, 0.40 x 19 mm) TERUMONN-2719SA "knife" to cut the tissue
Terumo syringe, 1mlTERUMOSS-01T
forceps, Inox, #5Dumont, Switzerland
insect pin (0.18 mm in diameter)Shiga Brandfor fillet dissection
micro scissorsNATSUME SEISAKUSHO CO LTD. MB-50-10
fixation
ultrapure waterMerck Millipore
phosphate buffered saline (PBS)
FormaldehydeNacalai tesque16222-65
ParaformaldehydeNacalai tesque02890-45
Triton-X100Nacalai tesque35501-15
microtubes (1.5 ml)INA OPTIKACF-0150
Incubation
As one swist mixer TM-300 (rocker)As oneTM-300rocker
Bovine Serum AlbuminSIGMA9048-46-8
primary antibody
anti-Sro (guinea pig), 1:1000
anti-GFP (rabbit), 1:1000Molecular ProbesA6455Shimada-Niwa ans Niwa, 2014
anti-GFP (mouse mAb, GF200), 1:100Nakarai tesque04363-66
anti-5HT (rabbit), 1:500SIGMAS5545
anti-Hts 1B1 (mouse)Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB)1B1
anti-DE-cadherin (rat), 1:20DSHBDCAD2
anti-nc82 (mouse), 1:50DSHBnc82
secondary antibody
Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 conjugateLife TechnologiesA-11008
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 conjugateLife TechnologiesA-11001
Goat anti-Rat IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 546 conjugateLife TechnologiesA-11081
Goat anti-Guinea Pig IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 conjugateLife TechnologiesA-21435
Alexa Fluor 546 dye-conjugated phalloidinLife TechnologiesA-22283
Mounting reagents
Micro slide glassMatsunami Glass Ind.,Ltd.SS7213
Square microscope cover glassMatsunami Glass Ind.,Ltd.C218181
FluorSave reagent (Mounting reagent)Calbiochem345789
Transfer pipette 1 ml (Disposable dropper)WATSON5660-222-1S
imaging
LSM700 laser scanning microscope systemCarl Zeissinverted Axio Observer. Z1 SP left
image processing
LSM700 ZENCarl ZeissIt is a special user interface based on the 64 bit Microsoft Windows7 operating system
ImageJ
Fly stocks
w; GMR45C06-GAL4 from Bloomington Drosophila Stock Center. (#46260)
UAS–GFP; UAS–mCD8::GFPgifts from K. Ito, The University of Tokyo.
w[1118]
w; phantom-GAL4#22/UAS-turboRFP
w; UAS-mCD8::GFP; TRH-GAL4see in Ref29, Alekseyenko, O. V, Lee, C. & Kravitz, E. A.(2010)
w; UAS-mCD8::GFP from Bloomington Drosophila Stock Center. (#32188)
yw;; nSyb-GAL4 from Bloomington Drosophila Stock Center. (#51941)

  1. Miller, W. L., Auchus, R. J. The Molecular Biology, Biochemistry, and Physiology of Human Steroidogenesis and Its Disorders. Endocr. Rev. 32 (1), 81-151 (2011).
  2. Rousseau, G. G. Fifty years ago: The quest for steroid hormone receptors. Mol. Cell. Endocrinol. 375 (1), 10-13 (2013).
  3. Gilbert, L. I., Rybczynski, R., Warren, J. T. Control and biochemical nature of the ecdysteroidogenic pathway. Annu. Rev. Entomol. 47, 883-916 (2002).
  4. Niwa, R., Niwa, Y. S. Enzymes for ecdysteroid biosynthesis: their biological functions in insects and beyond. Biosci. Biotechnol. Biochem. 78 (8), 1283-1292 (2014).
  5. Kozlova, T., Thummel, C. S. Steroid regulation of postembryonic development and reproduction in drosophila. Trends Endocrinol. Metab. 11 (7), 276-280 (2000).
  6. Ishimoto, H., Kitamoto, T. Beyond molting-roles of the steroid molting hormone ecdysone in regulation of memory and sleep in adult Drosophila. Fly. 5 (3), 215-220 (2011).
  7. Ishimoto, H., Sakai, T., Kitamoto, T. Ecdysone signaling regulates the formation of long-term courtship memory in adult Drosophila melanogaster. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 106 (15), 6381-6386 (2009).
  8. Simon, A. F., Shih, C., Mack, A., Benzer, S. Steroid control of longevity in Drosophila melanogaster. Science. 299 (5611), 1407-1410 (2003).
  9. Buszczak, M., Freeman, M. R., Carlson, J. R., Bender, M., Cooley, L., Segraves, W. a Ecdysone response genes govern egg chamber development during mid-oogenesis in Drosophila. Development. 126 (20), 4581-4589 (1999).
  10. Carney, G. E., Bender, M. The drosophila ecdysone receptor (EcR) gene is required maternally for normal oogenesis. Genetics. 154 (3), 1203-1211 (2000).
  11. Uryu, O., Ameku, T., Niwa, R. Recent progress in understanding the role of ecdysteroids in adult insects: Germline development and circadian clock in the fruit fly Drosophila melanogaster. Zoological Lett. 1, 32 (2015).
  12. Ameku, T., Niwa, R. Mating-Induced Increase in Germline Stem Cells via the Neuroendocrine System in Female Drosophila. PLOS Genet. 12 (6), e1006123 (2016).
  13. Danielsen, E. T., et al. A Drosophila Genome-Wide Screen Identifies Regulators of Steroid Hormone Production and Developmental Timing. Dev. Cell. 37 (6), 558-570 (2016).
