Biz ekipman kurulum yardım için DEP harekete ve Mitchell Collens trifurcating kanalları sağlamak için Woo-Jin Chang takdirlerini ifade. Hibe OISE-0951647 aracılığıyla ve Hibe 99-2911-1-002-007 aracılığıyla Tayvan MGK tarafından ABD NSF tarafından desteklenmiştir.

Şekil 1A ekipman kurulumu genel şeması gösterilmiştir. PCB örnek derleme Şekil 1B kesitsel bir şemadan daha ayrıntılı. 1. PCB Elektrotlar Hazırlanması: <ol><li> Tasarım PCB istenilen geometri elektrotlar, yeknesak olmayan bir elektrik alanı oluşturur. Özelleştirilmiş PCB elektrot çipleri, ticari üretim tesisleri (Şekil 1C) aracılığıyla sipariş edilebilir. </li><li> Yazdırılan her bir metal elektrot (Şekil 1D) sonuna kadar lehim 16-gauge tel prefabriklerin PCB elektrotlar hazırlayın. <ol><li> Tel elektrodun ucuna yerleştirin. PCB metal alanda yerde tel tel ısıtmak için sıcak havyanızla tutun. </li><li> Küçük bir miktar lehim, lehim teli doldurmak için ısıtılmış tel besleyin. </li><li> Tel lehim ile doldurulduktan sonra, lehim soğutur tel yerinde tutarak havyanızla çıkarın. </li></ol></li><li> PCB (Şekil 1D) her bir elektrik bağlantısı için lehim işlemi tekrarlayın. </li></ol> 2. Mikroakışkan Kanallar hazırlayın: <ol><li> PDMS elastomer, Dow Corning 184 Sylgard polidimetilsiloksan (PDMS) tabanlı mikroakışkan kanallar kullanılarak hazırlanmıştır. Kanal tanımlayan bir ana kalıp genellikle bir silikon yonga ve SU-8 fotorezist kullanarak standart mikroimalat süreçler ile oluşturulur. </li><li> 5 dakika için 10:1 oranında sertleştirici baz bileşik karıştırın. </li><li> Sıvı PDMS prefabrik SU-8 ana kalıp üzerine dökün ve birkaç dakika süreyle vakum sıvı PDMS teşhir ederek hava kabarcıkları. Tüm kabarcıklar tamamen kaldırmak için gerekirse vakum işlemi tekrarlayın. </li><li> PDMS 70 ° C de 2 saat süreyle Cure. </li><li> Gofret gofret kırmak için dikkatli bir jilet ile mikroakışkan kanalları, PDMS levha çıkarın. </li><li> Punch mikroakışkan cihazın içine sıvı ve hücreler tanıtmak için delikleri. (Not: Şırınga pompalama, yerçekimi ya da yüzey-gerilim tabanlı akış DEP ile kullanılabilir.) </li><li> Toz ve enkaz sağlamak için mikroakışkan cihazı kontrol edin. Temizleme PDMS 3M Scotch Magic Tape kullanarak kolayca elde edilebilir. </li><li> Plazma bağı temiz bir No.0 kalınlığı (80-130 mikron) lamel PDMS mikroakışkan kanalları. Lamel mikroakışkan montaj için 100 ° C&#39;de en az 15 dakika ısıtın. </li></ol> 3. Düşük iletkenlik Ortam hazırlayın: <ol><li> Düşük iletkenlik medya% 8.5 sakkaroz karıştırma tarafından hazırlanan deiyonize (DI) su +% 0.3 glikoz (w / v) 1 Not: Daha önce, kısa bir süre (yaklaşık 30 dk) düşük iletkenlik maruz sonra hücreleri, geleneksel hücre kültür ortamı gün kültüre olduğunu göstermiştir 11. </li></ol> 4. PCB Elektrotlar üstüne mikroakışkan Kanallar birleştirin: <ol><li> PCB ve lamel arasında sıkı bir temas sağlamak için mineral yağ PCB üzerine küçük bir miktar (yaklaşık 10 mcL) yerleştirin. Not: azalan elektrot görselleştirme için isteğe bağlı adım siyah kalıcı bir kalem ya da boya kat PCB yüzeyi çok ince bir tabaka ile. </li><li> Yağı (lamel aşağı) ile lamel oluşturan kişi ile yağlanmış PCB üzerine lamel mikroakışkan kanal montajı, yerleştirin. Iyi bir temas sağlamak için lamel mikroakışkan montaj hafifçe bastırın ve hava kabarcıkları hücre ve boncuk görselleştirme uzaklaştıran en aza indirmek için. Tamamlanmış cihazın bir örneği Şekil 1D gösterilmiştir. </li></ol> 5. Sıralama ve DEP kullanma Boncuk ve Hücreleri Konsantre: <ol><li> Mikroakışkan DI su veya düşük iletkenlik medya kanalları doldurun; plazma Yapıştırma işlemi geçici olarak normal hidrofobik PDMS yüzeyi hidrofilik yaparak mikroakışkan kanal içine sulu çözeltiler kolay yükleme kolaylaştırır. </li><li> Kanal rezervuar (Şekil 1C) hücre ve / veya polistiren boncuklar tanıtın. Burada insan kolon adenokarsinomu (HT-29) hücreleri kullanın. </li><li> Bir fonksiyonu jeneratör AC güç amplifikatörü giriş çıkışını bağlayın, sonra elektrot telleri amplifikatör çıkışını. Şok potansiyel maruz kalma kullanıcıları korumak için tüm elektrik kabloları elektrik bandı ile kurulum ve yüzeyler örtün. Ekipman kurulum şematik diyagramı Şekil 1A gösterilmiştir. </li><li> 1.0-1.5 MHz bir sinüs dalga çıkışı üretmek için fonksiyon jeneratörü ayarlayın. PCB 80-100V bir çıkış üretmek için RF güç amplifikatörü çıkış genliği ayarlanabilir olmalıdır. Bu çalışmada RF güç amplifikatörü 220-330 mV civarında bir giriş gerilimi gerektirir. Laminer akış hızı, ayrı hücreler ve boncuklar, hedef kanal (genişliği W = 100 mm (genişliği w = 100 mm, yüksekliği h = 27 mm) ana kanal içindeki hücreler ve boncuk taşımak için DEP gücü ile uyumlu olmalıdır , yüksekliği h = 27 mikron). Dikkat: m belirlemek için PCB üreticisi danışınaximum çalışma gerilimleri, PCB aşırı ısınması ya da erime gibi sorunları önlemek için. Güvenli çalışma ayarlarını belirlemek için ekipman üreticileri fonksiyon jeneratör ve güç amplifikatörü üreticileri için özelliklerini kontrol edin. </li><li> DEP tür hücreleri ve boncuklar başlatın. Polistiren boncuklar belirtilen frekanslar içinde düzgün olmayan elektrik alan bir negatif-DEP deneyimi ise Hücreler, olumlu bir-DEP deneyim. Bu DEP-force-aktive bioactuation ve elektrotlar olarak, uygun fiyatlı ve yeniden kullanılabilir PCB kullanarak mikroakışkan cihazlar içinde hücreler ve diğer parçacıklar ayrılması sağlar. </li></ol> 6. Temsilcisi Sonuçlar: DEP tahrik hücreleri veya parçacıklar etkili olduğunda, düzgün olmayan elektrik alanları içinde sağlam bir uyum statik banyoları ya da yavaş sıvı hızları görülmektedir. Yüksek sıvı hızlarının koşullar altında, hücre veya parçacık davranış eksenel akış elektrik alanı ve akış hızı göreceli yönünü bağlıdır. Buna ek olarak, hücre ve parçacık davranışlarını da elektrik alan şiddeti ve elektrik alanı içinde olmayan homojenlik derecesine bağlıdır. Hücreleri veya parçacıkların Tipik davranışlar &#39;inci zincirleri,&#39; bisiklet, durdurduklarını, ya da torna içerir. Uzlaşma ya da ortadan kaldırmak, DEP, sıvı, zayıf elektrik alan şiddeti, aşırı akım hızları, çok kalın olan lamelleri, ya da lamel ve PCB elektrotlar arasında iletken çözümleri tuz veya diğer iyonik moleküller varlığı koşulları (örneğin, bir kırık lamel neden olabilir ) su ve mineral yağ karıştırma. Burada No.0 kalınlığı lamelleri (80-130 mikron) ve (231 mikron) bir elektrot aralığı kullanılırken, elektrik alan şiddeti kare degrade HT-29 hücreleri ve boncuk uygulanan 2 arasında olduğu tahmin ediliyor -8 için 6 -8 V 2 / mikron 3 1 DEP kuvvet statik sıvı (Şekil 2A-B), DEP tarafından manipüle parçacık, hızını ölçerek tahmin edilebilir. Mikroakışkan kanal parçacık ve yüksek viskoz ortam küçük atalet nedeniyle, hidrodinamik sürtünme kuvveti eşit olması, ancak DEP kuvveti ile ters yönde olacaktır. Düşük iletkenlik medya, ortalama boncuk hız, DEP, 93 Vpp gerilim ve 1,5 MHz ile 34,5 mm / sn. Hidrodinamik sürtünme kuvveti aşağıdaki denklemle hesaplanır. 