Bu araştırma (Ulusal Bilim JOD verilen Vakfı (OCE-0.623.475), SPC (OCE-0.623.534 ve 0.727.544) ve JHC (OCE-0.727.587 ve OCE-0.623.508) tarafından desteklenen ve Deniz Araştırma Ofisi tarafından JHC verilir. N000140810654). KK Devonshire Vakfı tarafından sağlanan fon ile Woods Hole Oşinografi Enstitüsü Doktora Sonrası Scholar Programı tarafından desteklenmektedir.

<ol><li> Bu yordamı başlamak için, biz bütün SCUVA bileşenleri düzgün yeterli pil gücü, kayıt bantları, (yüksek tanımlı veya HD video kamera) ve fonksiyon sahip olduğunuzdan emin olun. Ölçülecek akışını bağlı olarak, video kamera çözünürlüğü ve, dijital parçacık görüntü velosimetri (DPIV) için en iyi sonuçlar kare hızları seçin. 1,2 </li><li> O-ring oluklar ve o-ringler, temiz bir havlu ile temizleme kullanım için lazer ve kamera muhafazaları hazırlayın veya silin. Yayılım üretici eşit o-ring, o-ring gres sağlanan ve onları yerine konut oluklar. Buna ek olarak, kamera muhafazası lens lazer sac deformasyon ve işaretleri önlemek için lazer ve kamera muhafazası diyafram temizleyin. </li><li> , Hem de boş yuvaları su dolu bir küvete koyarak O-ring contaları kontrol edin. Ağırlıklı nesneler boş yuvaları yüzen batığın onları yuvalarının üstüne yerleştirilir gerekecektir. 5 ila 10 dakika sonra, küvet ve havlu kuru t yuvaları kaldırmakdışarıda diye. Muhafazalar içinde herhangi bir nem olup olmadığını kontrol edin. Ayrıca nem testinden sonra yuvaları olup olmadığını göstermek için basınç testi sırasında tek kullanımlık, kağıt nem şeritler kullanmayı düşünün. </li><li> Muhafazalar basınç testi geçtikten sonra, muhafazalar içinde SCUVA bileşenlerini yerleştirin. </li><li> Kamera muhafazası takın yüksek yoğunluklu deşarj (HID) hafif bölmeler. Işıkları doğrudan önde kamera ve operatör alanı aydınlatmak şekilde odaklı ve kolları ve kamera kontrollerinin çalışma kavrama sağlayacak şekilde karışmaz emin olun. </li><li> Düşük ışık ortamında, lazer ışını, lazer konut yüklü optik lens göre hizalı olduğundan emin olun. Düzgün hizalanmış ışık, lazer / lens kombinasyonu kamera muhafazası dik odaklı dikey bir sayfa yaratacaktır. Güvenliğiniz için, lazer sac yönünü belirlemek için, bir kağıt ısıya duyarlı sayfasını kullanabilirsiniz. </li&gt; <li> SCUVA ekleri ve sert, genişletilebilir kolu kullanarak lazer konut ve kamera muhafazası, birbirine bağlayın. Gövdelerin sıkıca bağlı olduğunu ve yuvaları birbirine saygı ile döndürmek olamayacağını olun. Bu lazer sac ölçüm boyunca kameranın görüş alanına dik odaklı kalmasını kritik öneme sahiptir. </li><li> SCUVA mevcut yetenekleri nedeniyle, ölçüm dalış sadece lazer sac ile doğal ışık girişimi önlemek için, düşük ışık yerlerde veya gece yapılan olabilir. Bu nedenle, suya girmeden önce alacakaranlıkta kadar ya da daha sonra bekleyen tavsiye ederiz. </li><li> Suya girmeden önce kamera muhafazası açın. Kamera muhafazası, kamera muhafazası, nem halinde (LED ışıkları yanıp sönüyor) görsel uyarılar sağlar yerleşik bir elektronik nem sensörü vardır. Sensör, kamera muhafazası açıkken çalışır. </li><li> Kaptırın su SCUVA ve kendiniz kullanarak aparat takınbir çizgi. Cihazın takılı sonra, SCUVA, cihazın yüzerlik özelliklerini belirlemek için bırakın. Yüzerlik özelliklerine bağlı olarak, kaldırma kuvveti köpük eklemek veya nötr yüzerlik sağlamak ve su cihazın dönüşü önlemek için bir ya da iki yuvaları ağırlıkları yol. </li><li> Sonra, lazer açın ve cihazın sabit tutun. Dalgıç dalgıç bağlı akımlarının ölçümü en aza indirmek için yeteri kadar uzatılabilir kolu kullanarak lazer yerleştirin. Hedefe yakın dalgıç bağlı mı döküldüğü herhangi bir ölçüm hatası tanıtmak ve sonraki analiz için kullanılmaz. Kamera zoom görünüm çerçeveleri hedef alan ve çevresindeki sıvıdan kadar ayarlayın. </li><li> Cihazın sabit tutarken parçacıklar keskin görünür ve odak kadar video kamera, lazer kağıda odağı. Lazer sac uçak odak sonra manuel netleme modu için kamera geçin. Bu kamera alanında görünen herhangi bir nesne refocusing önleyeceklazer sac bulanık parçacıkları, ölçüm sırasında görüntüleyebilirsiniz. </li><li> SCUVA kalibre etmek için, lazer sac bilinen boyutları ile video kameranın görüş alanı içinde bir nesne yerleştirin. Birkaç saniye boyunca