Fibula Sinir Yaralanması Yöntem: Güvenilir Testi tanımak ve Test O Tamir Nöromüsküler Junctions Faktörleri

Özet

We have developed a nerve injury method to reliably examine muscle reinnervation, and thus regeneration of neuromuscular junctions in mice. This technique involves injuring the common fibular nerve via a simple and highly reproducible surgery. Muscle reinnervation in then assessed by whole-mounting the extensor digitorum longus muscle.

Özet

nöromüsküler bileşke (NMJ) yaşlanma, yaralanma ve hastalık sonucu zararlı yapısal ve fonksiyonel değişikliklere uğrar. Nedenle, bakım ve onarım NMJs katılan hücresel ve moleküler değişiklikleri anlamak için şarttır. Bu amaçla, güvenilir ve sürekli olarak farelerde NMJs rejenere incelemek için bir yöntem geliştirdik. o diz yakın gastroknemius kası tendonun lateral başının üzerinden geçerken Bu sinir yaralanması yöntemi yaygın fibula siniri ezme içerir. 70 günlük dişi fareler kullanarak, motor aksonlar 7 gün sonrası ezmek içinde önceki postsinaptik hedefleri reinnervate başlar göstermektedir. Bunlar tamamen 12 gün önceki sinaptik alanları yeniden işgal. Bu yaralanma yöntemin güvenilirliğini belirlemek için, bireysel 70 günlük dişi fareler arasında reinnervation oranları karşılaştırıldı. Biz tekrar innerve olmuş postsinaptik sitelerin sayısı 7, 9 fareler arasında benzer olduğunu buldu ve 12 gün sonrası crush. olmadığını belirlemek içinBu yaralanma deneyi, kas moleküler değişiklikleri karşılaştırmak için kullanılabilir biz kas nikotinik reseptör (y-AChR) ve kas özel kinaz (MuSK) gama alt-biriminin seviyeleri araştırılmıştır. gama-AChR alt birim ve MuSK yüksek aşağıdaki denervasyon regüle ve NMJs reinnervation aşağıdaki normal seviyelere geri oluştururlar. Biz bu genlerin ve kasların innervasyonu durumu transkript seviyeleri arasında yakın bir ilişki bulundu. Biz bu yöntem NMJ ve diğer sinaps tamir katılan hücresel ve moleküler değişiklikler anlayışımız hızlandırmak inanıyoruz.

Giriş

In young adult and healthy animals, the neuromuscular junction (NMJ) is a highly stable connection between the presynapse, the nerve ending of an α-motor axon, and the postsynapse, the specialized region of an extrafusal muscle fiber where nicotinic acetylcholine receptors (AChRs) selectively aggregate¹. The nearly perfect apposition of the pre- and post-synaptic apparatuses is necessary for proper neurotransmission, survival of α-motor neurons and muscle fibers and motor function. Unfortunately, the function of the NMJ is adversely affected by aging, diseases such as amyotrophic lateral sclerosis (ALS), autoimmune diseases and injury to muscles and peripheral nerves^2-5. These insults often result in degeneration of presynaptic nerve endings, leaving muscles denervated and significantly altering motor skills. For this reason, the identification of molecules that function to maintain and repair the NMJ has become a priority. Because peripheral nerves regenerate and reinnervate targets, peripheral nerve injury models have been used to identify molecular changes associated with regenerating NMJs.

