JoVE Logo
Faculty Resource Center

Sign In

Summary

Abstract

Introduction

Protocol

Representative Results

Discussion

Acknowledgements

Materials

References

Environment

Nutzung von Mikro-CT-Scans zur Analyse parasitärer Pflanzen-Wirt-Interaktionen

Published: January 12th, 2022

DOI:

10.3791/63423

1Harvard University Herbaria, 2Hanse-Wissenschaftskolleg

Die Mikro-CT ist ein zerstörungsfreies Werkzeug, mit dem Pflanzenstrukturen dreidimensional analysiert werden können. Das vorliegende Protokoll beschreibt die Probenvorbereitung zur Nutzung von Mikro-CT zur Analyse der parasitären Pflanzenstruktur und -funktion. Verschiedene Spezies werden verwendet, um die Vorteile dieser Methode in Verbindung mit spezifischen Präparaten hervorzuheben.

Mikro-CT-Scans haben sich zu einem etablierten Werkzeug zur Untersuchung der Struktur und Funktion von Pflanzen entwickelt. Seine zerstörungsfreie Natur, kombiniert mit der Möglichkeit der dreidimensionalen Visualisierung und virtuellen Schnitte, hat eine neuartige und immer detailliertere Analyse komplexer Pflanzenorgane ermöglicht. Auch die Wechselwirkungen zwischen Pflanzen, auch zwischen parasitären Pflanzen und ihren Wirten, können erforscht werden. Die Probenvorbereitung vor dem Scannen ist jedoch aufgrund der Interaktion zwischen diesen Pflanzen, die sich oft in der Gewebeorganisation und -zusammensetzung unterscheiden, von entscheidender Bedeutung. Darüber hinaus muss bei der Probenahme, Behandlung und Aufbereitung von Parasiten-Wirtsmaterial die große Vielfalt parasitärer Blütenpflanzen berücksichtigt werden, die von stark reduzierten vegetativen Körpern bis hin zu Bäumen, Kräutern und Sträuchern reicht. Hier werden zwei verschiedene Ansätze beschrieben, um Kontrastmittel in den Parasiten und/oder die Wirtspflanzen einzubringen, wobei der Schwerpunkt auf der Analyse des Haustoriums liegt. Dieses Organ fördert die Verbindung und Kommunikation zwischen den beiden Pflanzen. Mit einem einfachen Ansatz können Details der Struktur des Haustoriumsgewebes dreidimensional erforscht werden, wie hier für die parasitären Arten der Euphytoiden, der Rebe und der Mistel gezeigt wird. Die Auswahl spezifischer Kontrastmittel und Applikationsansätze ermöglicht auch eine detaillierte Beobachtung der Ausbreitung von Endoparasiten im Wirtskörper und den Nachweis einer direkten Gefäß-zu-Gefäß-Verbindung zwischen Parasit und Wirt, wie hier für einen obligaten Wurzelparasiten gezeigt. Daher kann das hier diskutierte Protokoll auf die große Vielfalt parasitärer Blütenpflanzen angewendet werden, um das Verständnis ihrer Entwicklung, Struktur und Funktionsweise zu verbessern.

Die hochauflösende Röntgen-Mikro-Computertomographie (Mikro-CT) ist ein bildgebendes Verfahren, bei dem mehrere Röntgenaufnahmen (Projektionen) einer Probe aus unterschiedlichen Blickwinkeln aufgenommen und später zur virtuellen Rekonstruktion der Probe verwendet werden1. Dieses virtuelle Objekt kann dann analysiert, manipuliert und segmentiert werden, was eine zerstörungsfreie Erkundung in drei Dimensionenermöglicht 2. Ursprünglich für medizinische Analysen und später für industrielle Anwendungen konzipiert, bietet die Mikro-CT auch den Vorteil, innere Organe und Gewebe ohne invasive Eingriffe sichtbar zu machen

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. Auswahl parasitärer Pflanzenproben