kaydedin. Dalıştan sonra, bir görüntü, görüntüleme alanında cm piksel birimleri dönüştürür bir kalibrasyon sabiti belirlemek için bu video dizisi çıkartılacaktır. Herhangi bir zamanda operatör görüntüleme alanında dalış sırasında yeniden pozisyon uzatılabilir kol veya kamera zum değişen ayarlar varsa, 12 ve 13. adımları tekrar edilmesi gerekir. </li><li> Çalışma derinliği azalan dalış başlayın. Bir hedef bulma üzerine, çevre toplu akış özellikleri tespit edilmesi gerekmektedir. Varsa, akım yönü ölçümleri sırasında hedef göre aparat ve dalgıç konumlandırma belirleyecektir. Hedef çevresindeki toplu akış yönü kabarcıkları dalgıç ekshale gözlemleyerek ve onların yanal hareket belirterek anlaşılmaktadır. Içindekabarcıkları yanı sıra, küçük bir miktar (yani, floresein) floresan boya akım yönünü belirlemek için çıkacak. Dalgıç dalgıç akışı DPIV ölçüm hata kaynağı olabilir bu yana, hedef yukarı yer olmamalıdır. Buna ek olarak, lazer sac böylece DPIV hataları en aza indirerek, lazer sac içinde partikül kalma süresi maksimize şekilde akım yönüne paralel olarak yerleştirilmiş olmalıdır. Ancak herhangi bir akım veya toplu akış varsa, dalgıç ve hedefe göre SCUVA konumlandırma sınırsız. </li><li> Pozisyonu SCUVA aydınlatmak ve bir hedef etrafında sıvı hareket kaydetmek için. Hareketsiz kalarak hareketli bir hedef etrafındaki akışı kaydetmek için çalışan ilk tahmin edilen konumu, hedef konumu ve ardından pozisyonu SCUVA tahmin. Hedef, kamera görüş alanı üzerinden hareket ettikçe, kayıt başlar. Video kamera ve hedef hareketsiz ise, hedef ve çevresindeki sıvıdan çerçeveye# X2019; s alanında hareketsiz kalan kayıt sırasında görüntülemek ve başlamak. Operatör, video kaydı sırasında hatalı DPIV sonuçları bu hareketleri sonucu bu yana dönme ve out-of-düzlemi hareketlerden kaçınmalıdır. Bu nedenle, ölçümler sırasında toplanan dönme ve dışarı düzlem dalgıç hareketleri daha fazla veri analizi için kullanılabilir olmaz. </li><li> Video koleksiyonunuzu tamamlandıktan sonra, SCUVA tüm bileşenleri kapatın ve retrakte pozisyonda lazer kolu geri. SCUVA sudan çıkarın ve kol, kamera ve lazer yuvaları ayırmak. Durulayın ya da aparatın paslanmasını önlemek için kurumadan taze su aparatı emmek. Gövdelerin kurutulur sonra yuvaları bileşenleri kaldırmak ve şarj ve başka bir dalış için gerekli olan pilleri değiştirin. </li><li> Bir bilgisayara bağlayın ve video kamera, bir HD video yazılım paketi (örneğin, Adobe Premiere Pro ya da iMovie) kullanarak HD kaset video ayıklamak. Video ayıklanır sonra, aralık belirlemekvideo DPIV analizi için bir dizi görüntüyü dönüştürülecek. Piksel en boy oranları ve çıkarılan görüntü boyutları HD video ayarlarını uygun olduğundan emin olun. </li><li> Bu görüntüler bir DPIV işleme programı (yani, Davis veya MatPIV) ithal edilmektedir. Kalibrasyon sabiti ve DPIV yazılım paketi istenirse görüntü yakalama parametreleri düzgün seçiminden sonra, hız alanları, ardışık parçacık görüntüler oluşturulabilir. Ölçümlerin kalitesi ve türleri bağlı olarak ek post-processing adımlar, aynı zamanda uygulanabilir. 3 </li></ol> Temsilcisi Sonuçlar: Protokolü doğru yapıldığında, hedef etrafındaki parçacık görüntülerin keskin ve ayırt etmek kolay olacaktır. SCUVA video kamera (Şekil 1A) ve bir DPIV işleme yazılım paketi, hedef etrafındaki akışı (Şekil 1B) hızı alanları yerinde yakalanan parçacık alanları kullanarak ortaya çıkacaktır. Veloci Vektörlerty alan yerel akış hızının büyüklüğü ve yönü göstermektedir. Yeterli video görüntülerin bir zaman serisi sağlamak için toplanır, bir zaman serisi hız alanları da tespit edilebilir. <img src="/files/ftp_upload/2615/2615fig1.jpg" alt="Şekil 1"/> Şekil 1 Aurelia labiata çevreleyen yerinde parçacık alanlar (A) ölçülmüştür. Akış yönü ve büyüklüğü gösteren sarı vektörlerle Sorumlu hız alan (B). <img src="/files/ftp_upload/2615/2615fig2.jpg" alt="Şekil 2"/> Mastigias sp çevreleyen yerinde parçacık alanlarına Şekil 2 ve Solmissus sp (A ve B, sırasıyla). A kırmızı ok, zor parçacıklar ve hedef arasında ayrım yapma, görüntü doygunluğu sonuçları yüksek yansıtma bir bölge olduğunu gösterir. B Kırmızı ok, akış hızı o zaman sonuç şeritli bir bölge olduğunu gösteriryeterince yüksek bir frekansta örneklenmiş.

