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Biology

Imagerie à monture entière pour visualiser et quantifier la structure, la morphologie et l’organisation des lentilles périphériques

Published: January 19th, 2024

DOI:

10.3791/66017

1Department of Biological Sciences, University of Delaware, 2School of Optometry and Vision Science Program, Indiana University, 3Department of Biomedical Engineering, University of Delaware
* These authors contributed equally

Les protocoles actuels décrivent de nouvelles méthodes d’imagerie à monture entière pour la visualisation des structures périphériques du cristallin oculaire avec des méthodes de quantification d’image. Ces protocoles peuvent être utilisés dans le cadre d’études visant à mieux comprendre la relation entre les structures à l’échelle microscopique des lentilles et le développement/la fonction des lentilles.

Le cristallin oculaire est un tissu transparent et flexible qui modifie sa forme pour focaliser la lumière à différentes distances sur la rétine. Mis à part une membrane basale entourant l’organe, appelée capsule, le cristallin est entièrement cellulaire composé d’une monocouche de cellules épithéliales sur l’hémisphère antérieur et d’une masse en vrac de cellules de fibres de cristallin. Tout au long de la vie, les cellules épithéliales prolifèrent dans la zone germinative à l’équateur du cristallin, et les cellules épithéliales équatoriales migrent, s’allongent et se différencient en cellules fibreuses nouvellement formées. Les cellules épithéliales équatoriales modifient considérablement la morphologie, passant de cellules en forme de galets emballées au hasard à des cellules alignées en forme d’hexagone formant des rangées méridiennes. Les cellules de fibres de lentilles nouvellement formées conservent la forme hexagonale des cellules et s’allongent vers les pôles antérieur et postérieur, formant une nouvelle coquille de cellules qui se superposent aux générations précédentes de fibres. On sait peu de choses sur les mécanismes qui conduisent à la remarquable morphogenèse des cellules épithéliales du cristallin en cellules fibreuses. Pour mieux comprendre la structure, le développement et la fonction des lentilles, de nouveaux protocoles d’imagerie ont été développés pour imager les structures périphériques à l’aide de montures entières de lentilles oculaires. Ici, les méthodes permettant de quantifier l’épaisseur de la capsule, la surface des cellules épithéliales, la zone et la forme du noyau cellulaire, l’ordre et l’emballage des cellules de la rangée méridionale et la largeur des cellules des fibres sont présentées. Ces mesures sont essentielles pour élucider les changements cellulaires qui se produisent au cours de la croissance du cristallin tout au long de la vie et comprendre les changements qui se produisent avec l’âge ou la pathologie.

Le cristallin oculaire est un tissu flexible et transparent situé dans la région antérieure de l’œil qui a pour fonction de focaliser finement la lumière sur la rétine. La capacité de l’objectif à fonctionner peut être attribuée, en partie, à son architecture complexe et à son organisation 1,2,3,4,5,6. Autour du tissu du cristallin se trouve la capsule, une membrane basale essentielle au maintien de la structure du cristallin et des propriétés biomé....

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Les souris sont hébergées dans l’animalerie de l’Université du Delaware, maintenue dans un environnement exempt d’agents pathogènes. Toutes les procédures sur les animaux, y compris l’euthanasie par inhalation de CO2 , ont été effectuées conformément aux protocoles sur les animaux approuvés par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’Université du Delaware.

1. Préparation et imagerie de l’ensemble de la montur.......

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Capsule antérieure du cristallin, zone des cellules épithéliales et zone nucléaire
Pour analyser l’épaisseur de la capsule de lentille, nous avons coloré des capsules de lentilles, en lentilles vivantes ou fixes, avec WGA. Nous avons identifié les cellules épithéliales du cristallin en marquant les membranes avec tdTomato dans les lentilles vivantes (Figure 2A), ou par coloration à la rhodamine-phalloïdine pour la F-actine au niveau des membranes cellulaires .......

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Les protocoles décrits permettent une visualisation à haute résolution spatiale des structures et des cellules périphériques du cristallin dans les régions antérieures et équatoriales du cristallin. Dans cette étude, des méthodes de visualisation des structures périphériques des lentilles à l’aide de lentilles intactes (vivantes ou fixes) où l’architecture globale des lentilles 3D est préservée ont été présentées. De plus, des méthodes simples d’analyse morphométrique quantitative à l’aide .......

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Ces travaux ont été soutenus par la subvention R01 EY032056 du National Eye Institute à CC et R01 EY017724 à VMF, ainsi que par le National Institute of General Medical Sciences sous le numéro de subvention P20GM139760. S.T.I a été soutenu par le NIH-NIGMS T32-GM133395 dans le cadre du programme de formation prédoctorale Chemistry-Biology Interface, et par une bourse de bourses d’études supérieures de l’Université du Delaware.