  1. Sammeln Sie das gesamte parasitäre Pflanzenhaustorium, einschließlich des angehängten Wirtsstamms/der Wurzel und der Segmente der proximalen und distalen Enden des parasitierten Wirtsorgans. Die ideale Länge jedes Segments entspricht dem doppelten Durchmesser des Haustoriums.
    HINWEIS: Fügen Sie bei seitlichen Haustorien einen Teil des Mutterstamms/der Wurzel des Parasiten hinzu, aus dem das Haustorium gebildet wurde (Abbildung .......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Das Haustorium parasitischer Pflanzen ist ein komplexes Organ, das aus verschiedenen Geweben und Zelltypen besteht, die sich mit dem Gewebe einer anderen Pflanze verflechten und verbinden, die als Wirt verwendet wird20. Mikro-CT-Scans können genutzt werden, um diese komplexe Struktur auf zerstörungsfreie und dreidimensionale Weise besser zu verstehen, wenn sowohl kleine (Abbildung 1A-C) als auch große (Abbildung 1D,E.......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Die Verwendung von Schwermetalllösungen zur Verbesserung des Kontrasts von Pflanzengewebe ist zu einem entscheidenden Schritt bei der Probenvorbereitung für die Mikro-CT-Analyse geworden. Staedler et al. haben mehrere Verbindungen, die üblicherweise in Laboratorien für die Mikromorphologie von Pflanzen verfügbar sind, getestet, die die Verwendung von Phosphowolframat als wirksamstes Mittel bei der Penetration von Proben und der Erhöhung des Kontrastindexempfehlen 8. Die hier erzielten Ergebn.......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Ich danke Dr. Simone Gomes Ferreira (Mikrotomographie-Labor, Universität von São Paulo, Brasilien) und Dr. Greg Lin (Center for Nanoscale Systems, Harvard University, USA) für ihre überragende Hilfe und unverzichtbare Anwenderschulung für verschiedene Mikrotomographie-Systeme und Datenanalyse-Software. Ich danke auch den Mitarbeitern des EEB-Gewächshauses an der Universität von Connecticut (USA), insbesondere Clinton Morse und Matthew Opel für die Bereitstellung der Exemplare von Viscum minimum. Dr. John Wenzel bot die Möglichkeit und große Hilfe bei der Probenahme von Pyrularia pubera. MSc. Carolina Bastos, MSc. Yasmin Hirao und Talitha Motta halfen....

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

NameCompanyCatalog NumberComments
3D X-ray microscope (XRM) systemZeiss Versa 620used to scan Pyrularia pubera
3D X-ray microscope + A2:D22ZeissVersa 620Used for scanning the species P. pubera
CT-Pro 3D softwareNikonversion XT 3.1.11Used for three-dimensional reconstruction of scans
CT-Vox softwareBrukerversion 3.3.1Used for analyses and acquisition of images and videos
Dragonfly softwareObject Research Systems - ORSversionUsed for analyses and acquisition of images and videos
Glass vialsGlass Vials Inc. SEV2708C-FM-SPSold by VWR - USA; make sure that vials are able to withstand vacuum at ca. 10 psi
Inspect-XZeissversion XT 3.1.11Used for controlling the Nikon X-Tek HMXST225 system
Iodine solution 0.0282 NWR Chemicals BDHBDH7422-1Sold by VWR - USA
Lead Nitrate II PA 500 gVetec361.08Sold by SPLab
Microtomography scannerBrukerSkyscan1176Used for scanning the species C. americana, S. martianus, and S. fungiforme
Microtomography scannerNikonX-Tek HMXST225Used for scanning the species V. minimum
NRecon softwareBrukerversion 1.0.0Used for three-dimensional reconstruction
Phosphotungstic acid hydrate 3% in aqueous solutionElectron Microscopy Sciences101410-756Sold by VWR - USA
Plastic film (Parafilm)Heathrow ScientificPM996Sold by VWR - USA
Plastic IV bag 500 mLTaylor3478Sold by Fibra Cirurgica Produtos para Saude
PVC tubing 3/4''Nalge Nunc InternationalSC63013-164Sold by VWR - USA
Scanning systemNikon X-Tek HMXST225used to scan Viscum minimum
Scanning systemBruker Skyscan 1176used to scan C. americana
Scout-and-ScanTM softwareZeissversion 16Used for controlling the Zeiss Versa 620 system and for three-dimensional reconstruction of scans
Three-way valveToToTDMTWVS-5Sold by Amazon USA
Two-part syringeHSW Henke-Ject4850001000Used without the plunger
Vacuum chamberBinder80080-434Sold by VWR - USA; includes pump and connecting tubes
VG Studio Max softwareVolume Graphicsversion 3.0Used for analyses and acquisition of images and videos