1 F sürükle = 6πηRv 20 ortalama düşük iletkenlik medya viskozitesi η ° C 1.27 mPa • s ve boncuk yarıçapı R 7.5 mikron. Polistiren microbead hidrodinamik sürtünme kuvveti 6.19 pN olduğu tahmin edilmektedir. (Şekil 2C-F) mikroakışkan kanal içinde boncuklar harekete geçirmek için yeteneğini göstermek için, yüzey gerilimi aracılı akış kullanılarak düşük iletkenlik medya akışını başlattı. Bireysel kanallar içinde ortalama hızı 565 mm / sn (Şekil 2C) iken, tek giriş kanalı, ortalama boncuk hız, 1540 mm / sn idi. DEP başlatarak, boncuklar, yan kanal salınan olmaktan daha ziyade merkezi kanal içinde tutuldu. Böylece, bu koşullar altında, DEP güçleri iki yan kanallar içine sıvı sürtünme kuvveti üstesinden gelmek için yeterli oldu. Aynı ilke, sadece DEP elektrotlar (Şekil 2E-F) kanalları ve boncuk akış yönünü değiştirerek merkezi ince taneli donuk renkli boncukları tek bir yan kanal aktarmak için kullanılmıştır. Boncuklar trifurkasyon noktasına yaklaşırken DEP başlatılan tek bir giriş kanalı, yan metal elektrot olta balıkçılığı, boncuklar, kanalın yan yönlendirildiler. Orada, DEP güçleri laminer akış kanalı (Şekil 2F) onları aşağı itmek için yan kanallar içine bir boncuk çekmek için yeterli. Hücreleri ve polistiren boncuklar, düzgün olmayan elektrik alanlarında polarize ve tahrikli olarak yeteneklerini belirgin farklılıklar olduğundan, hücreler ve boncuklar aynı anda on-chip ayrılması, yerine getirme yeteneğini göstermek için DEP kullanır. Şekil 2E-F yapılandırılmış aynı mikroakışkan kanal yapısı ve PCB elektrotlar kullanılır, ancak tek bir giriş kanalı (Şekil 3) düşük iletkenlik medya HT-29 hücreleri ve boncuk süspansiyon tanıttı. DEP tanıtıldı ve boncuklar, sağ tarafta bireysel çıkış kanalı muhafaza ise bu koşullar altında, HT-29 hücreleri, iki sol çıkış kanalı tutuldu. Sol çıkış kanalı toplanan Burada hücrelerin karakteristik bir &#39;inci zincirleme davranış göstermektedir. Bazen bir boncuk ve hücre hücre çıkış kanalları sık sık bir araya olan birbirine bağlı hale gelir. Bu deneydenal veri, biz 713 dakikada partiküller (hücre ve boncuklar) veya eşdeğeri, 20 dakika içinde 14.260 hücre ve boncuk sıralama oranını belirlemek. Alınan hücreler ve boncuk sayısı, moleküler biyoloji, görüntüleme, biyokimyasal ve lab-on-a-chip uygulamaları için uygun ve yararlı. <img src="/files/ftp_upload/2545/2545fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1. Mikroakışkan kanallarda hücreler ve parçacıklar PCB tabanlı DEP (A), DEP tabanlı harekete için ekipman kurulumu, elektrik sinyali frekans ve genlik tanımlamak için bir fonksiyon jeneratörü ile başlar, daha sonra bir güç amplifikatörü sinyal gücünü artırmak için PCB üzerinde oluşturulan elektrik alanı. (B) örnek harekete mikroakışkan cihaz montaj, geri dönüşümsüz bir hayır bağlı PDMS mikroakışkan kanal oluşur. 0 kalınlığı lamel (80-130 mikron), oksijen plazma ile iletken olmayan medya hücre ve / veya boncuklar yıkanmak için. (C) PCB elektrotlar Burada kullanılan elektrotlar güçlü bir düzgün olmayan elektrik alan oluşturmak için interdigitated iki bölge oluşur. (D) tamamlanmış cihaz, tek bir lamel trifurcated mikroakışkan cihaz ile bir PCB, içerlek elektrot telleri ile tüm cihaz gösterir. (CD) ölçeği için, PCB ölçümleri 8.4 cm (l), 2.1 cm (w), 5 mm çapında elektrot ile. <img src="/files/ftp_upload/2545/2545fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> Şekil 2. DEP harekete öncesi ve sırasında kanallarda hücre ve boncuk Temsilcisi görüntüler. Laminer akış olmadan PDMS mikroakışkan kanal, (zaman, 1.23 sn lapsed) içinde iletkenliği düşük bir medya çözümü (A) 15 mikron floresan polistiren boncuklar. (B) DEP başlatılması üzerine, boncuk PCB elektrot desenleri (siyah çizgiler) doğru değil, elektrotlar (zaman, 8,18 sn lapsed) arasında göç ederler. (C) altında aynı kanallarda laminer akış Boncuk üç ayrı kanal (zaman, 5.3 sn lapsed) arasında bölünmüş; DEP başlatıldığında (D), boncuk (zaman lapsed, 4.3 orta kanal akışı harekete geçirilir sn.) (E) PCB elektrotlar kanallarının yönünü değiştirerek, boncuk farklı DEP yerine merkezi bir kanal kullanarak (D) gösterildiği gibi yan kanallar (F) yönlendirilmiş olabilir. (EF) lapsed Zaman sırasıyla 8.23 ​​sn ve 5.16 sn. Tüm ölçekli bar = 100 mikron. <img src="/files/ftp_upload/2545/2545fig3.jpg" alt="Şekil 3" /> Şekil 3. Önce DEP, insan kolon adenokarsinomu karışık bir çözüm (HT-29) 3 ayrı çıkış kanalı tek bir kanal hücreleri ve boncuk akışını başlatarak DEP harekete öncesi ve sırasında kanalları (AB) hücreler ve boncuklar Temsilcisi görüntüler . Açık ok laminar akış ve kanallar yönünü yönelim ve açıklama için kesik çizgiler ile belirtilmiştir tanımlar. Olarak tanıtılır (CD) indükleyici DEP, boncuk ve hücrelerin seçici ayrı kanal içine harekete geçirilir. HT-29 hücreleri boncuk sağ kanal çıkmak ise merkez ve sol kanal çıkın. DEP çalıştırma sırasında, boncuk ve hücrelerin karakteristik inci zincirleme görülmektedir. (A, C) Diferansiyel hücreleri ve mikro boncuklar Girişim Kontrast görüntüleme boncuklar kolayca görülebilir hale getirir. Aynı DIC görüntüleri (A, C) Glow ölçekli yoğunluğu görüntüleri (B, D) kanallar hücre görselleştirme artırmak. Yansıtıcı metal elektrot ((A, C) ışık şerit ve (B, D), sarı ve yeşil) mikro elektrotlar etkili DEP tabanlı harekete hizalayarak için önemli bir dönüm noktası sağlar. Ölçek bar = 100 mm.