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NameCompanyCatalog NumberComments
3 mm Biopsy PunchAcuderm IncNC9084780
AgaroseApex BioResearch Products20-102GP
Antimycotic/AntibioticCytivaSV30079.01
Bovine Serum Albumin (Fraction V)Prometheus25-529
Delicate task wipesKimwipe
Glass bottomed dish (Fluorodish)World Precision InternationalFD35-100
Hoescht 33342Biotium40046
Laser scanning confocal Microscope 880Zeiss
MatTek Imaging DishMatTek Life SciencesP35G-1.5-14
Paraformaldehyde Electron Microscopy Sciences100503-917
PBSGenClone25-507B
Phenol red-free medium 199Gibco11043023
Rhodamine-PhalloidinThermo Fisher00027
Triton X100Sigma-Aldrich11332481001
WGA-640BiotiumCF 640R

  1. Gokhin, D. S., et al. Tmod1 and CP49 synergize to control the fiber cell geometry, transparency, and mechanical stiffness of the mouse lens. PLoS One. 7 (11), e48734 (2012).
  2. Cheng, C., et al. Age-related changes in eye lens biomechanics, morphology, refractive index and transparency. Aging (Albany NY). 11 (24), 12497-12531 (2019).
  3. Cheng, C., et al. Tropomodulin 1 regulation of actin is required for the formation of large paddle protrusions between mature lens fiber cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 57 (10), 4084-4099 (2016).
  4. Parreno, J., Cheng, C., Nowak, R. B., Fowler, V. M. The effects of mechanical strain on mouse eye lens capsule and cellular microstructure. Mol Biol Cell. 29 (16), 1963-1974 (2018).
  5. Sindhu Kumari, S., et al. Role of Aquaporin 0 in lens biomechanics. Biochem Biophys Res Commun. 462 (4), 339-345 (2015).
  6. Martin, J. B., et al. Arvcf dependent adherens junction stability is required to prevent age-related cortical cataracts. Front Cell Dev Biol. 10, 840129 (2022).
  7. Danysh, B. P., Duncan, M. K. The lens capsule. Exp Eye Res. 88 (2), 151-164 (2009).
  8. Mekonnen, T., et al. The lens capsule significantly affects the viscoelastic properties of the lens as quantified by optical coherence elastography. Front Bioeng Biotechnol. 11, 1134086 (2023).
  9. Fincham, E. F. The function of the lens capsule in the accommodation of the eye. Trans Optical Society. 30 (3), 101 (1929).
  10. Cheng, C., Nowak, R. B., Fowler, V. M. The lens actin filament cytoskeleton: Diverse structures for complex functions. Exp Eye Res. 156, 58-71 (2017).
  11. Bassnett, S., Sikic, H. The lens growth process. Prog Retin Eye Res. 60, 181-200 (2017).
  12. Sikic, H., Shi, Y., Lubura, S., Bassnett, S. A full lifespan model of vertebrate lens growth. R Soc Open Sci. 4 (1), 160695 (2017).
  13. Cheng, C., Ansari, M. M., Cooper, J. A., Gong, X. EphA2 and Src regulate equatorial cell morphogenesis during lens development. Development. 140 (20), 4237-4245 (2013).
  14. Sugiyama, Y., Akimoto, K., Robinson, M. L., Ohno, S., Quinlan, R. A. A cell polarity protein aPKClambda is required for eye lens formation and growth. Dev Biol. 336 (2), 246-256 (2009).
  15. Zampighi, G. A., Eskandari, S., Kreman, M. Epithelial organization of the mammalian lens. Exp Eye Res. 71 (4), 415-435 (2000).
  16. Lovicu, F. J., Robinson, M. L. . Development of the Ocular Lens. , (2011).
  17. Kuszak, J. R., Zoltoski, R. K., Sivertson, C. Fibre cell organization in crystalline lenses. Exp Eye Res. 78 (3), 673-687 (2004).
  18. Cvekl, A., Ashery-Padan, R. The cellular and molecular mechanisms of vertebrate lens development. Development. 141 (23), 4432-4447 (2014).
  19. Vu, M. P., Cheng, C. Preparation and immunofluorescence staining of bundles and single fiber cells from the cortex and nucleus of the eye lens. J Vis Exp. (196), e65638 (2023).
  20. Islam, S. T., Cheng, C., Parreno, J., Fowler, V. M. Nonmuscle myosin IIA regulates the precise alignment of hexagonal eye lens epithelial cells during fiber cell formation and differentiation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 64 (4), 20 (2023).
  21. Patel, S. D., Aryal, S., Mennetti, L. P., Parreno, J. Whole mount staining of lenses for visualization of lens epithelial cell proteins. MethodsX. 8, 101376 (2021).
  22. Parreno, J., et al. Methodologies to unlock the molecular expression and cellular structure of ocular lens epithelial cells. Front Cell Dev Biol. 10, 983178 (2022).
  23. Muzumdar, M. D., Tasic, B., Miyamichi, K., Li, L., Luo, L. A global double-fluorescent Cre reporter mouse. Genesis. 45 (9), 593-605 (2007).
  24. Zhang, Y., et al. Mouse models of MYH9-related disease: mutations in nonmuscle myosin II-A. Blood. 119 (1), 238-250 (2012).
  25. Cheng, C., Gokhin, D. S., Nowak, R. B., Fowler, V. M. Sequential application of glass coverslips to assess the compressive stiffness of the mouse lens: Strain and morphometric analyses. J Vis Exp. (111), e53986 (2016).
  26. Riedl, J., et al. Lifeact: a versatile marker to visualize F-actin. Nat Methods. 5 (7), 605-607 (2008).
  27. Lukinavicius, G., et al. Fluorogenic probes for live-cell imaging of the cytoskeleton. Nat Methods. 11 (7), 731-733 (2014).

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