Peripheral nerve injury models often involve either completely cutting or crushing specific nerve branches⁶. Following a cut, the endoneurial tube has to be reformed, delaying axonal regeneration and reinnervation of target cells and tissues. The severity of this type of injury also causes axons to meander away from their original path, resulting in their failure to reach original targets. This is in contrast to nerves injured via crush where the endoneurium remains contiguous, providing a path for efficient and proper regrowth of regenerating axons. It also allows axons to find and reinnervate their original muscle fiber partners. Irrespective of injury model, there are a number of cellular and molecular changes that must occur for axons to regenerate and reinnervate targets. After an injury, the nerve segment proximal to the target is broken down and removed via a process termed Wallerian Degeneration⁷. This process involves reprogramming and de-differentiation of Schwann cells into non-myelinating cells that secrete regenerative factors, clear myelin, and recruit macrophages to the site of injury⁸. Macrophages in turn complete the clearance of myelin and axonal debris, which would otherwise impede growth of the regenerating axon⁹. In parallel, motor and sensory neurons activate mechanisms needed to promote regeneration of their severed axons. Once the regenerating axon reaches the target, it must transform from a growth cone to a nerve ending capable of properly transmitting (for motor axons) or receiving (for sensory axons) information¹⁰. In this regard, alpha-motor axons undergo a series of well-orchestrated changes that culminate in their growth cone differentiating into a fully functional presynaptic nerve ending that nearly perfectly opposes the post-synaptic site on the target muscle fiber¹¹.

The sciatic, tibial and accessory nerves have been the primary choices for studying axonal and NMJ regeneration^12-14. However, there are a number of drawbacks when using these models to examine cellular and molecular changes associated with regenerating NMJs between animals and under different conditions. Firstly, the sciatic nerve supplies the majority of the muscles of the hind limb, with injury significantly limiting both movement and sensation. It is therefore not possible to use this method to study the impact of exercise alone or in combination with other factors. Additionally, the sciatic nerve is a rather thick structure and thus requires a large amount of compressive force to fully injure all axons. This in turn may result in complete transection of the more superficial axons while leaving the endoneurial tube of deeper lying axons intact, introducing significant variability in the rate and fidelity of regeneration among these axons. Complete transection of this nerve is even less desirable given that many axons will fail to reconnect with the same muscle fibers. Complicating matters, the sciatic nerve possesses intrinsic anatomic variability, both in the number and site of origin of its terminal nerve branches. It is therefore very difficult to lesion the same site. While the tibial nerve is smaller and more amenable to crush injuries, there is also no readily available landmark to serve as a lesion site for this nerve branch.

The accessory nerve branch (part of cranial nerve XI) that supplies the sternocleidomastoid muscle has also been used to study regeneration of NMJs¹⁵. This nerve is particularly attractive because NMJs in the sternocleidomastoid muscle can be more readily imaged in live animals compared to NMJs in other muscles. But similar to the sciatic and tibial nerves, there is no specific landmark that can be used to injure this nerve in the same location, limiting it as a model for comparing regeneration of NMJs among individual animals of an experimental cohort. An inconsistent lesion site introduces variability in the rates of NMJ reinnervation. Due to these shortcomings, the procedure presented here utilizes the injury of a different peripheral nerve branch to examine regenerating NMJs.

The common fibular nerve, also called the common peroneal nerve, contains many features that make it a reliable nerve to examine regeneration of NMJs between animals and across different treatments. The common fibular nerve has a predictable anatomic course as it runs over the tendon of the lateral head of the gastrocnemius muscle in the knee, the intersection serving as a stable landmark for lesions. The nerve is accessed through a small and minimally invasive incision near but anatomically segregated from the muscles of interest. The findings presented here demonstrate that regenerating motor axons begin to reform NMJs in the extensor digitorum longus (EDL) muscle 8 days after crushing the fibular nerve in 70 days old young adult female mice. Importantly, the pattern and rate of reinnervation is consistent among animals of the same age and sex and therefore provide a reliable injury model that will significantly hasten our understanding of the cellular and molecular changes required to maintain and repair NMJs.

Protokol

Tüm deneyler Virginia Tech Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi tarafından onaylanmış NIH kurallar ve hayvan protokol çerçevesinde yürütülmüştür.