<ol>
	<li>Park, K., Suk, H. J., Akin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dielectrophoresis-based+cell+manipulation+using+electrodes+on+a+reusable+printed+circuit+board.">Dielectrophoresis-based cell manipulation using electrodes on a reusable printed circuit board.</a> Lab Chip. 9, 2224-2224 (2009).</li><li>Nilsson, J., Evander, M., Hammarstrom, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=+et+al.,+Review+of+cell+and+particle+trapping+in+microfluidic+systems."> et al., Review of cell and particle trapping in microfluidic systems.</a> Anal. Chim. Acta. 649, 141-141 (2009).</li><li>Fu, A. Y., Chou, H. P., Spence, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+integrated+microfabricated+cell+sorter.">An integrated microfabricated cell sorter.</a> Anal. Chem. 74, 2451-2451 (2002).</li><li>Rhee, S. W., Taylor, A. M., Cribbs, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=External+force-assisted+cell+positioning+inside+microfluidic+devices.">External force-assisted cell positioning inside microfluidic devices.</a> Biomed. Microdevices. 9, 15-15 (2007).</li><li>Zhang, H., Liu, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+tweezers+for+single+cells.">Optical tweezers for single cells.</a> J. R. Soc. Interface. 5, 671-671 (2008).</li><li>Hunt, T. P., Westervelt, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dielectrophoresis+tweezers+for+single+cell+manipulation.">Dielectrophoresis tweezers for single cell manipulation.</a> Biomed. Microdevices. 8, 227-227 (2006).</li><li>Vahey, M. D., Voldman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+equilibrium+method+for+continuous-flow+cell+sorting+using+dielectrophoresis.">An equilibrium method for continuous-flow cell sorting using dielectrophoresis.</a> Anal. Chem. 80, 3135-3135 (2008).</li><li>Burgarella, S., Bianchessi, M., Merlo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Modular+Platform+for+Cell+Characterization,+Handling+and+Sorting+by+Dielectrophoresis.">A Modular Platform for Cell Characterization, Handling and Sorting by Dielectrophoresis.</a> Cytometry A. 77A, 189-18 (2010).</li><li>Shafiee, H., Sano, M. B., Henslee, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+isolation+of+live/dead+cells+using+contactless+dielectrophoresis+(cDEP).">Selective isolation of live/dead cells using contactless dielectrophoresis (cDEP).</a> Lab Chip. 10, 438-438 (2010).</li><li>Vahey, M. D., Voldman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-Throughput+Cell+and+Particle+Characterization+Using+Isodielectric+Separation.">High-Throughput Cell and Particle Characterization Using Isodielectric Separation.</a> Anal. Chem. 81, 2446-2446 (2009).</li><li>Park, K., Jang, J., Irimia, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Living+cantilever+arrays'+for+characterization+of+mass+of+single+live+cells+in+fluids.">Living cantilever arrays' for characterization of mass of single live cells in fluids.</a> Lab Chip. 8, 1034-1034 (2008).</li><li>Gomez-Sjoberg, R., Morisette, D. T., Bashir, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impedance+microbiology-on-a-chip:+Microfluidic+bioprocessor+for+rapid+detection+of+bacterial+metabolism.">Impedance microbiology-on-a-chip: Microfluidic bioprocessor for rapid detection of bacterial metabolism.</a> J. Microelectromech. Syst. 14, 829-829 (2005).</li><li>Li, H. B., Zheng, Y. N., Akin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+and+modeling+of+a+microfluidic+dielectrophoresis+filter+for+biological+species.">Characterization and modeling of a microfluidic dielectrophoresis filter for biological species.</a> J. Microelectromech. Syst. 14, 103-103 (2005).</li></ol>