  1. Stock, S. R. . Microcomputed tomography: Methodology and applications. , (2020).
  2. Hounsfield, G. N. Computerized transverse axial scanning (tomography): I. Description of system. British Journal of Radiology. 46 (552), 1016-1022 (1973).
  3. Dutilleul, P., Lafond, J. A. Editorial: Branching and rooting out with a CT Scanner: The why, the how, and the outcomes, present and possibly future pierre. Frontiers in Plant Science. 7 (41), 5-6 (2016).
  4. Metscher, B. D. Biological applications of X-ray microtomography: Imaging micro- anatomy, molecular expression and organismal diversity. Microscopy and Analysis. 27 (2), 13-16 (2013).
  5. Sakdinawat, A., Attwood, D. Nanoscale X-ray imaging. Nature Photonics. 4 (12), 840-848 (2010).
  6. Walton, L. A., et al. Morphological characterisation of unstained and intact tissue micro-architecture by X-ray computed micro- and nano-tomography. Scientific Reports. 5, 1-14 (2015).
  7. Lafond, J. A., Han, L., Dutilleul, P. Concepts and analyses in the ct scanning of root systems and leaf canopies: A timely summary. Frontiers in Plant Science. 6 (1111), 85-91 (2015).
  8. Staedler, Y. M., Masson, D., Schönenberger, J. Plant tissues in 3D via X-Ray Tomography: Simple contrasting methods allow high resolution imaging. PLoS ONE. 8 (9), 75295 (2013).
  9. Heeraman, D. A., Hopmans, J. W., Clausnitzer, V. Three dimensional imaging of plant roots in situ with X-ray Computed Tomography. Plant and Soil. 189, 167-179 (1997).
  10. Dhondt, S., Vanhaeren, H., Van Loo, D., Cnudde, V., Inzé, D. Plant structure visualization by high-resolution X-ray computed tomography. Trends in Plant Science. 15 (8), 419-422 (2010).
  11. McElrone, A. J., Choat, B., Parkinson, D. Y., MacDowell, A. A., Brodersen, C. R. Using high resolution computed tomography to visualize the three dimensional structure and function of plant vasculature. Journal of Visualized Experiments. (74), e50162 (2013).
  12. Cochard, H., Delzon, S., Badel, E. X-ray microtomography (micro-CT): A reference technology for high-resolution quantification of xylem embolism in trees. Plant, Cell and Environment. 38 (1), 201-206 (2015).
  13. Bastos, C. L., Tamaio, N., Angyalossy, V. Unravelling roots of lianas: A case study in Sapindaceae. Annals of Botany. 118 (4), 733-746 (2016).
  14. da Cunha Neto, I. L., et al. Diversity, distribution, development, and evolution of medullary bundles in Nyctaginaceae. American Journal of Botany. 107 (5), 707-725 (2020).
  15. Milien, M., Renault-Spilmont, A. S., Cookson, S. J., Sarrazin, A., Verdeil, J. L. Visualization of the 3D structure of the graft union of grapevine using X-ray tomography. Scientia Horticulturae. 144, 130-140 (2012).
  16. Paya, A. M., Silverberg, J. L., Padgett, J., Bauerle, T. L. X-ray computed tomography uncovers root-root interactions: Quantifying spatial relationships between interacting root systems in three dimensions. Frontiers in Plant Science. 6 (274), 54-65 (2015).
  17. Teixeira-Costa, L., Ceccantini, G. C. T. Aligning microtomography analysis with traditional anatomy for a 3D understanding of the host-parasite interface - Phoradendron spp. Case study. Frontiers in Plant Science. 7, 1340 (2016).
  18. Lusic, H., Grinstaff, M. W. X-ray-computed tomography contrast agents. Chemical Reviews. 113 (3), 1641-1666 (2013).
  19. Těšitel, J. Functional biology of parasitic plants: a review. Plant Ecology and Evolution. 149 (1), 5-20 (2016).