Cerrahi 1. hazırlanması Hayvanlar

1. steril 1 ml insülin şırınga ile ketamin (90 mg / kg) ve deri altı enjeksiyon yoluyla inguinal ksilazin (10 mg / kg) karışımı ile fareler anestezi. Taşıyıcı çözeltisi% 0.9 tuzlu su, 17.4 mg / ml ketamin ve 2.6 mg / ml ksilazin içeren bir karışım içerir. yürürlüğe girmesi için ilaç beklerken kafeslerde geri hayvanları yerleştirin.
   Not: yükleme dozu prosedür süresince yeterli anestezi sağlamıyorsa, yükleme dozunun% 25 ek enjekte edilebilir.
2. Monitör hayvanlar sürekli solunum oranları ve uyarılma seviyelerinin uygun depresyon kontrol etmek için enjeksiyon sonrası. yeterince anestezi zaman hiçbir tepki ortaya çıkarmak gerekir bir arka ayak tutam ile uyarılma seviyesini kontrol edin.
   NOT: Bu genellikle 3-5 alır25 ila 30 g ortalama bir genç yetişkin fare için min. Hayvan de 10 dakika sonrası enjeksiyonundan sonra yanıt ise, anestezi yükleme dozunun% 25 ek enjekte edilebilir.
3. kuruluğunu önlemek için hayvanın gözlerine vazelin ve hafif mineral yağ oftalmik merhem sürün. temiz, düz bir yüzey üzerine kafes ve yerden hayvanları kaldırın. ekstremitenin sadece yanal yönünü açığa bir elektrikli saç düzeltici kullanarak pelvise ayak istenen arka ekstremite tıraş.
4. 1 dakika için traş sitesine bir kimyasal saç çıkarıcı uygulanır. El ile laboratuvar mendil kullanarak tüylerden. laboratuvar ile temizleyin depilated alan etanole batırılmış mendil.

2. Cerrahi Prosedür

1. otoklav veya başka uygun yöntem ile cerrahi aletleri sterilize edin. % 80 etanol / H ₂ 0 ile cerrahi sitesi ve cerrahi kurulu temizleyin. proviodine cerrahi siteyi dezenfekte edin. cerrahi gemide fare yerleştirin ve uzuv sınırlamalar uyum. tutmakDiz eklemi ile anatomik doğal bir pozisyonda hedef arka bacak hafifçe iç veya dış rotasyon olmadan uzatıldı.
2. Cerrahi mikroskop altında hayvan ve tahta yerleştirin. yüzeysel noktalarına özellikle kemik diz ekleminde ve tibialis anterior ve gastroknemius kaslar arasındaki sırtın palpasyon yoluyla uygun kesi sitesine yönlendirmek.
3. kavrama için genel forseps kullanırken bir neşter veya yaylı makas kullanılarak deri yoluyla yaklaşık 3 cm'lik kesi olun. Ortak fibula sinir yatan tabii dik kesi yapmak.
4. Yüzeyel fasya ile kesi Devam biceps femoris açığa ve vastus lateralis kasları. bağlayan derin fasya boyunca keserek bu kasları ayırın. Bir 1-2 cm kesilmiş yeterli olmalıdır.
5. pazı geri çekin kaudale ortak fibula siniri açığa mekanik retraktörler kullanarak kas femoris.
6. onun Inter kadar proksimal sinir Tracegastroknemius kasının lateral başının tendonu ile bölüm bulunur. Not: Poz geri kas ve deri ek manipülasyonunu gerekebilir. Bu kesişme sinir hasarı için kararlı bir dönüm noktası olarak kullanılır.
7. gastroknemyus tendonun lateral sınırına paralel bir şekilde ipuçları hizalama ince bir forseps ile sinir kavrayın. 5 saniye boyunca sabit, sabit basınç uygulayarak ortak fibula sinir Crush.
8. Cerrahi kapsamı ile görsel muayene ile sinirin tam ezmek desteklemektedir. Bu yaralanma yerinde saydam görünür. Periferik aksonların floresan proteinleri ifade fareler kullanıyorsanız, floresan yaralanma yerinde kaybolur.
9. retraktörler çıkarın ve anatomik pozisyonlarında kasları realign. 6-0 ipek sütür ile kesi kapatın. 1-3 basit kesintiye dikişler yeterlidir. Temiz bir kafes içinde bir ısıtma pedi üzerinde fare recuperating yerleştirin.
10. 2 saat sonrası opera için tüm hayvanları izlemekyon nefes ve anestezi herhangi bir olumsuz reaksiyonlara kontrol etmek için. Ameliyattan hemen kurtarma aşağıdaki subkutan inguinal enjeksiyon yoluyla buprenorfin 0.05-0.10 mg / kg bir başlangıç ​​dozunu. 3 ek doz sonraki 48 saat boyunca her 12 saatte verin. tam iyileşme sonrasında, hayvan bakım tesisine fareler dönün.