Mikroakışkan cihazlar Hücre düzenleme, sıralama veya tek hücre seçici yerleşimi veya nüfus çalışmaları için tercih edilir. 2 Laminer akış mikroakışkan cihazlar içinde hücreleri manipüle etmek için vana ve pompalar ile birlikte kullanılır . Ancak, bu yöntemlerin tek başına zorlu ve detaylı imalat süreçleri ve beceriler gerektiren 3 Santrifüj hücre yerleşimi, ancak eş zamanlı görüntüleme, bir meydan okuma taleplerini basitleştirmek; istenen manipülasyonlar tasarımı ve etkileri göz önüne alındığında ayrıca, santrifüj için kanal mimari dikkatle göz önüne olmalıdır. merkezcil kuvvetler 4 Lazer cımbız hücre yerleşimi için kullanılan olabilir ama yöntem pahalı ve yüksek verimli hücre sıralama için uygun değildir. Ancak 5 DEP, &quot;elektrik cımbız&quot; etkin hücre yerleştirilmesi, karakterizasyonu için etkili bir sistem olarak ortaya olmuştur ve manipülasyon. 6,7 Özellikle, DEP, canlı ve ölü hücreleri-çip işleme, 7-10 ve hücre kütlesi ölçümü için rezonans sensörler toplama hücreler için hücre seçici yakalama ve sıralamak için kullanılır olmuştur. 11 Daha önce DEP artırarak olduğunu göstermiştir kuvveti, bakteri ya da akışkan sürtünme kuvveti üzerinde boncuk çip üzerinde konsantrasyon ve polistiren boncuklar ve Listeria monocytogenes V7 yakalama yapılabilir. E. 12 Karışık popülasyonları coli ve L. monocytogenes bakteri ve DEP darbeler yoluyla açığa çıkabilir. Ayrıca, büyük parçacıkları farklı yakalanan ve büyük parçacık boyutu dayalı elektrotlar üzerinde yoğunlaşmış, daha küçük parçacıkların ise yakalamak değildir ama akışkan akışı ile kaldırılır. 13 DEP kuvvetler parçacıklar üzerinde akışkan sürükleyerek güçleri, üstesinden ne zaman boncuk veya hücre esir değil, akışkan akışı içinde hareket değildir. Şekil 2C gösterildiği gibi, boncuk boncuk merkezi kanal korumak için yeterli sıvı akışı merkezi bir bölgeye odaklanmış olabilir. Bu elektrik alanı içinde parçacık-parçacık etkilerin kombine etkisi nedeniyle olabilir, DEP sürükleyerek güçleri, bu arada, ya da diğer bazı tanımlanmamış etkisi daha fazla akışkan hızları. Temassız DEP yeni gelişmeler dolayısıyla DEP manipülasyon sırasında, büyük ölçüde, hücre tipleri korunması gerekli minimum alan hücre yakalama ve manipülasyon maksimize etmek için izin verir. Mikroakiskan topluluk, sıralama, toplama ve hücreleri konumlandırma 1,9 Temassız DEP teklifler söz mikroakışkan cihazlar içinde. Biz mikroakışkan cihazlar, daha fazla buluşlar ve yenilikler içinde manipülasyon artış için talep ve DEP, uygulanması ile DEP güçlerinin anlayış ve etkisini genişletmek olacağını tahmin ediyoruz. PCB ticarileştirilmesi için iyi bir platform haline hızlı bir fabrikasyon gerçekleştirme süresi ile uygun bir fiyata yüksek hacimli işlemler yoluyla imal edilir. Buna ek olarak, PCB kullanımı kolay ve bilim adamları için çip üzerinde hücre manipülasyonlar ve sıralama disiplinlerin bir dizi erişilebilir. PCB elektrot düzenini tasarlarken, göz istenilen partikül / hücre yörünge verilmelidir. Değerlendirilmek üzere önemli faktörler, partikül büyüklüğü ve tipi (boncuk ve / veya hücre), hücre tipi, Mikrokanallı boyutu, akış hızı, elektrot aralığı (elektrik alan şiddeti belirler), lamel kalınlığı ve sıvı iletkenliği sayılabilir. Bu faktörler, parçacık ya da hücre ve sonuçta ayrılması verimliliği işlemek için kuvvet gerekli ve kullanılabilir etkiler. Burada sunulan protokol Microsphere ve hücre ayrımı için DEP başlatmak için etkili bir kurulum göstermektedir. Potansiyel uygulamalar için, kullanıcılar hücreleri ve boncuklar için istenen akış yolları, elektrot yanı sıra desenleri ile her uygulama için verimliliği optimize etmek için mikroakışkan kanal tasarım mimarisi ile eşleşmesi gerekir. Elektrot aralığı ve lamel kalınlığı mikroakışkan kanal düzenini tasarlarken daha önce bildirilen kurallarına göre kullanılabilir. 1 Iletkenlik ve geçirgenlik, hücre / parçacık ve çevresindeki medya hücreleri sağlam tutarken, olumlu ya da olumsuz DEP kolaylaştırmak için yeterli farklı olmalıdır. Polarite küresel bir parçacık için DEP DEP gerilim frekans ω aşağıdaki Clausius-Mosotti faktör karmaşık bir değeri gerçek bir parçası tespit edilebilir. <img src="/files/ftp_upload/2545/2545eq1.jpg" alt="Denklem 1" /> Denklem 1 Bu denklemde ε, geçirgenlik, σ iletkenlik, ve ε karmaşık geçirgenlik. Indisler p ve msırasıyla, parçacık ve medya göstermektedir. Bir hücre medya daha yüksek bir geçirgenlik vardır, ya da gerçek bir parçası Clausius-Mosotti faktörünün pozitif hale geldiğinde, parçacık çevresindeki medya daha polarize olur. Düzgün olmayan bir elektrik alanı nedeniyle, parçacık kutuplaşma olmayan tekdüze hale gelir ve bu yüksek elektrik alan şiddeti ile bölgeye yönelik hücre çizer olumlu bir DEP (+ DEP) kuvveti oluşturur. Bir hücre çevresindeki medya daha düşük geçirgenlik veya Clausius-Mosotti faktör negatif olur gerçek bir parçası varsa, negatif DEP (DEP) uğrayacaktır ve hücre en az alan bölgeye doğru zorlanır. Hücre ve medya yaklaşık olarak aynı kompleks dielektrik varsa, hiçbir kuvvet hücre işlemek için oluşturulmuş olabilir. Bu nedenle, saf su, DEP parçacık manipülasyon için tercih edilen bir medya. Ancak, saf su hücre ozmotik stres önlemek için, düşük iletkenlik medya iletkenlik sabit tutmak için formüle edildi, ancak hücrelerin ozmotik stres azaltmak için ozmolarite artırmak için. Konvansiyonel hücre kültür ortamı veya fizyolojik tamponlar gibi DMEM veya PBS gibi, yüksek iletkenlik, DEP manipülasyon için uygun değildir. Biz de daha önce hücreleri, düşük iletkenlik medya kullanarak DEP ile sensörleri çekilebilir olduğunu göstermiştir. Hücre eki için kısa bir süre sonra, gün boyunca düşük iletkenlik medya hücre büyümesini desteklemek için gerekli olan hücre kültürü medya için değiştirilmelidir. 11 Deneyimlerimizden, floresan boncuk böylece boncuk yoğunluğu yaşayan ve floresanlama hücre yoğunluğu maç için bir meydan okuma olabilir, canlı hücre floresan açısından çok parlak. Hücreleri ve boncuklar hem de görselleştirme artırmak için, görüntüleme için dik bir mikroskop DIC mikroskobu kullanıldı. Hücreleri ve boncuklar görüntülemek için, kolay görüntüleme için geniş bir renk spektrumu verileri korur bir yoğunluk parlayan ölçekli görüntü, veri sundu. Böylece, faiz çalışma tasarlarken, görüntüleme parametreleri ve kaynakları dikkate alınması gerekir. Özetle, biz seçici DEP kullanma ayrı kanal içine boncuk ve hücreleri harekete geçirmek için yeteneğini göstermek. Hücre biyolojisi, biyokimya ve biyomühendislik uygulamaları için mikroakışkan kanallarının artan programı ile, DEP, hücre toplama, yerleştirme ve sıralama için arzu edilen bir seçenek. PCB elektrotlar imalat, ucuz ve rahat, elektrotlar, kullanımı kolay ve hızlı imalat DEP uygulanması için idealdir.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Sylgard 184 kit (PDMS)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Elsworth Adhesives</td>
<td>184 SIL ELAST KIT 0.5KG</td>
<td>Dow Corning Sylgard</td>
</tr>
<tr>
<td>16 awg hook-up wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Belden</td>
<td>8521</td>
<td>(Type MW) Mil-W-76C-PVC</td>
</tr>
<tr>
<td>Gold seal Cover Glass </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ted Pella</td>
<td>260320</td>
<td>No. 0 thick, 24 x 60 mm</td>
</tr>
<tr>
<td>Miltex Biopsy Punch</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VWR Scientific</td>
<td>95039-104</td>
<td>Miltex, assorted sizes</td>
</tr>
<tr>
<td>Custom PCB electrodes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bay Area Circuits </td>
<td>Custom parts</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Mineral oil</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Scientific </td>
<td>O121-1 </td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Deionized water</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>House DI water supply</td>
<td>None</td>
<td>Use filtered DI water</td>
</tr>
<tr>
<td>D-Glucose Anhydrous Granular AR</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Mallinckrodt Chemicals </td>
<td>4912-06</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Sucrose, Crystal</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> Mallinckrodt Chemicals</td>
<td>8360-06 </td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fluorescent polymer microspheres </td>
<td>&nbsp;</td>
<td> Bangs Laboratories</td>
<td> FS07F/9277</td>
<td>15&mu;m Dragon green microspheres</td>
</tr>
<tr>
<td>HT-29 cell line</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>ATCC</td>
<td>HTB-38D</td>
<td>Human colon adenocarcinoma</td>
</tr>
<tr>
<td>Typsin 0.05% EDTA</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Invitrogen </td>
<td>25300054</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Eclipse E600FN upright microscope </td>
<td>&nbsp;</td>
<td> Nikon</td>
<td>Eclipse E600FN </td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Phantom V310 High-speed imaging camera </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Phantom</td>
<td> V310</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>BX51 upright research microscope </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Olympus </td>
<td>BX51</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>SpotFlex high resolution color camera </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Diagnostic Instruments </td>
<td>FX1520</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Function generator</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Agilent </td>
<td>3325A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>RF Power amplifier</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>EIN</td>
<td>2100L</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