  20. Teixeira-Costa, L. A living bridge between two enemies: Haustorium structure and evolution across parasitic flowering plants. Revista Brasileira de Botanica. 44 (1), 165-178 (2021).
  21. Kuijt, J. . The Biology of Parasitic Flowering Plants. , (1969).
  22. Masumoto, N., et al. Three-dimensional reconstructions of haustoria in two parasitic plant species in the Orobanchaceae. Plant Physiology. 185 (4), 1429-1442 (2021).
  23. Calo, C. M., et al. A correlation analysis of Light Microscopy and X-ray MicroCT imaging methods applied to archaeological plant remains' morphological attributes visualization. Scientific Reports. 10 (1), 1-15 (2020).
  24. Brodersen, C. R., Roddy, A. B. New frontiers in the three-dimensional visualization of plant structure and function. American Journal of Botany. 103 (2), 184-188 (2016).
  25. Teixeira-Costa, L., Davis, C. C. Life history, diversity, and distribution in parasitic flowering plants. Plant Physiology. 187 (1), 32-51 (2021).
  26. Simpson, B. B. Krameriaceae. Flora Neotropica Monograph. 49, (1989).
  27. Ruzin, S. E. . Plant microtechnique and microscopy. , (1999).
  28. Nikolov, L. A., Tomlinson, P. B., Manickam, S., Endress, P. K., Kramer, E. M., Davis, C. C. Holoparasitic Rafflesiaceae possess the most reduced endophytes and yet give rise to the world's largest flowers. Annals of Botany. 114, 233-242 (2014).
  29. Thorogood, C. J., Teixeira-Costa, L., Ceccantini, G., Davis, C., Hiscock, S. J. Endoparasitic plants and fungi show evolutionary convergence across phylogenetic divisions. New Phytologist. 232 (3), 1159-1167 (2021).
  30. Largent, D., Johnson, D., Watling, R. . How to Identify Mushrooms to Genus III: Microscopic Features. , (1977).
  31. Busse, M., et al. Three-dimensional virtual histology enabled through cytoplasm-specific X-ray stain for microscopic and nanoscopic computed tomography. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (10), 2293-2298 (2018).
  32. Sperry, J. S., Donnelly, J. R., Tyree, M. T. A method for measuring hydraulic conductivity and embolism in xylem. Plant, Cell and Environment. 11, 35-40 (1988).
  33. Calvin, C. L. Host-formed tyloses in vessels of the mistletoe Phoradendron (Viscaceae). IAWA Journal. 18 (2), 117-126 (1997).
  34. Teixeira-Costa, L., Ceccantini, G. Embolism increase and anatomical modifications caused by a parasitic plant. IAWA Journal. 36 (2), 138-151 (2015).
  35. Ellmore, G. S., Ewers, F. W. Fluid flow in the outermost xylem increment of a ring-porous tree, Ulmus americana. American Journal of Botany. 73 (12), 1771-1774 (1986).
  36. Ellis, E. A. Staining sectioned biological specimens for transmission electron microscopy: Conventional and En bloc stains. Electron Microscopy: Methods and Protocols. 1117, 57-72 (2014).
  37. Brodersen, C. R., McElrone, A. J., Choat, B., Matthews, M. A., Shackel, K. A. The dynamics of embolism repair in xylem: In vivo visualizations using high-resolution computed tomography. Plant Physiology. 154 (3), 1088-1095 (2010).
  38. Brodersen, C. R., et al. Automated analysis of three-dimensional xylem networks using high-resolution computed tomography. New Phytologist. 191 (4), 1168-1179 (2011).
  39. Lee, K., et al. Visualizing plant development and gene expression in three dimensions using optical projection tomography. Plant Cell. 18 (9), 2145-2156 (2006).

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2024 MyJoVE Corporation. All rights reserved