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Bottom-up In vitro Methoden zur Untersuchung der ultrastrukturellen Organisation, der Membranumformung und des Krümmungsempfindlichkeitsverhaltens von Septinen

Published: August 17th, 2022

DOI:

10.3791/63889

1Laboratoire Physico Chimie Curie, Institut Curie, PSL Research University, Sorbonne Université, 2Institut Fresnel, CNRS UMR7249, Aix Marseille Univ, Centrale Marseille, 3Department of Bionanoscience, Kavli Institute of Nanoscience Delft, Delft University of Technology, 4Department of Chemical Engineering, Imperial College London, 5Sorbonne Université, CNRS, Institut de Biologie Paris-Seine (IBPS), Service de microscopie électronique (IBPS-SME), 6Laboratoire Matière et Systèmes Complexes (MSC), Université Paris Cité, 7Institute of Biotechnology, Czech Academy of Sciences, BIOCEV
* These authors contributed equally

Septine sind Zytoskelettproteine. Sie interagieren mit Lipidmembranen und können Membrankrümmungen im Mikrometerbereich wahrnehmen, aber auch erzeugen. Wir beschreiben in diesem Protokoll Bottom-up-In-vitro-Methoden zur Analyse von Membranverformungen, krümmungsempfindlicher Septinbindung und Septinfilament-Ultrastruktur.

Der Membranumbau findet ständig an der Plasmamembran und in zellulären Organellen statt. Um die Rolle der Umwelt (ionische Bedingungen, Protein- und Lipidzusammensetzungen, Membrankrümmung) und die verschiedenen Partner, die mit spezifischen Membranumformungsprozessen verbunden sind, vollständig zu analysieren, verfolgen wir In-vitro-Bottom-up-Ansätze. In den letzten Jahren gab es ein großes Interesse daran, die Rolle von Septinproteinen im Zusammenhang mit schweren Krankheiten aufzudecken. Septine sind essentielle und allgegenwärtige Zytoskelettproteine, die mit der Plasmamembran interagieren. Sie sind unter anderem an der Zellteilung, Zellmotilität, Neuromorphogenese und Spermiogenese beteiligt. Es ist daher wichtig zu verstehen, wie Septine an Membranen interagieren und sich organisieren, um anschließend Membranverformungen zu induzieren und wie sie empfindlich auf bestimmte Membrankrümmungen reagieren können. Dieser Artikel zielt darauf ab, das Zusammenspiel zwischen der Ultrastruktur von Septinen auf molekularer Ebene und dem Membranumbau im Mikrometerbereich zu entschlüsseln. Zu diesem Zweck wurden knospende Hefe und Säugetierseptinkomplexe rekombinant exprimiert und gereinigt. Eine Kombination von In-vitro-Assays wurde dann verwendet, um die Selbstorganisation von Septinen an der Membran zu analysieren. Unterstützte Lipiddoppelschichten (SLBs), riesige unilamellare Vesikel (GUVs), große unilamellare Vesikel (LUVs) und wellige Substrate wurden verwendet, um das Zusammenspiel zwischen Septin-Selbstorganisation, Membranumformung und Membrankrümmung zu untersuchen.

Septine sind filamentbildende Proteine des Zytoskeletts, die mit Lipidmembranen interagieren. Septine sind in Eukaryoten allgegenwärtig und essentiell für zahlreiche zelluläre Funktionen. Sie wurden als die Hauptregulatoren der Zellteilung in knospender Hefe und Säugetieren identifiziert 1,2. Sie sind an Membranumformungsereignissen, Ziliogenese3 und Spermiogenese4 beteiligt. Innerhalb von Säugetierzellen können Septine auch mit Aktin und Mikrotubuli 5,6,7 i....

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1. Bestimmung der Membranumformung mittels riesiger unilamellärer Vesikel (GUVs)

HINWEIS: In diesem Abschnitt werden GUVs erzeugt, um die Membranverformungen nachzuahmen, die möglicherweise durch Septine in einem zellulären Kontext induziert werden. Tatsächlich werden Septine in Zellen häufig an Stellen mit Mikrometerkrümmungen gefunden. GUVs haben Größen von wenigen bis zu zehn Mikrometern und können verformt werden. Sie sind daher geeignet, septinininduzierte Verformu.......

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GUVs-Verformungen
Typische konfokale Fluoreszenzbilder von GUVs, die nach der Inkubation mit Septinen umgeformt wurden, sind in Abbildung 3 unter Bedingungen dargestellt, unter denen Septine polymerisieren. Blanke GUVs (Abbildung 3A) waren perfekt kugelförmig. Bei der Inkubation mit mehr als 50 nM knospenden Hefeseptinfilamenten erschienen die Vesikel deformiert. Bis zu einer Konzentration von 100 nM knospenden Hefeseptin-Oktameren erschiene.......

