JoVE Logo
Faculty Resource Center

Sign In

Summary

Abstract

Introduction

Protocol

Representative Results

Discussion

Acknowledgements

Materials

References

Biology

Bottom-Up In Vitro-metoder for å analysere den ultrastrukturelle organisasjonen, membranomformingen og krumningsfølsomhetsoppførselen til septiner

Published: August 17th, 2022

DOI:

10.3791/63889

1Laboratoire Physico Chimie Curie, Institut Curie, PSL Research University, Sorbonne Université, 2Institut Fresnel, CNRS UMR7249, Aix Marseille Univ, Centrale Marseille, 3Department of Bionanoscience, Kavli Institute of Nanoscience Delft, Delft University of Technology, 4Department of Chemical Engineering, Imperial College London, 5Sorbonne Université, CNRS, Institut de Biologie Paris-Seine (IBPS), Service de microscopie électronique (IBPS-SME), 6Laboratoire Matière et Systèmes Complexes (MSC), Université Paris Cité, 7Institute of Biotechnology, Czech Academy of Sciences, BIOCEV
* These authors contributed equally

Septiner er cytoskeletale proteiner. De samhandler med lipidmembraner og kan fornemme, men også generere membrankrumning på mikronskalaen. Vi beskriver i denne protokollen bottom-up in vitro metoder for analyse av membrandeformasjoner, krumningsfølsom septinbinding og septinfilament ultrastruktur.

Membranremodellering skjer konstant ved plasmamembranen og i cellulære organeller. For å fullstendig dissekere miljøets rolle (ioniske forhold, protein- og lipidsammensetninger, membrankrumning) og de forskjellige partnerne knyttet til spesifikke membranomformingsprosesser, foretar vi in vitro bottom-up-tilnærminger. I de senere år har det vært stor interesse for å avsløre rollen som septinproteiner assosiert med store sykdommer. Septiner er essensielle og allestedsnærværende cytoskeletale proteiner som interagerer med plasmamembranen. De er involvert i celledeling, cellemotilitet, nevromorfogenese og spermiogenese, blant andre funksjoner. Det er derfor viktig å forstå hvordan septiner interagerer og organiserer seg ved membraner for senere å indusere membrandeformasjoner og hvordan de kan være følsomme for spesifikke membrankrumninger. Denne artikkelen tar sikte på å dechiffrere samspillet mellom ultrastrukturen til septiner på molekylært nivå og membranremodellering som forekommer på mikronskala. Til dette formål ble spirende gjær og pattedyr septinkomplekser rekombinant uttrykt og renset. En kombinasjon av in vitro-analyser ble deretter brukt til å analysere selvmontering av septiner ved membranen. Støttede lipid dobbeltlag (SLBer), gigantiske unilamellære vesikler (GUV), store unilamellære vesikler (LUV) og bølgete substrater ble brukt til å studere samspillet mellom septin selvmontering, membranomforming og membrankrumning.

Septiner er cytoskeletale filamentdannende proteiner som interagerer med lipidmembraner. Septiner er allestedsnærværende i eukaryoter og essensielle for mange cellulære funksjoner. De har blitt identifisert som de viktigste regulatorene for celledeling i spirende gjær og pattedyr 1,2. De er involvert i membranomformingshendelser, ciliogenese3 og spermiogenese4. I pattedyrceller kan septiner også interagere med aktin og mikrotubuli 5,6,7 i et bindemiddel av R....

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. Bestemmelse av membranomforming ved hjelp av gigantiske unilamellære vesikler (GUV)

MERK: I denne delen genereres GUV for å etterligne membrandeformasjonene som muligens induseres av septiner i en cellulær sammenheng. Faktisk, i celler, er septiner ofte funnet på steder med mikrometer krumninger. GUV har størrelser fra noen få til titalls mikrometer og kan deformeres. De er derfor hensiktsmessige for å analysere eventuelle septininduserte deformasjoner i mikrometerskal.......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

GUVs deformasjoner
Typiske konfokale fluorescensbilder av GUV-er omformet etter å ha blitt inkubert med septiner vises i figur 3, under forhold der septiner polymeriseres. Bare GUVs (figur 3A) var perfekt sfæriske. Ved inkubasjon med mer enn 50 nM spirende gjærseptinfilamenter virket vesiklene deformerte. Opp til en konsentrasjon på 100 nM spirende gjærseptinoktamerer syntes vesiklene fasetterte, og deformasjonene forble statiske og svin.......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Som nevnt ovenfor har en lipidblanding blitt brukt som forbedrer PI (4,5) P 2-inkorporering i lipid-dobbeltlaget og dermed letter septinmembraninteraksjoner. Faktisk har vi vist andre steder25 at spirende gjærseptiner samhandler med vesikler på en PI (4,5) P2-spesifikk måte. Denne lipidsammensetningen ble justert empirisk fra screening av flere komposisjoner og er nå mye brukt av forfatterne. PI (4,5) P2 lipider må håndteres nøye. Stamløsninger må aliquote.......