<ol>
	<li>Adrian, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Particle-imaging+techniques+for+experimental+fluid+mechanics.">Particle-imaging techniques for experimental fluid mechanics.</a> Ann. Rev. Fluid Mech. 23, 261-304 (1991).</li><li>Willert, C. E., Gharib, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Digital+particle+image+velocimetry.">Digital particle image velocimetry.</a> Exp. Fluids. 10, 181-193 (1991).</li><li>Raffel, M., Willert, C., Wereley, S., Kompenhans, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Particle Image Velocimetry: A Practical Guide. , (2007).</li><li>Agrawal, Y. C., Pottsmith, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laser+diffraction+particle+sizing+in+STRESS.">Laser diffraction particle sizing in STRESS.</a> Cont. Shelf Res. 14, 1101-1121 (1994).</li><li>Katz, J., Donaghay, P. L., Zhang, J., King, S., Russell, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Submersible+holocamera+for+detection+of+particle+characteristics+and+motions+in+the+ocean.">Submersible holocamera for detection of particle characteristics and motions in the ocean.</a> Deep Sea Res. 46, 1455-1481 (1999).</li><li>Katija, K., Dabiri, J. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+situ+field+measurements+of+aquatic+animal-fluid+interactions+using+a+self-contained+underwater+velocimetry+apparatus+(SCUVA).">In situ field measurements of aquatic animal-fluid interactions using a self-contained underwater velocimetry apparatus (SCUVA).</a> Limnol. Oceanogr.-Meth. 6, 162-171 (2008).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