3. İzolasyon ve boyanması ekstansör digitorum longus (EDL) Kaslar

1. izofluran kullanarak hayvanların Kurban. Emici labwipes ile dolu bir 50 ml'lik bir tüp içine 0.5 ml sıvı izofluran koyun. Mühürlü 2500 ^cm3 odasında hayvan kapaksız tüp yerleştirin. maruz en az 4 dakika yeterlidir. İkili üst kapağında, ayak-tutam, ve kuyruk-tutam reflekslerinin kaybı için test her hayvan perfüzyon başlamadan önce bilinçsiz olduğundan emin olmak için.
2. Transkardiyal ilk 10 mi 0.1 M PBS ile ¹⁶ hayvan serpmek, daha sonra 0.1 M PBS (pH 7.4) içinde% 4 paraformaldehit 25 mi. Heparin (30 ünite / 20g Hayvan ağırlık) / ml) 10 birim perfüzyon sonuçları geliştirmek küçük kapiler yatak kan pıhtılaşmasını önlemek için (PBS ile ilave edilebilir.
3. karın çevresi etrafında deri yoluyla enine kesmek için makas kullanarak arka bacaklarda kapsayan cilt kaldırmak. Arka bacaklarda ve ayaklarda forseps kullanarak geçmiş cildi aşağı soyun.
4. kavrayarak ve forseps ile soyulması ile arka bacaklarda yüzeysel kaplamasını çıkarın. Periferik aksonların floresan proteinleri ifade fareler kullanıyorsanız, 50 ml'lik tüplerde% 4 PFA gecede bütün fareler sonrası düzeltmek. PBS ile üç kez yıkayın.
   Not: Sabit farenin 4 ° C'de PBS içinde saklanabilir. Değilse, bu adımı atlayın ve post-sabitleme hayvanlar olmadan 3,6 adıma geçin.
5. Mümkün olduğunca sağlam proksimal ve distal tendon tutmak için emin olmak, fare arka bacaklarda EDL kasları ¹⁸ parçalara ayır.
6. en az 1 saat süre ile (1 x PBS,% 0.5 Triton X-100,% 3 BSA ve% 5 keçi serumu ihtiva eden) blokaj tamponunda EDS kasları inkübe edin.
olarak sinir lifi (1.000 1) ihtiva eden tüpler içinde, motor aksonları ve sinir terminalleri, bir yer kasları görselleştirmek için. kasları 1x PBS ile üç kez 10 dakika her biri bir zaman yıkayın. Not: Periferik aksonların floresan proteinleri (XFP) ifade fareler kullanılarak bu adımı atlayın.
7. tam NMJ innervasyonundan bir pozitif kontrol olarak EDL yaralanmamış karşı taraf Leke. Negatif kontroller, 4 gün sonrası yaralanma, NMJ tamamen Denerve bir zaman noktasında elde edilen bir EDS, hem de yalnızca sekonder antikor ile boyanmış bir EDL içermelidir.
8. 1 gün sinir lifi ve synaptotagmin-2 algılamak için uygun floresan etiketli sekonder antikor ile kasları kuluçkaya yatmaktadır. kasları 1x PBS ile üç kez 10 dakika her biri bir zaman yıkayın. Not: Bu adım adım 3.10 ile birlikte yapılabilir. Periferik aksonların floresan proteinleri ifade fareler kullanılarak bu adımı atlayın.
9. postsy görselleştirmek içinNMJ naptic bölgesi, 5 ug / ml, en az 2 saat boyunca blokaj tamponu içinde seyreltilmiş Alexa-555 konjuge alfa bungarotoxin kasların inkübe edin. kasları 1x PBS ile üç kez 10 dakika her biri bir zaman yıkayın.
10. pozitif yüklü cam slaytlar üzerinde tüm kasları monte etmek için, slayt üzerinde orta montaj dayalı gliserol birkaç damla ekleyin ve lamel ile kaplayın, slayt doğrudan kas yerleştirin. kas düzleştirmek için slayt karşı lamel basın. slayt ve lamel kullanarak laboratuvar mendil çevresinden montaj medya kapalı ıslatın. lamel ve slayt arasındaki kenarları mühür oje sürün.