separating beads and cells in multi-channel microfluidic devices using dielectrophoresis and laminar flow

Mikroakışkan cihazlar hücreleri manipüle sayma, sıralama ve eğitim için hücre ölçekte dinamik akışkan bir ortam sağlayarak hücre çalışmaları gelişmiş var. Ancak, bir meydan okuma akışkan etki alanı içinde hücre manipüle kalır ve yapıcı vana ve elektrotlar için karmaşık bir imalat protokolleri gerektirir, ya da optik cımbız gibi özel ekipman gerektirir. Burada, geleneksel baskılı devre kartları (PCB), bioactuation için laminer akış alanları boncuk ve hücre manipülasyon dielectrophoresis (DEP) kullanılarak hücre temassız manipülasyon için kullanılabilir olduğunu göstermek ve çok kanallı mikroakışkan hücre ve boncuk ayrılması için cihazlar. Birincisi, biz, DEP elektrotlar ve mikroakışkan cihazların montaj, ve DEP için hücrelerin hazırlanması için protokol sunuyoruz. Sonra, polistiren boncuklar ile DEP operasyonu karakterize eder. Son olarak, çok kanallı bir mikroakışkan cihaz boncuk ve hücre ayırma temsili sonuçlar göstermektedir. Özetle, DEP mikroakışkan cihazlar içinde parçacıklar (boncuk veya hücreleri) manipüle için etkili bir yöntemdir.

Watch this Scientific Journal Video about Separating Beads and Cells in Multi-channel Microfluidic Devices Using Dielectrophoresis and Laminar Flow at JoVE.com

Separating Beads and Cells in Multi-channel Microfluidic Devices Using Dielectrophoresis and Laminar Flow

Dielectrophoresis (DEP) hücreleri manipüle etmek için etkili bir yöntemdir. Baskılı devre kartları (PCB) mikroakışkan cihazlar içinde ücretsiz cep manipülasyon için yeniden kullanılabilir, ucuz ve etkili elektrotlar sağlayabilir. PCB üzerinde lamelleri ile PDMS tabanlı mikroakışkan kanalların bir araya getirerek, çok kanallı mikroakışkan cihazlar içinde boncuk ve hücre manipülasyon ve ayrılık göstermektedir.