Alanında olası bir kısıtlama dijital parçacık görüntü velosimetri (DPIV) uygulanması için gerekli akışı içinde parçacıklar, ihtiyaç vardır. Kıyı su, asılı partikül madde boyutları, çapı 10 mm ve 0.002 mm 3 başına 10 arasındaki konsantrasyonlarda sipariş üzerine sergiler. Parçacıklar ekim okyanus suyunda DPIV gerçekleştirmek için yeterli varlığını doğrulamak parçacık tespiti için bir dalgıç holocamera kullanarak 4 Ek çalışmalar . 5, açık deniz ve kıyı okyanus dalış sırasında, parçacık yoğunlukları ve boyutlarını yerinde DPIV yürütmek için bir kısıtlama olmadığını bulduk . Kenara parçacık yoğunlukları ve boyutları, DPIV ölçümleri ile ilgili bir başka endişe partikül konsantrasyonlarının homojenlik. Niteliksel bir sorgulama penceresi içinde bir bölgede diğerinden daha büyük parçacık konsantrasyonları varsa, hız büyüklüğü D tarafından oluşturulanPIV analizi yüksek partikül konsantrasyonları ile bölgeye yönelik önyargılı olacaktır. Bu nedenle, partikül konsantrasyonu değişkenliği en aza SCUVA ölçümleri yapılmalıdır. Biz thatcle konsantrasyonları, dalgıç su sütunun ortasında askıya Dalışlar sırasında nispeten sabit olan partikül konsantrasyonları boyunca görece sabit olduğu bulundu. Ancak, bentik ortamlarda partikül alanları, deniz yere yakın çevre ya da dalgıç bağlı akar partiküllerin havaya karışmasından dolayı homojen bir potansiyele sahip. Bentik ortamlarda ölçümler sırasında parçacıkların kesintileri en aza indirmek için alınması gerekir. Yazarların bilgi için, homojen olmayan partikül konsantrasyon alanları tarafından oluşturulan hataları resmi bir analiz laboratuar veya saha koşullarında da yapılmış değil, ayrı bir yayın üzerinde daha fazla düşünülmesi için bir konu olmalıdır. Hazırlanması ve zaman birkaç farklı konular göz önünde bulundurulmalıdırprotokolü kullanılarak yerinde deneyler yürütmek. Kaydederken, operatör sabit kalır ve tüm out-of-düzlem ve dönme hareketi kaçınmaları talimatı verilir. Bu istek, pratikte, teoride basit ama zor olduğunu ve bu ölçümler başarıyla tamamlanması için ileri dalış beceri gerektirir. Out-of düzlem ve dönme hareketleri, hatalı DPIV veri operatör sonucu. Ancak, düzlem hareketleri, ev yazılımını kullanarak düzeltilebilir. 6 operatör SCUVA ölçüm verimliliğini en üst düzeye çıkarmak için kullanmadan önce birkaç dalış için yüzerlik kontrol uygulaması tavsiye edilir . Yüzerlik hususlar yanı sıra, operatör, hedef akış yönü farkında olmalıdır. Lazer sayfasına göre düzlem-dışı seyahat Akımları güvenilir DPIV sonuç vermeyecektir ve operatörü yönlendirmek SCUVA en etkili bu akımlarını yakalamak için. Buna ek olarak, hedefe göre dalgıç pozisyonu selecte olmalıdırd ölçümlerde dalgıç bağlı akışını en aza indirmek için. Diver-indüklenen akışı hedef akımında hata tanıtır ve dalgıç etkileri şunlardır ölçümleri daha fazla analiz için kullanılmamalıdır. Hedef son derece yansıtıcı bir yüzey olması halinde, hedef etrafındaki sıvı bölge zor çevreleyen sıvının (kırmızı ok Şekil 2A ile gösterilen bölge) yakındaki bireysel partikülleri ayırmak için, ışıklı olacaktır. Filtreler veya polarize video kamera sensörü tarafından yakalanan lazer ışık yoğunluğunu azaltmak için lazer veya kamera muhafazaları eklenebilir. Lojistik kısıtlamalar ve ekipman, ev yazılımını kullanarak görüntüleri post-processing erişimin sınırlı olması nedeniyle bu mümkün değilse görüntüleri hedefe yakın yükseltilmiş piksel yoğunlukları çıkarılarak yeterli düzeltme sağlayabilir. DPIV veri kalitesini etkileyen bir diğer dikkate parçacık çizgiler var olup olmadığını. Eğer parçacıkalanları şeritli bölgeleri (kırmızı ok Şekil 2B ile gösterilen), video kamera, bu yüksek hızları çözmek için çok düşük bir kare hızında kayıt. Kare hızını artırarak, parçacık şeritli azaltılabilir. Ancak, ışık, video kamera sensörü ulaşan ve parçacık alan sönük görünmesine neden olmaktadır azalmaya neden olur. Video kamera diyafram ayarlarını elle ayarlamak için yeteneği varsa, parçacık alan karartma önlemek için diyafram ayarını artırmak. En uygun cihaz ayarlarını belirlenmesi başarılı veri toplama önce SCUVA ile birden fazla dalış gerekebilir.

quantitatively measuring in situ flows using a self-contained underwater velocimetry apparatus (scuva)

Doğrudan bir sıvı ortamda hız alanları ölçmek için yetenek, oşinografi, ekoloji, biyoloji, ve akışkanlar mekaniği gibi çok çeşitli alanlarda çalışmalar için ampirik veri sağlamak için gerekli. Alan ölçümleri, çevre koşulları, hayvan kullanılabilirlik ve sahada uyumlu ölçüm teknikleri için ihtiyaç gibi pratik zorlukları tanıtmak. Bu zorlukları önlemek için, bilim adamları, genellikle hayvansal sıvı etkileşimleri çalışmak için kontrollü laboratuar ortamlarında kullanabilirsiniz. Ancak, bir laboratuarda yapılan ölçümler (alanında oluşur yani), doğal davranış hesapladığım olup olmadığını sorgulamaya mantıklı. Bu nedenle, yerinde kantitatif akış ölçümleri doğal ortamda hayvan yüzme doğru tanımlamak için ihtiyaç vardır. Biz kendi kendine yeten, yüzeye herhangi bir bağlantı bağımsız çalışan bir taşınabilir aygıt tasarlanmış ve akış alanında surrou kantitatif ölçümler sağlayabilirBir hayvan bulgu. Bu cihaz, kendi kendine yeten bir sualtı velosimetri cihazları (SCUVA), 40 m. derinliklerinde tek bir scuba dalgıcı tarafından kontrol edilebilir Laboratuar ölçümleri ile karşılaştırıldığında, saha koşulları, ek konuları ve hazırlık doğasında eklendi karmaşıklığı nedeniyle gereklidir. Bu değerlendirmeler, ancak yüzme hedefler, mevcut doğal asılı partikül ve ilgi akışına göre SCUVA yönü pozisyonu tahmin operatör hareket, bunlarla sınırlı değildir. Aşağıdaki protokol, bu ortak alanda sorunlara hitap eden ve ölçüm başarı en üst düzeye çıkarmak için tasarlanmıştır.