4. Görüntüleme ve Veri Analizi

1. NMJs, görüntü 488, 555 ve 633 nm ışık heyecanlandırmak ve 20X ve 40X hedefleri ile yayılan ışığı yakalamak için donatılmış bir konfokal lazer tarama mikroskobu kullanılarak EDL kas yapısını analiz etmek.
2. Bütün NMJs görselleştirmek için, optik sn maksimum intensite projeksiyon görüntüler oluşturmakleri ayrı NMJ en yüksek görünen bölgeler düşük uzanan 1 mikron 2 aralıklı. piyasada mevcut görüntüleme yazılımı kullanarak maksimum yoğunluk projeksiyonlar oluşturun.
3. 1) Tamamen Denerve = postsinaptik sitesi akson ve AChRs arasında akson ile temas,% 5'ten az ko tamamen yoksun: olarak reinnervation oranlarını belirlemek için, NMJs sınıflandırır. 2) Kısmen innerve = akson kısmen akson ve AChRs arasındaki postsynapse,% 5-95 ko çakışıyor. 3) Tüm innervasyonu = öncesi ve sonrası sinaps arasında neredeyse mükemmel appozisyon, akson ve AChRs arasında% 95'ten fazla ko. görüntüleme düzlemine dik yalan veya tamamen görüntüde görselleştirilemediği NMJs hariç. Not: Tüm bu deneyler, en az 3 hayvan ve hayvan başına 50 NMJs incelenmiştir. Sonuçlar 0,05'ten P değerine sahip bir öğrenci t-testi kullanılarak anlamlı kabul edildi.
4. operatörü kör, ayrı bireyler yapabilirCerrahi ve resim analizi. tedavi gruplarının bilgisi olmadan, analizörü NMJ puanlama ile objektif olabilir. Seçenek olarak ise, resim, randomize ve kaynak hayvan bilgisi olmadan analiz için operatöre sunulabilir.

