Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Representative Results
Discussion
Acknowledgements
Materials
References
Neuroscience
Este protocolo describe métodos para seccionar, teñir e obtener imágenes de secciones de tejido flotantes del cerebro del ratón, seguidos de una descripción detallada del análisis del volumen del territorio de los astrocitos y la superposición o mosaico del territorio de los astrocitos.
Los astrocitos poseen un asombroso grado de complejidad morfológica que les permite interactuar con casi todos los tipos de células y estructuras dentro del cerebro. A través de estas interacciones, los astrocitos regulan activamente muchas funciones cerebrales críticas, incluida la formación de sinapsis, la neurotransmisión y la homeostasis iónica. En el cerebro de los roedores, los astrocitos crecen en tamaño y complejidad durante las primeras tres semanas postnatales y establecen territorios distintos y no superpuestos para alicatar el cerebro. Este protocolo proporciona un método establecido para analizar el volumen del territorio de los astrocitos y el mosaico de astrocitos utilizando secciones de tejido que flotan libremente del cerebro del ratón. En primer lugar, este protocolo describe los pasos para la recolección de tejidos, la criosecciona y la inmunotinción de secciones de tejido que flotan libremente. En segundo lugar, este protocolo describe la adquisición de imágenes y el análisis del volumen del territorio de los astrocitos y el volumen de superposición del territorio, utilizando el software de análisis de imágenes disponible comercialmente. Por último, este manuscrito discute las ventajas, consideraciones importantes, trampas comunes y limitaciones de estos métodos. Este protocolo requiere tejido cerebral con marcado fluorescente escaso o mosaico de astrocitos, y está diseñado para ser utilizado con equipos de laboratorio comunes, microscopía confocal y software de análisis de imágenes disponible comercialmente.
Los astrocitos son células elaboradamente ramificadas que realizan muchas funciones importantes en el cerebro1. En la corteza del ratón, las células madre gliales radiales dan lugar a astrocitos durante las etapas embrionaria tardía y postnatal temprana2. Durante las tres primeras semanas postnatales, los astrocitos crecen en tamaño y complejidad, desarrollando miles de ramas finas que interactúan directamente con las sinapsis1. Al mismo tiempo, los astrocitos interactúan con los astrocitos vecinos para establecer territorios discretos y no superpuestos para alicatar el cerebro3<....
Todos los ratones se utilizaron de acuerdo con el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad de Carolina del Norte en Chapel Hill y la División de Medicina Comparada (número de protocolo IACUC 21-116.0). Se utilizaron ratones de ambos sexos en el día postnatal 21 (P21) para estos experimentos. Los ratones CD1 se obtuvieron comercialmente (Tabla de Materiales), y los ratones MADM9 WT:WT y MADM9 WT:KO fueron descritos previamente9.
La Figura 1 presenta un esquema esquemático de los principales pasos y flujo de trabajo para este protocolo. La Figura 2 muestra capturas de pantalla de pasos clave utilizando el software de análisis de imágenes para generar una superficie, generar manchas cerca de la superficie y generar un casco convexo. La Figura 3 demuestra la aplicación de esta técnica para determinar la superposición/mosaico del territorio de los astroci.......
Este protocolo describe un método establecido para analizar el volumen del territorio de astrocitos y el mosaico de astrocitos en la corteza del ratón, detallando todos los pasos principales que comienzan con la perfusión y terminan con el análisis de imágenes. Este protocolo requiere cerebros de ratones que expresan proteínas fluorescentes en una población escasa o en mosaico de astrocitos. Fuera de este requisito, se pueden usar ratones de cualquier edad para este protocolo, con solo ajustes menores en la config.......
La microscopía se realizó en el NÚCLEO de Microscopía de Neurociencia de la UNC (RRID: SCR_019060), apoyado en parte por la subvención de apoyo del Centro de Neurociencia NIH-NINDS P30 NS045892 y la subvención de apoyo del Centro de Investigación de Discapacidades Intelectuales y del Desarrollo NIH-NICHD U54 HD079124. La Figura 1 se creó con BioRender.com. Las imágenes y los datos de la Figura 4 se reimprimen de una publicación anterior9 con permiso del editor.