Watch this Scientific Journal Video about Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus SCUVA at JoVE.com

Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus SCUVA

Bu protokol yerinde hayvan oluşturulan akımlarının ölçümü için tasarlanmış bir kendi kendine yeten sualtı velosimetri cihazları (SCUVA) nasıl kullanılacağı hakkında yönergeler sağlar. Buna ek olarak, bu protokol tarla koşullarında yarattığı zorluklar adresleri ve operatör hareket, hayvanlar konumu, tahmin ve SCUVA yönü içerir.

Kantitatif Ölçüm In situ</emBağımsız Sualtı velosimetri Aparatı (SCUVA)> Akımlar

The ability to directly measure velocity fields in a fluid environment is necessary to provide empirical data for studies in fields as diverse as ...

quantitatively-measuring-situ-flows-using-self-contained-underwater

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus (SCUVA)

12.9K Görüntüleme.  Woods Hole Oceanographic Institution. Bu protokol yerinde hayvan oluşturulan akımlarının ölçümü için tasarlanmış bir kendi kendine yeten sualtı velosimetri cihazları (SCUVA) nasıl kullanılacağı hakkında yönergeler sağlar. Buna ek olarak, bu protokol tarla koşullarında yarattığı zorluklar adresleri ve operatör hareket, hayvanlar konumu, tahmin ve SCUVA yönü içerir.

Video: Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus SCUVA

Electrospinning Fundamentals: Optimizing Solution and Apparatus Parameters

Electrospun nanofiber scaffolds have been shown to accelerate the maturation, improve the growth, and direct the migration of cells in vitro. Electrospinning is a process in which a charged polymer jet is collected on a grounded collector; a rapidly rotating collector results in aligned nanofibers while stationary collectors result in randomly oriented fiber mats. The polymer jet is formed when an applied electrostatic charge overcomes the surface tension of the solution. There is a minimum concentration for a given polymer, termed the critical entanglement concentration, below which a stable jet cannot be achieved and no nanofibers will form - although nanoparticles may be achieved (electrospray). A stable jet has two domains, a streaming segment and a whipping segment. While the whipping jet is usually invisible to the naked eye, the streaming segment is often visible under appropriate lighting conditions. Observing the length, thickness, consistency and movement of the stream is useful to predict the alignment and morphology of the nanofibers being formed. A short, non-uniform, inconsistent, and/or oscillating stream is indicative of a variety of problems, including poor fiber alignment, beading, splattering, and curlicue or wavy patterns. The stream can be optimized by adjusting the composition of the solution and the configuration of the electrospinning apparatus, thus optimizing the alignment and morphology of the fibers being produced. In this protocol, we present a procedure for setting up a basic electrospinning apparatus, empirically approximating the critical entanglement concentration of a polymer solution and optimizing the electrospinning process. In addition, we discuss some common problems and troubleshooting techniques.

Electrospinning techniques can create a variety of nanofibrous scaffolds for tissue engineering or other applications. We describe here a procedure to optimize the parameters of the electrospinning solution and apparatus to obtain fibers with the desired morphology and alignment. Common problems and troubleshooting techniques are also presented.

Elektrospinning Temelleri: Optimizasyon Çözümü ve Cihazlar Parametreleri

Electrospun nanofiber scaffolds have been shown to accelerate the maturation, improve the growth, and direct the migration of cells in vitro. ...