Çok kanallı mikroakışkan Cihazlar ayırmak Boncuk ve Hücreler Dielectrophoresis ve Laminar Flow

Microfluidic devices have advanced cell studies by providing a dynamic fluidic environment on the scale of the cell for studying, manipulating, sorting ...

separating-beads-cells-multi-channel-microfluidic-devices-using

Research

JoVE Journal

Bioengineering

27.3K Görüntüleme.  University of Illinois at Urbana-Champaign. Dielectrophoresis (DEP) hücreleri manipüle etmek için etkili bir yöntemdir. Baskılı devre kartları (PCB) mikroakışkan cihazlar içinde ücretsiz cep manipülasyon için yeniden kullanılabilir, ucuz ve etkili elektrotlar sağlayabilir. PCB üzerinde lamelleri ile PDMS tabanlı mikroakışkan kanalların bir araya getirerek, çok kanallı mikroakışkan cihazlar içinde boncuk ve hücre manipülasyon ve ayrılık göstermektedir.

Video: Separating Beads and Cells in Multi-channel Microfluidic Devices Using Dielectrophoresis and Laminar Flow

Parallel-plate Flow Chamber and Continuous Flow Circuit to Evaluate Endothelial Progenitor Cells under Laminar Flow Shear Stress

The overall goal of this method is to describe a technique to subject adherent cells to laminar flow conditions and evaluate their response to well quantifiable fluid shear stresses1.
Our flow chamber design and flow circuit (Fig. 1) contains a transparent viewing region that enables testing of cell adhesion and imaging of cell morphology immediately before flow (Fig. 11A, B), at various time points during flow (Fig. 11C), and after flow (Fig. 11D). These experiments are illustrated with human umbilical cord blood-derived endothelial progenitor cells (EPCs) and porcine EPCs2,3.
This method is also applicable to other adherent cell types, e.g. smooth muscle cells (SMCs) or fibroblasts.
The chamber and all parts of the circuit are easily sterilized with steam autoclaving. In contrast to other chambers, e.g. microfluidic chambers, large numbers of cells (&gt; 1 million depending on cell size) can be recovered after the flow experiment under sterile conditions for cell culture or other experiments, e.g. DNA or RNA extraction, or immunohistochemistry (Fig. 11E), or scanning electron microscopy5. The shear stress can be adjusted by varying the flow rate of the perfusate, the fluid viscosity, or the channel height and width. The latter can reduce fluid volume or cell needs while ensuring that one-dimensional flow is maintained. It is not necessary to measure chamber height between experiments, since the chamber height does not depend on the use of gaskets, which greatly increases the ease of multiple experiments. Furthermore, the circuit design easily enables the collection of perfusate samples for analysis and/or quantification of metabolites secreted by cells under fluid shear stress exposure, e.g. nitric oxide (Fig. 12)6.

We are describing a method to subject adherent cells to laminar flow shear stress in a sterile continuous flow circuit. The cells' adhesion, morphology can be studied through the transparent chamber, samples obtained from the circuit for metabolite analysis and cells harvested after shear exposure for future experiments or culture.

Laminer Akış Kesme Stres altında endotel progenitör hücrelerin değerlendirin Paralel plakalı Akış Odası ve Sürekli Akış Devre

The overall goal of this method is to describe a technique to subject adherent cells to laminar flow conditions and evaluate their response to well ...

Biyomühendislik

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are available for microfluidic devices using soft lithography techniques 1-3. Microfluidic devices have been used for sub-cellular imaging 4,5, in vivo laser microsurgery 2,6 and cellular imaging 4,7. In vivo imaging requires immobilization of organisms. This has been achieved using suction 5,8, tapered channels 6,7,9, deformable membranes 2-4,10, suction with additional cooling 5, anesthetic gas 11, temperature sensitive gels 12, cyanoacrylate glue 13 and anesthetics such as levamisole 14,15. Commonly used anesthetics influence synaptic transmission 16,17 and are known to have detrimental effects on sub-cellular neuronal transport 4. In this study we demonstrate a membrane based poly-dimethyl-siloxane (PDMS) device that allows anesthetic free immobilization of intact genetic model organisms such as Caenorhabditis elegans (C. elegans), Drosophila larvae and zebrafish larvae. These model organisms are suitable for in vivo studies in microfluidic devices because of their small diameters and optically transparent or translucent bodies. Body diameters range from ~10 &mu;m to ~800 &mu;m for early larval stages of C. elegans and zebrafish larvae and require microfluidic devices of different sizes to achieve complete immobilization for high resolution time-lapse imaging. These organisms are immobilized using pressure applied by compressed nitrogen gas through a liquid column and imaged using an inverted microscope. Animals released from the trap return to normal locomotion within 10 min.
We demonstrate four applications of time-lapse imaging in C. elegans namely, imaging mitochondrial transport in neurons, pre-synaptic vesicle transport in a transport-defective mutant, glutamate receptor transport and Q neuroblast cell division. Data obtained from such movies show that microfluidic immobilization is a useful and accurate means of acquiring in vivo data of cellular and sub-cellular events when compared to anesthetized animals (Figure 1J and 3C-F 4).
Device dimensions were altered to allow time-lapse imaging of different stages of C. elegans, first instar Drosophila larvae and zebrafish larvae. Transport of vesicles marked with synaptotagmin tagged with GFP (syt.eGFP) in sensory neurons shows directed motion of synaptic vesicle markers expressed in cholinergic sensory neurons in intact first instar Drosophila larvae. A similar device has been used to carry out time-lapse imaging of heartbeat in ~30 hr post fertilization (hpf) zebrafish larvae. These data show that the simple devices we have developed can be applied to a variety of model systems to study several cell biological and developmental phenomena in vivo.

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

A simple microfluidic device has been developed to perform anesthetic free in vivo imaging of C. elegans, intact Drosophila larvae and zebrafish larvae. The device utilizes a deformable PDMS membrane to immobilize these model organisms in order to perform time lapse imaging of numerous processes such as heart beat, cell division and sub-cellular neuronal transport. We demonstrate the use of this device and show examples of different types of data collected from different model systems.