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Wie oben erwähnt, wurde eine Lipidmischung verwendet, die den Einbau von PI(4,5)P2 in die Lipiddoppelschicht verstärkt und somit Septin-Membran-Wechselwirkungen erleichtert. Tatsächlich haben wir an anderer Stelle25 gezeigt, dass knospende Hefeseptine mit Vesikeln in einer PI(4,5)P2-spezifischen Weise interagieren. Diese Lipidzusammensetzung wurde empirisch aus dem Screening mehrerer Zusammensetzungen angepasst und wird heute von den Autoren häufig verwendet. PI(4,5).......

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Wir danken Patricia Bassereau und Daniel Lévy für ihre nützlichen Ratschläge und Gespräche. Diese Arbeit profitierte von der Unterstützung der ANR (Agence Nationale de la Recherche) für die Finanzierung der Projekte "SEPTIME", ANR-13-JSV8-0002-01, ANR SEPTIMORF ANR-17-CE13-0014, und des Projekts "SEPTSCORT", ANR-20-CE11-0014-01. B. Chauvin wird von der Ecole Doctorale "ED564: Physique en Ile de France" und der Fondation pour lea Recherche Médicale finanziert. K. Nakazawa wurde von der Sorbonne Université (AAP Emergence) unterstützt. G.H. Koenderink wurde von der Nederlandse Organisatie voor Wetenschappelijk Onderzoek (NWO/OCW) durch die "BaSyC-Building a Synthetic Cel....

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NameCompanyCatalog NumberComments
1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamineAvanti Polar Lipids850725
1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phospho-L-serineAvanti Polar Lipids840035
Bath sonicatorElmaElmasonic S10H
Bodipy-TR-Ceramideinvitrogen, Thermo Fischer scientific11504726
Chemicals: NaCl, Tris-HCl, sucrose, KCl, MgCl2, B-casein, chloroform, sodium cacodylate, tannic acid, ethanolSigma Aldrich
Confocal microscopenikonspinning disk or confocal
Critical point dryerLeica microsystemsCPD300
Deionized water generatorMilliQF1CA38083BMilliQ integral 3
Egg L-α-phosphatidylcholineAvanti Polar Lipids840051
Field Emission Gun SEM (FESEM)Carl ZeissGemini SEM500
Glutaraldehyde 25 %, aqueous solutionThermo Fischer scientific50-262-19
High vacuum grease, Dow corningVWR
IMOD softwarehttps://bio3d.colorado.edu/imod/software suite for tilted series image alignment and 3D reconstruction
Lacey Formvar/carbon electron microscopy gridsEloise01883-F
LipidsAvanti Polar Lipids
L-α-phosphatidylinositol-4,5-bisphosphateAvanti Polar Lipids840046
Metal evaporatorLeica microsystemsEM ACE600
NOA (Norland Optical Adhesives), NOA 71 and NOA 81Norland ProductsNOA71, NOA81
Osmium tetraoxyde 4%delta microscopies19170
OsmometerLöser15 M
Plasma cleanerAlcatelpascal 2005 SD
Plasma generatorElectron Microscopy Science
Plunge freezing equipmentleica microsystemsEMGP
Transmission electron microscopeThermofischerTecnai G2 200 kV, LaB6
Uranyl acetateElectron Microscopy Science22451this product is not available for purchase any longer
Wax plates, VitrexVWR