Biyomühendislik

Creating Two-Dimensional Patterned Substrates for Protein and Cell Confinement

Microcontact printing provides a rapid, highly reproducible method for the creation of well-defined patterned substrates.1 While microcontact printing can be employed to directly print a large number of molecules, including proteins,2 DNA,3 and silanes,4 the formation of self-assembled monolayers (SAMs) from long chain alkane thiols on gold provides a simple way to confine proteins and cells to specific patterns containing adhesive and resistant regions. This confinement can be used to control cell morphology and is useful for examining a variety of questions in protein and cell biology. Here, we describe a general method for the creation of well-defined protein patterns for cellular studies.5 This process involves three steps: the production of a patterned master using photolithography, the creation of a PDMS stamp, and microcontact printing of a gold-coated substrate. Once patterned, these cell culture substrates are capable of confining proteins and/or cells (primary cells or cell lines) to the pattern.
The use of self-assembled monolayer chemistry allows for precise control over the patterned protein/cell adhesive regions and non-adhesive regions; this cannot be achieved using direct protein stamping. Hexadecanethiol, the long chain alkane thiol used in the microcontact printing step, produces a hydrophobic surface that readily adsorbs protein from solution. The glycol-terminated thiol, used for backfilling the non-printed regions of the substrate, creates a monolayer that is resistant to protein adsorption and therefore cell growth.6 These thiol monomers produce highly structured monolayers that precisely define regions of the substrate that can support protein adsorption and cell growth. As a result, these substrates are useful for a wide variety of applications from the study of intercellular behavior7 to the creation of microelectronics.8
While other types of monolayer chemistry have been used for cell culture studies, including work from our group using trichlorosilanes to create patterns directly on glass substrates,9 patterned monolayers formed from alkane thiols on gold are straight-forward to prepare. Moreover, the monomers used for monolayer preparation are commercially available, stable, and do not require storage or handling under inert atmosphere. Patterned substrates prepared from alkane thiols can also be recycled and reused several times, maintaining cell confinement.10

Self-assembled monolayers (SAMs) formed from long chain alkane thiols on gold provide well-defined substrates for the formation of protein patterns and cell confinement. Microcontact printing of hexadecanethiol using a polydimethylsiloxane (PDMS) stamp followed by backfilling with a glycol-terminated alkane thiol monomer produces a pattern where protein and cells adsorb only to the stamped hexadecanethiol region.

Protein ve hücre Etrafının İki Boyutlu Desenli Yüzeyler Oluşturma

Microcontact printing provides a rapid, highly reproducible method for the creation of well-defined patterned substrates.1  While microcontact printing ...

Micro-particle Image Velocimetry for Velocity Profile Measurements of Micro Blood Flows

Micro-particle image velocimetry (&mu;PIV) is used to visualize paired images of micro particles seeded in blood flows. The images are cross-correlated to give an accurate velocity profile. A protocol is presented for &mu;PIV measurements of blood flows in microchannels. At the scale of the microcirculation, blood cannot be considered a homogeneous fluid, as it is a suspension of flexible particles suspended in plasma, a Newtonian fluid. Shear rate, maximum velocity, velocity profile shape, and flow rate can be derived from these measurements. Several key parameters such as focal depth, particle concentration, and system compliance, are presented in order to ensure accurate, useful data along with examples and representative results for various hematocrits and flow conditions.

Micro-particle image velocimetry (&mu;PIV) is used to visualize paired images of micro particles seeded in blood flows which are cross-correlated to give an accurate velocity profile. Shear rate, maximum velocity, velocity profile shape, and flow rate, each of which has clinical applications, can be derived from these measurements.

Mikro Kan akış hızı Profil ölçümleri için mikro-parçacık imaj velosimetri

Micro-particle image velocimetry (&mu;PIV) is used to visualize paired images of micro particles seeded in blood flows. The images are cross-correlated to ...

Measuring the Mechanical Properties of Living Cells Using Atomic Force Microscopy

Mechanical properties of cells and extracellular matrix (ECM) play important roles in many biological processes including stem cell differentiation, tumor formation, and wound healing. Changes in stiffness of cells and ECM are often signs of changes in cell physiology or diseases in tissues. Hence, cell stiffness is an index to evaluate the status of cell cultures. Among the multitude of methods applied to measure the stiffness of cells and tissues, micro-indentation using an Atomic Force Microscope (AFM) provides a way to reliably measure the stiffness of living cells. This method has been widely applied to characterize the micro-scale stiffness for a variety of materials ranging from metal surfaces to soft biological tissues and cells. The basic principle of this method is to indent a cell with an AFM tip of selected geometry and measure the applied force from the bending of the AFM cantilever. Fitting the force-indentation curve to the Hertz model for the corresponding tip geometry can give quantitative measurements of material stiffness. This paper demonstrates the procedure to characterize the stiffness of living cells using AFM. Key steps including the process of AFM calibration, force-curve acquisition, and data analysis using a MATLAB routine are demonstrated. Limitations of this method are also discussed.

This paper demonstrates a protocol to characterize the mechanical properties of living cells by means of microindentation using an Atomic Force Microscope (AFM).

Atomik Kuvvet Mikroskobu kullanarak Yaşam Hücrelerinin Mekanik Özellikleri Ölçme

Mechanical  properties of cells and extracellular matrix (ECM) play important roles in many  biological processes including stem cell differentiation, ...

In situ TEM of Biological Assemblies in Liquid

Researchers regularly use Transmission Electron Microscopes (TEMs) to examine biological entities and to assess new materials. Here, we describe an additional application for these instruments- viewing viral assemblies in a liquid environment. This exciting and novel method of visualizing biological structures utilizes a recently developed microfluidic-based specimen holder. Our video article demonstrates how to assemble and use a microfluidic holder to image liquid specimens within a TEM. In particular, we use simian rotavirus double-layered particles (DLPs) as our model system. We also describe steps to coat the surface of the liquid chamber with affinity biofilms that tether DLPs to the viewing window. This permits us to image assemblies in a manner that is suitable for 3D structure determination. Thus, we present a first glimpse of subviral particles in a native liquid environment.