Için basit Mikroakışkan Cihazlar<em&gt; In vivo</emVe&gt; Görüntüleme<em&gt; C. elegans</em&gt;,<em&gt; Drosophila</em&gt; Ve Zebra balığı

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are ...

Layer-by-layer Collagen Deposition in Microfluidic Devices for Microtissue Stabilization

Although microfluidics provides exquisite control of the cellular microenvironment, culturing cells within microfluidic devices can be challenging. 3D culture of cells in collagen type I gels helps to stabilize cell morphology and function, which is necessary for creating microfluidic tissue models in microdevices. Translating traditional 3D culture techniques for tissue culture plates to microfluidic devices is often difficult because of the limited channel dimensions. In this method, we describe a technique for modifying native type I collagen to generate polycationic and polyanionic collagen solutions that can be used with layer-by-layer deposition to create ultrathin collagen assemblies on top of cells cultured in microfluidic devices. These thin collagen layers stabilize cell morphology and function, as shown using primary hepatocytes as an example cell, allowing for the long term culture of microtissues in microfluidic devices.

The creation of functional microtissues within microfluidic devices requires the stabilization of cell phenotypes by adapting traditional cell culture techniques to the limited spatial dimensions in microdevices. Modification of collagen allows the layer-by-layer deposition of ultrathin collagen assemblies that can stabilize primary cells, such as hepatocytes, as microfluidic tissue models.

Microtissue Sabitleme için mikroakışkan Cihazlar Katman-katman Kolajen Biriktirme

Although microfluidics provides exquisite control of the cellular microenvironment, culturing cells within microfluidic devices can be challenging. 3D ...

Electrotaxis Studies of Lung Cancer Cells using a Multichannel Dual-electric-field Microfluidic Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of physiological dcEF in guiding cell movement during embryo development, cell differentiation, and wound healing has been demonstrated in many studies. By applying microfluidic chips to an electrotaxis assay, the investigation process is shortened and experimental errors are minimized. In recent years, microfluidic devices made of polymeric substances (e.g., polymethylmethacrylate, PMMA, or acrylic) or polydimethylsiloxane (PDMS) have been widely used in studying the responses of cells to electrical stimulation. However, unlike the numerous steps required to fabricate a PDMS device, the simple and rapid construction of the acrylic micro&#64258;uidic chip makes it suitable for both device prototyping and production. Yet none of the reported devices facilitate the efficient study of the simultaneous chemical and dcEF effects on cells. In this report, we describe our design and fabrication of an acrylic-based multichannel dual-electric-field (MDF) chip to investigate the concurrent effect of chemical and electrical stimulation on lung cancer cells. The MDF chip provides eight combinations of electrical/chemical stimulations in a single test. The chip not only greatly shortens the required experimental time but also increases accuracy in electrotaxis studies.

Many microfluidic devices have been developed for use in the study of electrotaxis. Yet, none of these chips allows the efficient study of the simultaneous chemical and electric-field (EF) effects on cells. We developed a polymethylmethacrylate-based device that offers better-controlled coexisting EF and chemical stimulation for use in electrotaxis research.

Bir Çok Kanallı Çift elektrik alan mikroakışkan Chip kullanarak Akciğer Kanseri Hücreleri Electrotaxis Çalışmaları

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of ...

Using Adhesive Patterning to Construct 3D Paper Microfluidic Devices

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct both planar and nonplanar 3D paper microfluidic devices. By spraying an aerosol adhesive through a metal stencil, the overall amount of adhesive used in assembling paper microfluidic devices can be significantly reduced. We show on a simple 4-layer planar paper microfluidic device that the optimal adhesive application technique and device construction style depends heavily on desired performance characteristics. By moderately increasing the overall area of a device, it is possible to dramatically decrease the wicking time and increase device success rates while also reducing the amount of adhesive required to keep the device together. Such adhesive application also causes the adhesive to form semi-permanent bonds instead of permanent bonds between paper layers, enabling single-use devices to be non-destructively disassembled after use. Nonplanar 3D origami devices also benefit from the semi-permanent bonds during folding, as it reduces the likelihood that unrelated faces may accidently stick together. Like planar devices, nonplanar structures see reduced wicking times with patterned adhesive application vs uniformly applied adhesive.

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct 3D paper microfluidic devices. This method of adhesive application forms semi-permanent bonds between layers, enabling single-use devices to be non-destructively disassembled after use and to ease folding complex nonplanar structures.

3D Kağıt mikroakışkan Cihazlar Construct Yapışkan Desenlendirme kullanma

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct both planar and nonplanar 3D paper microfluidic devices. By spraying an aerosol ...

Microfluidic Flow Chambers Using Reconstituted Blood to Model Hemostasis and Platelet Transfusion In Vitro

Blood platelets prepared for transfusion gradually lose hemostatic function during storage. Platelet function can be investigated using a variety of (indirect) in vitro experiments, but none of these is as comprehensive as microfluidic flow chambers. In this protocol, the reconstitution of thrombocytopenic fresh blood with stored blood bank platelets is used to simulate platelet transfusion. Next, the reconstituted sample is perfused in microfluidic flow chambers which mimic hemostasis on exposed subendothelial matrix proteins. Effects of blood donation, transport, component separation, storage and pathogen inactivation can be measured in paired experimental designs. This allows reliable comparison of the impact every manipulation in blood component preparation has on hemostasis. Our results demonstrate the impact of temperature cycling, shear rates, platelet concentration and storage duration on platelet function. In conclusion, this protocol analyzes the function of blood bank platelets and this ultimately aids in optimization of the processing chain including phlebotomy, transport, component preparation, storage and transfusion.

Microfluidic Flow Chambers Using Reconstituted Blood to Model Hemostasis and Platelet Transfusion In Vitro

Platelet transfusion and hemostasis was modeled using blood reconstitution and microfluidic flow chambers to investigate the function of blood banking platelets. The data demonstrate the consequences of platelet storage lesion on hemostasis, in vitro.

Mikroakışkan Akış Chambers Hemostaz ve Trombosit Transfüzyon Model Sulandırılarak Kan kullanma<em&gt; İn Vitro</em

Blood platelets prepared for transfusion gradually lose hemostatic function during storage. Platelet function can be investigated using a variety of ...