  14. Ou, Q., Zeng, J., Yamanaka, N., Brakken-Thal, C., O'Connor, M. B., King-Jones, K. The Insect Prothoracic Gland as a Model for Steroid Hormone Biosynthesis and Regulation. Cell Rep. , (2016).
  15. Yamanaka, N., Rewitz, K. F., O'Connor, M. B. Ecdysone control of developmental transitions: lessons from Drosophila research. Annu. Rev. Entomol. 58, 497-516 (2013).
  16. Niwa, Y. S., Niwa, R. Transcriptional regulation of insect steroid hormone biosynthesis and its role in controlling timing of molting and metamorphosis. Dev. Growth Differ. 58, 94-105 (2015).
  17. Monastirioti, M. Distinct octopamine cell population residing in the CNS abdominal ganglion controls ovulation in Drosophila melanogaster. Dev. Biol. 264 (1), 38-49 (2003).
  18. Siegmund, T., Korge, G. Innervation of the ring gland of Drosophila melanogaster. J. Comp. Neurol. 431 (4), 481-491 (2001).
  19. McBrayer, Z., et al. Prothoracicotropic Hormone Regulates Developmental Timing and Body Size in Drosophila. Dev. Cell. 13 (6), 857-871 (1979).
  20. Shimada-Niwa, Y., Niwa, R. Serotonergic neurons respond to nutrients and regulate the timing of steroid hormone biosynthesis in Drosophila. Nat. Commun. 5, 5778 (2014).
  21. Brady, J. A simple technique for making very fine, durable dissecting needles by sharpening tungsten wire electrolytically. Bull World Health Organ. 32 (1), 143-144 (1965).
  22. Abramoff, M. D., Magalhães, P. J., Ram, S. J. Image processing with ImageJ. Biophotonics Int. 11 (7), 36-42 (2004).
  23. Ohhara, Y., et al. Autocrine regulation of ecdysone synthesis by β3-octopamine receptor in the prothoracic gland is essential for Drosophila metamorphosis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 112 (5), 1452-1457 (2015).
  24. Gibbens, Y. Y., Warren, J. T., Gilbert, L. I., O'Connor, M. B. Neuroendocrine regulation of Drosophila metamorphosis requires TGFbeta/Activin signaling. Development. 138 (13), 2693-2703 (2011).
  25. Parvy, J. P., et al. A role for βFTZ-F1 in regulating ecdysteroid titers during post-embryonic development in Drosophila melanogaster. Dev. Biol. 282 (1), 84-94 (2005).
  26. Parvy, J. -. P., et al. Forward and feedback regulation of cyclic steroid production in Drosophila melanogaster. Development. 141 (20), 3955-3965 (2014).
  27. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118 (2), 401-415 (1993).
  28. Rewitz, K. F., Yamanaka, N., Gilbert, L. I., O'Connor, M. B. The Insect Neuropeptide PTTH Activates Receptor Tyrosine Kinase Torso to Initiate Metamorphosis. Science. 326 (5958), 1403-1405 (2009).
  29. Li, H. -. H., et al. A GAL4 driver resource for developmental and behavioral studies on the larval CNS of Drosophila. Cell Rep. 8 (3), 897-908 (2014).
  30. Alekseyenko, O. V., Lee, C., Kravitz, E. A. Targeted manipulation of serotonergic neurotransmission affects the escalation of aggression in adult male Drosophila melanogaster. PLOS One. 5 (5), e10806 (2010).
  31. Domanitskaya, E., Anllo, L., Schüpbach, T. Phantom, a cytochrome P450 enzyme essential for ecdysone biosynthesis, plays a critical role in the control of border cell migration in in Drosophila. Dev. Biol. 386 (2), 408-418 (2014).
  32. Song, X., Zhu, C. -. H., Doan, C., Xie, T. Germline stem cells anchored by adherens junctions in the Drosophila ovary niches. Science. 296 (5574), 1855-1857 (2002).
  33. Niwa, Y. S., Niwa, R. Neural control of steroid hormone biosynthesis during development in the fruit fly Drosophila melanogaster. Genes Genet. Syst. 89 (1), 27-34 (2014).
  34. Yoshiyama-Yanagawa, T., et al. The conserved Rieske oxygenase DAF-36/Neverland is a novel cholesterol-metabolizing enzyme. J. Biol. Chem. 286 (29), 25756-25762 (2011).
  35. Niwa, R., et al. Non-molting glossy/shroud encodes a short-chain dehydrogenase/reductase that functions in the "Black Box" of the ecdysteroid biosynthesis pathway. Development. 137 (12), 1991-1999 (2010).
  36. Komura-Kawa, T., et al. The Drosophila Zinc Finger Transcription Factor Ouija Board Controls Ecdysteroid Biosynthesis through Specific Regulation of spookier. PLOS Genet. 11 (12), e1005712 (2015).
  37. Yamanaka, N., Marqués, G., O'Connor, M. B. Vesicle-Mediated Steroid Hormone Secretion in Drosophila melanogaster. Cell. 163 (4), 907-919 (2015).
  38. Riemensperger, T., Pech, U., Dipt, S., Fiala, A. Optical calcium imaging in the nervous system of Drosophila melanogaster. BBA-Gen. Subjects. 1820 (8), 1169-1178 (2012).
  39. Owald, D., Lin, S., Waddell, S. Light, heat, action: neural control of fruit fly behavior. Phil. T. Roy. Soc. B. 370 (1677), 20140211 (2015).

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2024 MyJoVE Corporation. All rights reserved