In situ TEM of Biological Assemblies in Liquid

Here we describe a procedure to image viral complexes in liquid at nanometer resolution using a transmission electron microscope.

Yerinde Sıvıda Biyolojik Montajlar TEM

Researchers regularly use Transmission Electron Microscopes (TEMs) to examine biological entities and to assess new materials. Here, we describe an ...

Custom-designed Laser-based Heating Apparatus for Triggered Release of Cisplatin from Thermosensitive Liposomes with Magnetic Resonance Image Guidance

Liposomes have been employed as drug delivery systems to target solid tumors through exploitation of the enhanced permeability and retention (EPR) effect resulting in significant reductions in systemic toxicity. Nonetheless, insufficient release of encapsulated drug from liposomes has limited their clinical efficacy. Temperature-sensitive liposomes have been engineered to provide site-specific release of drug in order to overcome the problem of limited tumor drug bioavailability. Our lab has designed and developed a heat-activated thermosensitive liposome formulation of cisplatin (CDDP), known as HTLC, to provide triggered release of CDDP at solid tumors. Heat-activated delivery in vivo was achieved in murine models using a custom-built laser-based heating apparatus that provides a conformal heating pattern at the tumor site as confirmed by MR thermometry (MRT). A fiber optic temperature monitoring device was used to measure the temperature in real-time during the entire heating period with online adjustment of heat delivery by alternating the laser power. Drug delivery was optimized under magnetic resonance (MR) image guidance by co-encapsulation of an MR contrast agent (i.e.,&#160;gadoteridol) along with CDDP into the thermosensitive liposomes as a means to validate the heating protocol and to assess tumor accumulation. The heating protocol consisted of a preheating period of 5 min prior to administration of HTLC and 20 min heating post-injection. This heating protocol resulted in effective release of the encapsulated agents with the highest MR signal change observed in the heated tumor in comparison to the unheated tumor and muscle. This study demonstrated the successful application of the laser-based heating apparatus for preclinical thermosensitive liposome development and the importance of MR-guided validation of the heating protocol for optimization of drug delivery.

AN MRI-compatible&#160;custom-designed laser-based heating apparatus has been developed to provide local heating of subcutaneous tumors in order to activate release of agents from thermosensitive liposomes specifically at the tumor region.

Manyetik Rezonans Görüntü Rehberlik ile Termosensitif Lipozomlu gelen Sisplatinin Tetikleme Release için özel tasarlanmış Lazer-bazlı ısıtma Aparatı

Liposomes have been employed as drug delivery systems to target solid tumors through exploitation of the enhanced permeability and retention (EPR) effect ...

In Situ Mapping of the Mechanical Properties of Biofilms by Particle-tracking Microrheology

Bacterial cells are able to form surface-attached biofilm communities known as biofilms by encasing themselves in extracellular polymeric substances (EPS). The EPS serves as a physical and protective scaffold that houses the bacterial cells and consists of a variety of materials that includes proteins, exopolysaccharides and DNA. The composition of the EPS may change, which remodels the mechanic properties of the biofilm to further develop or support alternative biofilm structures, such as streamers, as a response to environmental cues. Despite this, there are little quantitative descriptions on how EPS components contribute to the mechanical properties and function of biofilms. Rheology, the study of the flow of matter, is of particular relevance to biofilms as many biofilms grow in flow conditions and are constantly exposed to shear stress. It also provides measurement and insight on the spreading of the biofilm on a surface. Here, particle-tracking microrheology is used to examine the viscoelasticity and effective crosslinking roles of different matrix components in various parts of the biofilm during development. This approach allows researchers to measure mechanic properties of biofilms at the micro-scale, which might provide useful information for controlling and engineering biofilms.

In Situ Mapping of the Mechanical Properties of Biofilms by Particle-tracking Microrheology

Particle-tracking microrheology investigates the viscoelasticity of materials. Here, the technique is used to determine the viscoelasticity, creep compliance and effective crosslinking roles of different matrix components of a bacterial biofilm. The matrix consists of polymeric substances secreted by the bacteria and its components determine biofilm structure and mechanical properties.

Parçacık izleme Microrheology tarafından Biyofilmler Mekanik Özelliklerinin Yerinde Haritalama

Bacterial cells are able to form surface-attached biofilm communities known as biofilms by encasing themselves in extracellular polymeric substances ...