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Vi takker Patricia Bassereau og Daniel Lévy for nyttige råd og diskusjoner. Dette arbeidet dro nytte av støtte fra ANR (Agence Nationale de la Recherche) for finansiering av prosjektet "SEPTIME", ANR-13-JSV8-0002-01, ANR SEPTIMORF ANR-17-CE13-0014, og prosjektet "SEPTSCORT", ANR-20-CE11-0014-01. B. Chauvin er finansiert av Ecole Doctorale "ED564: Physique en Ile de France" og Fondation pour lea Recherche Médicale. K. Nakazawa ble støttet av Sorbonne Université (AAP Emergence). G.H. Koenderink ble støttet av Nederlandse Organisatie voor Wetenschappelijk Onderzoek (NWO/OCW) gjennom 'BaSyC-Building a Synthetic Cell'. Gravitasjonsstipend (024.003.019). Vi takker Labex Cel....

Log in or to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

NameCompanyCatalog NumberComments
1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamineAvanti Polar Lipids850725
1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phospho-L-serineAvanti Polar Lipids840035
Bath sonicatorElmaElmasonic S10H
Bodipy-TR-Ceramideinvitrogen, Thermo Fischer scientific11504726
Chemicals: NaCl, Tris-HCl, sucrose, KCl, MgCl2, B-casein, chloroform, sodium cacodylate, tannic acid, ethanolSigma Aldrich
Confocal microscopenikonspinning disk or confocal
Critical point dryerLeica microsystemsCPD300
Deionized water generatorMilliQF1CA38083BMilliQ integral 3
Egg L-α-phosphatidylcholineAvanti Polar Lipids840051
Field Emission Gun SEM (FESEM)Carl ZeissGemini SEM500
Glutaraldehyde 25 %, aqueous solutionThermo Fischer scientific50-262-19
High vacuum grease, Dow corningVWR
IMOD softwarehttps://bio3d.colorado.edu/imod/software suite for tilted series image alignment and 3D reconstruction
Lacey Formvar/carbon electron microscopy gridsEloise01883-F
LipidsAvanti Polar Lipids
L-α-phosphatidylinositol-4,5-bisphosphateAvanti Polar Lipids840046
Metal evaporatorLeica microsystemsEM ACE600
NOA (Norland Optical Adhesives), NOA 71 and NOA 81Norland ProductsNOA71, NOA81
Osmium tetraoxyde 4%delta microscopies19170
OsmometerLöser15 M
Plasma cleanerAlcatelpascal 2005 SD
Plasma generatorElectron Microscopy Science
Plunge freezing equipmentleica microsystemsEMGP
Transmission electron microscopeThermofischerTecnai G2 200 kV, LaB6
Uranyl acetateElectron Microscopy Science22451this product is not available for purchase any longer
Wax plates, VitrexVWR