....Name | Company | Catalog Number | Comments |
#5 forceps | Roboz | RS-5045 | |
1 mL TB Syringe | Becton Dickinson (BD) | 309623 | |
10x TBS (tris-buffered saline) | 30 g Tris, 80 g NaCl, 2 g KCl, HCl to pH 7.4, dH2O to 1 L; store at room temperature (RT) | ||
12-well plate | Genesee Scientific | 25-106MP | |
1x TBS | 100 mL 10x TBS + 900 mL dH2O; store at RT | ||
1x TBS + Heparin | 28.2 mg Heparin + 250 mL 1x TBS; store at 4 °C | ||
24-well plate | Genesee Scientific | 25-107MP | |
30% Sucrose in TBS | 15 g sucrose, 1x TBS to 50 mL; store at 4 °C | ||
4% PFA (paraformaldehyde) in TBS | 40 g PFA, 4-6 NaOH pellets, 100 mL 10x TBS, dH2O to 1 L; store at 4 °C | ||
Avertin | 0.3125 g tri-bromoethanol, 0.625 mL methylbutanol, dH2O to 25 mL; store at 4 °C; discard 2 weeks after making | ||
Blocking and antibody buffer | 10% goat serum in TBST; store at 4 °C | ||
CD1 mice | Charles River | 022 | |
Collection vial for brains | Fisher Scientific | 03-337-20 | |
Confocal acquisition software | Olympous | FV31S-SW | |
Confocal microscope | Olympus | FV3000RS | |
Coverslips | Fisher Scientific | 12544E | |
Cryostat | Thermo Scientific | CryoStar NX50 | |
Cryostat blade | Thermo Scientific | 3052835 | |
DAPI | Invitrogen | D1306 | |
Embedding mold | Polysciences | 18646A-1 | |
Freezing Medium | 2:1 30% sucrose:OCT; store at RT | ||
GFP antibody | Aves Labs | GFP1010 | |
Glycerol | Thermo Scientific | 158920010 | |
Goat anti-chicken 488 | Invitrogen | A-11039 | |
Goat anti-rabbit 594 | Invitrogen | A11037 | |
Goat Serum | Gibco | 16210064 | |
Heparin | Sigma-Aldrich | H3149 | |
Hydrochloric acid | Sigma-Aldrich | 258148 | |
Imaris | Bitplane | N/A | Version 9.8.0 |
MATLAB | MathWorks | N/A | |
Metal lunch tin | AQUARIUS | N/A | From Amazon, "DIY Large Fun Box" |
Methylbutanol | Sigma-Aldrich | 152463 | |
Micro Dissecting Scissors | Roboz | RS-5921 | |
Mouting medium | 20mM Tris pH8.0, 90% Glycerol, 0.5% N-propyl gallate ; store at 4 °C; good for up to 2 months | ||
Nailpolish | VWR | 100491-940 | |
N-propyl gallate | Sigma-Aldrich | 02370-100G | |
O.C.T. | Fisher Scientific | 23-730-571 | |
Oil | Olympus | IMMOIL-F30CC | Specific to microscope/objective |
Operating Scissors 6" | Roboz | RS-6820 | |
Orbital platform shaker | Fisher Scientific | 88861043 | Minimum speed needed: 25 rpm |
Paintbrush | Bogrinuo | N/A | From Amazon, "Detail Paint Brushes - Miniature Brushes" |
Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | P6148 | |
Pasteur pipet (5.75") | VWR | 14672-608 | |
Pasteur pipet (9") | VWR | 14672-380 | |
Potassium chloride | Sigma-Aldrich | P9541-500G | |
Razor blade | Fisher Scientific | 12-640 | |
RFP antibody | Rockland | 600-401-379 | |
Sectioning medium | 1:1 glycerol:1x TBS; store at RT | ||
Slides | VWR | 48311-703 | |
Sodium chrloide | Fisher Scientific | BP358-212 | |
Sodium hydroxide | Sigma-Aldrich | S5881 | |
Sucrose | Sigma-Aldrich | S0389 | |
TBST (TBS + Triton X-100) | 0.2% Triton in 1x TBS; store at RT | ||
Transfer Pipet | VWR | 414004-002 | |
Tri-bromoethanol | Sigma-Aldrich | T48402 | |
Tris(hydroxymethyl)aminomethane | Thermo Scientific | 424570025 | |
Triton X-100 | Sigma-Aldrich | 93443 | |
Triton X-100 (high-quality) | Fisher Scientific | 50-489-120 | |
XTSpotsConvexHull | N/A | N/A | custom XTension provide as supplementary material |
Buffers and Solutions | |||
10x TBS | xx mM Tris, xx mM NaCl, xx mM KCl, pH 7.4 | ||
1x TBS | |||
1x TBS + Heparin | add xx mg Heparin to xx mL of 1x TBS | ||
4% PFA | |||
30% Sucrose in TBS | |||
Freezing Medium | |||
Sectioning medium | |||
TBST | 0.2% Triton in 1x TBS | ||
Blocking and antibody buffer | 10% goat serum in 1x TBST | ||
Mouting medium |
ABOUT JoVE
Copyright © 2024 MyJoVE Corporation. All rights reserved