Measuring TCR-pMHC Binding In Situ using a FRET-based Microscopy Assay

T-cells are remarkably specific and effective when recognizing antigens in the form of peptides embedded in MHC molecules (pMHC) on the surface of Antigen Presenting Cells (APCs). This is despite T-cell antigen receptors (TCRs) exerting usually a moderate affinity (&#181;M range) to antigen when binding is measured in vitro1. In view of the molecular and cellular parameters contributing to T-cell antigen sensitivity, a microscopy-based methodology has been developed as a means to monitor TCR-pMHC binding in situ, as it occurs within the synapse of a live T-cell and an artificial and functionalized glass-supported planar lipid bilayer (SLB), which mimics the cell membrane of an Antigen presenting Cell (APC) 2. Measurements are based on F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET) between a blue- and red-shifted fluorescent dye attached to the TCR and the pMHC. Because the efficiency of FRET is inversely proportional to the sixth power of the inter-dye distance, one can employ FRET signals to visualize synaptic TCR-pMHC binding. The sensitive of the microscopy approach supports detection of single molecule FRET events. This allows to determine the affinity and off-rate of synaptic TCR-pMHC interactions and in turn to interpolate the on-rate of binding. Analogous assays could be applied to measure other receptor-ligand interactions in their native environment.

Measuring TCR-pMHC Binding In Situ using a FRET-based Microscopy Assay

This manuscript describes how to conduct (single molecule) F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET)- based assays to measure the binding dynamics between T-cell antigen receptor (TCR) and antigenic peptide-loaded MHC molecules as they occur within the immunological synapse of a T-cell in contact with a functionalized planar supported lipid bilayer.

TCR-pMHC Bağlama Ölçüm<em&gt; In Situ</em&gt; Bir FRET tabanlı Mikroskopi Assay kullanılarak

T-cells are remarkably specific and effective when recognizing antigens in the form of peptides embedded in MHC molecules (pMHC) on the surface of Antigen ...

Apparatus for Harvesting Tissue Microcolumns

This manuscript describes the production process for a laboratory apparatus, made from off-the-shelf components, that can be used to collect microcolumns of full-thickness skin tissue. The small size of the microcolumns allows donor sites to heal quickly without causing donor site scarring, while harvesting full-thickness tissue enables the incorporation of all cellular and extracellular components of skin tissue, including those associated with deeper dermal regions and the adnexal skin structures, which have yet to be successfully reproduced using conventional tissue engineering techniques. The microcolumns can be applied directly into skin wounds to augment healing, or they can be used as the autologous cell/tissue source for other tissue engineering approaches. The harvesting needles are made by modifying standard hypodermic needles, and they can be used alone for harvesting small amounts of tissue or coupled with a simple suction-based collection system (also made from commonly available laboratory supplies) for high-volume harvesting to facilitate studies in large animal models.

Here we describe a protocol for producing harvesting needles that can be used to collect full-thickness skin tissue without causing donor site scarring. The needles can be combined with a simple collection system to achieve high-volume harvesting.

Doku Microcolumns ürün toplama aparatı

This manuscript describes the production process for a laboratory apparatus, made from off-the-shelf components, that can be used to collect microcolumns ...

Meso-Scale Particle Image Velocimetry Studies of Neurovascular Flows In Vitro

Particle image velocimetry (PIV) is used in a wide variety of fields, due to the opportunity it provides for precisely visualizing and quantifying flows across a large spatiotemporal range. However, its implementation typically requires the use of expensive and specialized instrumentation, which limits its broader utility. Moreover, within the field of bioengineering, in vitro flow visualization studies are also often further limited by the high cost of commercially sourced tissue phantoms that recapitulate desired anatomical structures, particularly for those that span the mesoscale regime (i.e., submillimeter to millimeter length scales). Herein, we present a simplified experimental protocol developed to address these limitations, the key elements of which include 1) a relatively low-cost method for fabricating mesoscale tissue phantoms using 3-D printing and silicone casting, and 2) an open-source image analysis and processing framework that reduces the demand upon the instrumentation for measuring mesoscale flows (i.e., velocities up to tens of millimeters/second). Collectively, this lowers the barrier to entry for nonexperts, by leveraging resources already at the disposal of many bioengineering researchers. We demonstratethe applicability of this protocol within the context of neurovascular flow characterization; however, it is expected to be relevant to a broader range of mesoscale applications in bioengineering and beyond.

Meso-Scale Particle Image Velocimetry Studies of Neurovascular Flows In Vitro

Here we present simplified methods for fabricating transparent neurovascular phantoms and characterizing the flow therein. We highlight several important parameters and demonstrate their relationship to field accuracy.

Mezo-ölçek Partikül İmaj Velosimetri çalışmaları nörovasküler Vitro akar

Particle image velocimetry (PIV) is used in a wide variety of fields, due to the opportunity it provides for precisely visualizing and quantifying flows ...

Kantitatif Ölçüm In situ Akımlar