  1. Finger, F. P. Reining in cytokinesis with a septin corral. BioEssays: News and Reviews in Molecular, Cellular and Developmental Biology. 27 (1), 5-8 (2005).
  2. Barral, Y., Kinoshita, M. Structural insights shed light onto septin assemblies and function. Current Opinion in Cell Biology. 20 (1), 12-18 (2008).
  3. Hu, Q., et al. A septin diffusion barrier at the base of the primary cilium maintains ciliary membrane protein distribution. Science. 329 (5990), 436-439 (2010).
  4. Lin, Y. -. H., Kuo, Y. -. C., Chiang, H. -. S., Kuo, P. -. L. The role of the septin family in spermiogenesis. Spermatogenesis. 1 (4), 298-302 (2011).
  5. Addi, C., Bai, J., Echard, A. Actin, microtubule, septin and ESCRT filament remodeling during late steps of cytokinesis. Current Opinion in Cell Biology. 50, 27-34 (2018).
  6. Spiliotis, E. T., Kesisova, I. A. Spatial regulation of microtubule-dependent transport by septin GTPases. Trends in Cell Biology. 31 (12), 979-993 (2021).
  7. Spiliotis, E. T., Nakos, K. Cellular functions of actin- and microtubule-associated septins. Current Biology: CB. 31 (10), 651-666 (2021).
  8. Salameh, J., Cantaloube, I., Benoit, B., Poüs, C., Baillet, A. Cdc42 and its BORG2 and BORG3 effectors control the subcellular localization of septins between actin stress fibers and microtubules. Current Biology: CB. 31 (18), 4088-4103 (2021).
  9. Ewers, H., Tada, T., Petersen, J. D., Racz, B., Sheng, M., Choquet, D. A septin-dependent diffusion barrier at dendritic spine necks. PloS One. 9 (12), 113916 (2014).
  10. Myles, D. G., Primakoff, P., Koppel, D. E. A localized surface protein of guinea pig sperm exhibits free diffusion in its domain. The Journal of Cell Biology. 98 (5), 1905-1909 (1984).
  11. Luedeke, C., Frei, S. B., Sbalzarini, I., Schwarz, H., Spang, A., Barral, Y. Septin-dependent compartmentalization of the endoplasmic reticulum during yeast polarized growth. The Journal of Cell Biology. 169 (6), 897-908 (2005).
  12. Gilden, J. K., Peck, S., Chen, Y. -. C. M., Krummel, M. F. The septin cytoskeleton facilitates membrane retraction during motility and blebbing. The Journal of Cell Biology. 196 (1), 103-114 (2012).
  13. Dolat, L., Hu, Q., Spiliotis, E. T. Septin functions in organ system physiology and pathology. Biological Chemistry. 395 (2), 123-141 (2014).
  14. Angelis, D., Spiliotis, E. T. Septin mutations in human cancers. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 4, 122 (2016).
  15. Takehashi, M., et al. Septin 3 gene polymorphism in Alzheimer's disease. Gene Expression. 11 (5-6), 263-270 (2004).
  16. Shuman, B., Momany, M. Septins from protists to people. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 824850 (2022).
  17. Bertin, A., et al. Saccharomyces cerevisiae septins: supramolecular organization of heterooligomers and the mechanism of filament assembly. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (24), 8274-8279 (2008).
  18. Iv, F., et al. Insights into animal septins using recombinant human septin octamers with distinct SEPT9 isoforms. Journal of cell science. 134 (15), (2021).
  19. Beber, A., et al. Membrane reshaping by micrometric curvature sensitive septin filaments. Nature communications. 10 (1), 420 (2019).
  20. Bridges, A. A., Jentzsch, M. S., Oakes, P. W., Occhipinti, P., Gladfelter, A. S. Micron-scale plasma membrane curvature is recognized by the septin cytoskeleton. The Journal of Cell Biology. 213 (1), 23-32 (2016).
  21. Patzig, J., et al. Septin/anillin filaments scaffold central nervous system myelin to accelerate nerve conduction. eLife. 5, 17119 (2016).
  22. Szuba, A., et al. Membrane binding controls ordered self-assembly of animal septins. eLife. 10, 63349 (2021).
  23. Tanaka-Takiguchi, Y., Kinoshita, M., Takiguchi, K. Septin-mediated uniform bracing of phospholipid membranes. Current Biology: CB. 19 (2), 140-145 (2009).
  24. Bertin, A., et al. Phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate promotes budding yeast septin filament assembly and organization. Journal of Molecular Biology. 404 (4), 711-731 (2010).
  25. Beber, A., et al. Septin-based readout of PI(4,5)P2 incorporation into membranes of giant unilamellar vesicles. Cytoskeleton. 76 (4,5), 92-103 (2019).
  26. Mastronarde, D. N., Held, S. R. Automated tilt series alignment and tomographic reconstruction in IMOD. Journal of Structural Biology. 197 (2), 102-113 (2017).
  27. Kremer, J. R., Mastronarde, D. N., McIntosh, J. R. Computer visualization of three-dimensional image data using IMOD. Journal of Structural Biology. 116 (1), 71-76 (1996).
  28. Nania, M., Foglia, F., Matar, O. K., Cabral, J. T. Sub-100 nm wrinkling of polydimethylsiloxane by double frontal oxidation. Nanoscale. 9 (5), 2030-2037 (2017).
  29. Nania, M., Matar, O. K., Cabral, J. T. Frontal vitrification of PDMS using air plasma and consequences for surface wrinkling. Soft Matter. 11 (15), 3067-3075 (2015).
  30. Svitkina, T. M., Borisy, G. G. Correlative light and electron microscopy of the cytoskeleton of cultured cells. Methods in Enzymology. 298, 570-592 (1998).
  31. Franck, A., et al. Clathrin plaques and associated actin anchor intermediate filaments in skeletal muscle. Molecular Biology of the Cell. 30 (5), 579-590 (2019).
  32. Elkhatib, N., et al. Tubular clathrin/AP-2 lattices pinch collagen fibers to support 3D cell migration. Science. 356 (6343), (2017).
  33. Stokroos, I., Kalicharan, D., Van Der Want, J. J., Jongebloed, W. L. A comparative study of thin coatings of Au/Pd, Pt and Cr produced by magnetron sputtering for FE-SEM. Journal of Microscopy. 189, 79-89 (1998).

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2024 MyJoVE Corporation. All rights reserved