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to entry for non-specialists who would benefit greatly from the ability to develop their own microfluidic devices to address research questions. Particularly lacking has been the open dissemination of protocols related to photolithography, a key step in the development of a replica mold for the manufacture of polydimethylsiloxane (PDMS) devices. While the fabrication of single height silicon masters has been explored extensively in literature, fabrication steps for more complicated photolithography features necessary for many interesting device functionalities (such as feature rounding to make valve structures, multi-height single-mold patterning, or high aspect ratio definition) are often not explicitly outlined. 
Here, we provide a complete protocol for making multilayer microfluidic devices with valves and complex multi-height geometries, tunable for any application. These fabrication procedures are presented in the context of a microfluidic hydrogel bead synthesizer and demonstrate the production of droplets containing polyethylene glycol (PEG diacrylate) and a photoinitiator that can be polymerized into solid beads. This protocol and accompanying discussion provide a foundation of design principles and fabrication methods that enables development of a wide variety of microfluidic devices. The details included here should allow non-specialists to design and fabricate novel devices, thereby bringing a host of recently developed technologies to their most exciting applications in biological laboratories.

Multilayer microfluidic devices often involve the fabrication of master molds with complex geometries for functionality. This article presents a complete protocol for multi-step photolithography with valves and variable height features tunable to any application. As a demonstration, we fabricate a microfluidic droplet generator capable of producing hydrogel beads.

Ventilli Katmanlı mikroakışkan Cihazlar için çok adımlı Değişken Yükseklik Fotolitografi

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Fabrication of Three-dimensional Paper-based Microfluidic Devices for Immunoassays

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and directed within a layer of paper. Moreover, stacking multiple layers of patterned paper creates sophisticated three-dimensional microfluidic networks that can support the development of analytical and bioanalytical assays. Paper-based microfluidic devices are inexpensive, portable, easy to use, and require no external equipment to operate. As a result, they hold great promise as a platform for point-of-care diagnostics. In order to properly evaluate the utility and analytical performance of paper-based devices, suitable methods must be developed to ensure their manufacture is reproducible and at a scale that is appropriate for laboratory settings. In this manuscript, a method to fabricate a general device architecture that can be used for paper-based immunoassays is described. We use a form of additive manufacturing (multi-layer lamination) to prepare devices that comprise multiple layers of patterned paper and patterned adhesive. In addition to demonstrating the proper use of these three-dimensional paper-based microfluidic devices with an immunoassay for human chorionic gonadotropin (hCG), errors in the manufacturing process that may result in device failures are discussed. We expect this approach to manufacturing paper-based devices will find broad utility in the development of analytical applications designed specifically for limited-resource settings.

We detail a method to fabricate three-dimensional paper-based microfluidic devices for use in the development of immunoassays. Our approach to device assembly is a type of multilayer, additive manufacturing. We demonstrate a sandwich immunoassay to provide representative results for these types of paper-based devices.

İmmüno için üç boyutlu Paper-based mikroakışkan Cihazlar İmalat

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and ...

Polydimethylsiloxane-polycarbonate Microfluidic Devices for Cell Migration Studies Under Perpendicular Chemical and Oxygen Gradients

This paper reports a microfluidic device made of polydimethylsiloxane (PDMS) with an embedded polycarbonate (PC) thin film to study cell migration under combinations of chemical and oxygen gradients. Both chemical and oxygen gradients can greatly affect cell migration in vivo; however, due to technical limitations, very little research has been performed to investigate their effects in vitro. The device developed in this research takes advantage of a series of serpentine-shaped channels to generate the desired chemical gradients and exploits a spatially confined chemical reaction method for oxygen gradient generation. The directions of the chemical and oxygen gradients are perpendicular to each other to enable straightforward migration result interpretation. In order to efficiently generate the oxygen gradients with minimal chemical consumption, the embedded PC thin film is utilized as a gas diffusion barrier. The developed microfluidic device can be actuated by syringe pumps and placed into a conventional cell incubator during cell migration experiments to allow for setup simplification and optimized cell culture conditions. In cell experiments, we used the device to study migrations of adenocarcinomic human alveolar basal epithelial cells, A549, under combinations of chemokine (stromal cell-derived factor, SDF-1&#945;) and oxygen gradients. The experimental results show that the device can stably generate perpendicular chemokine and oxygen gradients and is compatible with cells. The migration study results indicate that oxygen gradients may play an essential role in guiding cell migration, and cellular behavior under combinations of gradients cannot be predicted from those under single gradients. The device provides a powerful and practical tool for researchers to study interactions between chemical and oxygen gradients in cell culture, which can promote better cell migration studies in more in vivo-like microenvironments.

The control of chemical and oxygen gradients is essential for cell cultures. This paper reports a polydimethylsiloxane-polycarbonate (PDMS-PC) microfluidic device capable of reliably generating combinations of chemical and oxygen gradients for cell migration studies, which can be practically utilized in biological labs without sophisticated instrumentation.

Hücre Göç Çalışmaları altında Dik Kimya ve Oksijen Gradyanların için polidimetilsiloksan-polikarbonat mikroakışkan Cihazlar

This paper reports a microfluidic device made of polydimethylsiloxane (PDMS) with an embedded polycarbonate (PC) thin film to study cell migration under ...

Development of Microfluidic Devices to Study the Elongation Capability of Tip-growing Plant Cells in Extremely Small Spaces

In vivo, tip-growing plant cells need to overcome a series of physical barriers; however, researchers lack the methodology to visualize cellular behavior in such restrictive conditions. To address this issue, we have developed growth chambers for tip-growing plant cells that contain a series of narrow, micro-fabricated gaps (~1 &#181;m) in a poly-dimethylsiloxane (PDMS) substrate. This transparent material allows the user to monitor tip elongation processes in individual cells during microgap penetration by time-lapse imaging. Using this experimental platform, we observed morphological changes in pollen tubes as they penetrated the microgap. We captured the dynamic changes in the shape of a fluorescently labeled vegetative nucleus and sperm cells in a pollen tube during this process. Furthermore, we demonstrated the capability of root hairs and moss protonemata to penetrate the 1 &#181;m gap. This in vitro platform can be used to study how individual cells respond to physically constrained spaces and may provide insights into tip-growth mechanisms.

We describe a method to investigate the capability of tip-growing plant cells, including pollen tubes, root hairs, and moss protonemata, to elongate through extremely narrow gaps (~1 &#181;m) in a microfluidic device.

İpucu büyüyen bitki hücreleri son derece küçük alanlarda uzama yeteneğini çalışmaya mikrosıvısal cihazların geliştirme

In vivo, tip-growing plant cells need to overcome a series of physical barriers; however, researchers lack the methodology to visualize cellular behavior ...