  1. Finger, F. P. Reining in cytokinesis with a septin corral. BioEssays: News and Reviews in Molecular, Cellular and Developmental Biology. 27 (1), 5-8 (2005).
  2. Barral, Y., Kinoshita, M. Structural insights shed light onto septin assemblies and function. Current Opinion in Cell Biology. 20 (1), 12-18 (2008).
  3. Hu, Q., et al. A septin diffusion barrier at the base of the primary cilium maintains ciliary membrane protein distribution. Science. 329 (5990), 436-439 (2010).
  4. Lin, Y. -. H., Kuo, Y. -. C., Chiang, H. -. S., Kuo, P. -. L. The role of the septin family in spermiogenesis. Spermatogenesis. 1 (4), 298-302 (2011).
  5. Addi, C., Bai, J., Echard, A. Actin, microtubule, septin and ESCRT filament remodeling during late steps of cytokinesis. Current Opinion in Cell Biology. 50, 27-34 (2018).
  6. Spiliotis, E. T., Kesisova, I. A. Spatial regulation of microtubule-dependent transport by septin GTPases. Trends in Cell Biology. 31 (12), 979-993 (2021).
  7. Spiliotis, E. T., Nakos, K. Cellular functions of actin- and microtubule-associated septins. Current Biology: CB. 31 (10), 651-666 (2021).
  8. Salameh, J., Cantaloube, I., Benoit, B., Poüs, C., Baillet, A. Cdc42 and its BORG2 and BORG3 effectors control the subcellular localization of septins between actin stress fibers and microtubules. Current Biology: CB. 31 (18), 4088-4103 (2021).
  9. Ewers, H., Tada, T., Petersen, J. D., Racz, B., Sheng, M., Choquet, D. A septin-dependent diffusion barrier at dendritic spine necks. PloS One. 9 (12), 113916 (2014).
  10. Myles, D. G., Primakoff, P., Koppel, D. E. A localized surface protein of guinea pig sperm exhibits free diffusion in its domain. The Journal of Cell Biology. 98 (5), 1905-1909 (1984).
  11. Luedeke, C., Frei, S. B., Sbalzarini, I., Schwarz, H., Spang, A., Barral, Y. Septin-dependent compartmentalization of the endoplasmic reticulum during yeast polarized growth. The Journal of Cell Biology. 169 (6), 897-908 (2005).
  12. Gilden, J. K., Peck, S., Chen, Y. -. C. M., Krummel, M. F. The septin cytoskeleton facilitates membrane retraction during motility and blebbing. The Journal of Cell Biology. 196 (1), 103-114 (2012).
  13. Dolat, L., Hu, Q., Spiliotis, E. T. Septin functions in organ system physiology and pathology. Biological Chemistry. 395 (2), 123-141 (2014).
  14. Angelis, D., Spiliotis, E. T. Septin mutations in human cancers. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 4, 122 (2016).
  15. Takehashi, M., et al. Septin 3 gene polymorphism in Alzheimer's disease. Gene Expression. 11 (5-6), 263-270 (2004).
  16. Shuman, B., Momany, M. Septins from protists to people. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 824850 (2022).
  17. Bertin, A., et al. Saccharomyces cerevisiae septins: supramolecular organization of heterooligomers and the mechanism of filament assembly. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (24), 8274-8279 (2008).
  18. Iv, F., et al. Insights into animal septins using recombinant human septin octamers with distinct SEPT9 isoforms. Journal of cell science. 134 (15), (2021).
  19. Beber, A., et al. Membrane reshaping by micrometric curvature sensitive septin filaments. Nature communications. 10 (1), 420 (2019).
  20. Bridges, A. A., Jentzsch, M. S., Oakes, P. W., Occhipinti, P., Gladfelter, A. S. Micron-scale plasma membrane curvature is recognized by the septin cytoskeleton. The Journal of Cell Biology. 213 (1), 23-32 (2016).
  21. Patzig, J., et al. Septin/anillin filaments scaffold central nervous system myelin to accelerate nerve conduction. eLife. 5, 17119 (2016).
  22. Szuba, A., et al. Membrane binding controls ordered self-assembly of animal septins. eLife. 10, 63349 (2021).
  23. Tanaka-Takiguchi, Y., Kinoshita, M., Takiguchi, K. Septin-mediated uniform bracing of phospholipid membranes. Current Biology: CB. 19 (2), 140-145 (2009).
  24. Bertin, A., et al. Phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate promotes budding yeast septin filament assembly and organization. Journal of Molecular Biology. 404 (4), 711-731 (2010).
  25. Beber, A., et al. Septin-based readout of PI(4,5)P2 incorporation into membranes of giant unilamellar vesicles. Cytoskeleton. 76 (4,5), 92-103 (2019).
  26. Mastronarde, D. N., Held, S. R. Automated tilt series alignment and tomographic reconstruction in IMOD. Journal of Structural Biology. 197 (2), 102-113 (2017).
  27. Kremer, J. R., Mastronarde, D. N., McIntosh, J. R. Computer visualization of three-dimensional image data using IMOD. Journal of Structural Biology. 116 (1), 71-76 (1996).
  28. Nania, M., Foglia, F., Matar, O. K., Cabral, J. T. Sub-100 nm wrinkling of polydimethylsiloxane by double frontal oxidation. Nanoscale. 9 (5), 2030-2037 (2017).
  29. Nania, M., Matar, O. K., Cabral, J. T. Frontal vitrification of PDMS using air plasma and consequences for surface wrinkling. Soft Matter. 11 (15), 3067-3075 (2015).
  30. Svitkina, T. M., Borisy, G. G. Correlative light and electron microscopy of the cytoskeleton of cultured cells. Methods in Enzymology. 298, 570-592 (1998).
  31. Franck, A., et al. Clathrin plaques and associated actin anchor intermediate filaments in skeletal muscle. Molecular Biology of the Cell. 30 (5), 579-590 (2019).
  32. Elkhatib, N., et al. Tubular clathrin/AP-2 lattices pinch collagen fibers to support 3D cell migration. Science. 356 (6343), (2017).
  33. Stokroos, I., Kalicharan, D., Van Der Want, J. J., Jongebloed, W. L. A comparative study of thin coatings of Au/Pd, Pt and Cr produced by magnetron sputtering for FE-SEM. Journal of Microscopy. 189, 79-89 (1998).

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