5. Nicel PCR

1. izofluran ve servikal dislokasyon kullanarak hayvanların Kurban. Cildi ve 3.3 adıma göre bacak kaslarını örten yüzeyel fasya çıkarın. tibialis anterior ve 3.4 adıma göre EDL kasları parçalara ayır.
2. Flaş sıvı nitrojen üzerinde 1.5 ml tüp bütün tibialis anterior ve EDS kasları donma. kısmen sıvı azot içine daldırıldığında, bir ön-soğutulmuş havan içinde tüp ve yerden doku çıkarın. bir havan ve havan tokmağı kullanılarak ince bir toz haline dondurulmuş kas öğütün.
3. Bir ticari olarak temin edilebilen RNA ekstraksiyon reaktifi içine donmuş kas tozu çözmek ve ticari olarak temin edilebilen bir kit üreticisinin I'e göre olan RNA ekstraksiyonu ve genomik DNA giderme gerçekleştirmeknstructions.
4. üreticinin talimatlarına göre bir ticari olarak temin edilebilir ters transkriptaz karışımı ile ters transkripsiyon gerçekleştirin.
5. qPCR uygun temizlik genler kullanılarak ticari olarak mevcut bir kit kullanılarak gerçekleştirin (malzeme tabloya bakınız). (Malzeme tabloya bakınız) PCR yürütmek için piyasada mevcut olan kantitatif PCR termal döngü kullanın.
6. 58 ° C olarak ayarlandı tavlama sıcaklığı. Taq polimeraz / SYBR yeşil karışımı imalatçısının şartnamesine ek bisiklet parametrelerini ayarlamak. Primer özgüllük için test dimer oluşumunu astar 95 ° C ila 65 ° C ila 0.5 ° C artan artar oluşan termal döngü programına bir son erime eğrisi aşamasını içerir.
7. Kontrol geni olarak 18S RNA kullanılarak ^ΔΔCT yöntem ^21-2 göreceli mRNA ekspresyon seviyelerini belirlemek.

Sonuçlar

Ortak fibula sinir, aynı zamanda, peroneal sinir olarak adlandırılan bacak (Şekil 1A) ön yönüne fibula başının etrafında sallanır popliteal fossada yukarıdaki siyatik sinirin, doğar. yüzeysel ve derin fibula sinir içine dalları birbirine ayak ve ayak dorsifleksör tedarik (anterior tibialis, extensor digitorum longus ve brevis ve ekstansör halluces longus kasları) ve ayağın everters (peroneus kaslar) Orada olmuyor. Bu sinir de ayak ve bacağın alt y...

Tartışmalar

Bu yazıda sunulan yöntem nöromüsküler kavşaklar (NMJ) tamir katılan mekanizmaları tanımlamak için benzersiz fırsatlar sunar. o diz yakın gastroknemius tendonu üzerinden geçerken Bu yöntem yaygın fibula siniri ezme içerir. Bir forseps ile sinir sıkışmasının sadece 5 saniye sonra, tam bir dejenerasyonu yaralanması 4 gün sonra belirtilen olduğunu göstermektedir. genç yetişkin farelerde, alfa-motor aksonlar 12 gün yaralanmamış farelere olanlardan ayırt edilemez presinaptik sitelerin Reformasy...

Malzemeler

Name	Company	Catalog Number	Comments
Ketamine	VetOne	501072
Xylazine	Lloyd Inc.	003437
Buprenorphine	Zoopharm	1Z-73000-150910
Nair	Nair
Kim-wipes	Kimtech	34155
Electric Razor	Braintree Scientific	CLP-64800
80% EtOH/H20
10% Proviodine
1 ml Insulin Syringe
Spring Scissors	Vannas	91500-09
No. 15 scalpel	Braintree Scientific	SSS 15
#5 Forceps	Dumont	11252-00
6-0 silk suture on reverse cutting needle	Suture Express	752B
Rodent Heating Pad	Braintree Scientific	AP-R-18.5
Alexa 555 conjugated alpha-BTX	Molecular Probes	B35451
Vectashield	Vector Labs	H-1000
Olympus Stereo Zoom Microscope	Olympus	562037192
Zeiss 700 Confocal Microscope	Zeiss
Variable-flow peristaltic perfusion pump	Fisher Scientific	13-876-3
Aurum Total RNA Mini Kit	Bio-Rad	7326820
Bio-Rad iScript RT Supermix	Bio-Rad	1708840
SsoFast Evagreen Supermix	Bio-Rad	1725200
Bio-Rad CFX96	Bio-Rad	1855196
Puralube Vet ointment	Puralube	1621
Synaptotagmin-2 antibody	Antibodies-Online	ABIN401605
Neurofilament antibody	Antibodies-Online	ABIN2475842