ويدعم هذا البحث من قبل المؤسسة الوطنية للعلوم التي تمنح للدينار (OCE - 0623475) ، SPC (OCE - 0623534 و0727544) ، ومركز الرعاية الصحية بالقدس (OCE - 0727587 و 0623508 OCE) ، ومكتب البحوث البحرية التي منحت لمركز الرعاية الصحية بالقدس ( N000140810654). معتمد من قبل برنامج KK باحث ما بعد الدكتوراه في معهد وودز هول لعلوم المحيطات ، بتمويل من مؤسسة ديفونشاير.

<ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لبدء هذا الإجراء ، علينا أن نضمن أن جميع مكونات SCUVA ما يكفي من طاقة البطارية ، وشريط تسجيل (للاطلاع على تعريف عالية أو HD كاميرا الفيديو) ، وتعمل بشكل صحيح. اعتمادا على التدفقات إلى أن يقاس ، حدد القرار كاميرا الفيديو ومعدلات الإطار أن تسفر عن نتائج أفضل الرقمية الجسيمات velocimetry صورة (DPIV). 1،2 </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحضير العلب ليزر وكاميرا للاستخدام من قبل تنظيف الأخاديد س س الحلقة وحلقات بمنشفة نظيفة أو مسح. قدم الصانع انتشار س الدائري الشحوم بالتساوي على طوقية واستبدالها في الأخاديد الإسكان. بالإضافة إلى ذلك ، تنظيف فتحات السكن ليزر وكاميرا ليزر لمنع التشوه ورقة علامات على عدسة الكاميرا الإسكان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فحص الاختام يا الدائري عن طريق وضع العلب الفارغة على حد سواء في حوض مملوء بالماء. سوف تحتاج إلى الأشياء المرجح أن يوضع على رأس العلب ليغرق بهم منذ العلب الفارغة عندما تطفو. بعد 5 إلى 10 دقائق ، وإزالة العلب من الحوض ور منشفة جافةانه في الخارج. تحقق ما إذا كان هناك أي الرطوبة داخل المباني. تنظر أيضا في استخدام المتاح للرطوبة ورقة ، والشرائط أثناء اختبار الضغط لبيان ما إذا كانت هناك رطوبة في العلب بعد الاختبار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العلب بعد اجتياز اختبار الضغط ، ومكونات مكان SCUVA داخل العلب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نعلق عالية الكثافة التفريغ القرون الضوء (لمبات) إلى السكن الكاميرا. تأكد من أن الأضواء موجهة في مثل هذه الطريقة أنها تضيء المنطقة قبل مباشرة من الكاميرا ومشغل ، ولا تتعارض مع الحفاظ على قبضتها على مقابض التحكم وتشغيل الكاميرا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في بيئة ضوء منخفض ، وضمان أن يتم محاذاة بشكل صحيح شعاع الليزر بالنسبة للعدسة البصرية المثبتة في السكن الليزر. عند محاذاة بشكل صحيح ، فإن الجمع بين الليزر / عدسة إنشاء ورقة رأسية من الضوء الذي هو المنحى عمودي على السكن الكاميرا. عن السلامة ، واستخدام ورقة حساسة للحرارة ورقة ليزر لتحديد اتجاه الورقة. </لى&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام المرفقات SCUVA وجامدة ، قابلة للتمديد الذراع ، وربط المساكن الليزر والسكن الكاميرا لبعضها البعض. ضمان تعلق بشدة المباني والمساكن التي لا يمكن تدويرها مع الاحترام لبعضهما البعض. فمن الأهمية بمكان أن يبقى ورقة موجهة بالليزر عمودي على مجال الكاميرا وجهة نظر في جميع أنحاء القياس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نظرا للقدرات الحالية للSCUVA ، لا يمكن إلا الغطس يكون القياس التي أجريت في الإضاءة المنخفضة أو في أماكن ليلية لمنع التدخل الضوء الطبيعي مع ورقة الليزر. لذا ، نوصي بالانتظار حتى الغسق أو في وقت لاحق قبل دخول المياه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدوره على السكن الكاميرا قبل دخول المياه. السكن الكاميرا المدمج في جهاز استشعار الرطوبة الالكترونية التي توفر تحذيرات البصرية (وميض أضواء LED) في حالة الرطوبة في السكن الكاميرا. مجس يعمل فقط عندما يكون السكن على الكاميرا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> SCUVA تزج في الماء وتعلق الجهاز لنفسك بهخط. يعلق مرة واحدة لجهاز ، وإطلاق سراح SCUVA لتحديد الخصائص الطفو للجهاز. اعتمادا على الخصائص الطفو ، نعلق رغوة الطفو أو تؤدي إلى الأوزان واحد أو العلب على حد سواء لضمان الحياد ومنع الطفو تناوب الجهاز في الماء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المقبل ، والتبديل على الليزر وعقد الجهاز ثابتة. موقف ليزر باستخدام ذراع قابلة للتمديد حتى الآن بما فيه الكفاية من غواص لتقليل قياس غطاس بفعل التدفقات. أي قياسات غطاس التي يسببها تدفق بالقرب من الهدف أعرض الخطأ ، وألا تستخدم لأغراض التحليل لاحقا. ضبط الكاميرا الزوم حتى ميدان إطارات عرض المستهدفة والسوائل المحيطة بها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع الحفاظ على جهاز ثابت ، والتركيز على كاميرا فيديو ليزر على الورقة حتى تظهر حادة والجسيمات في التركيز. مرة واحدة في الطائرة ورقة الليزر هو في التركيز ، والتبديل الكاميرا إلى وضع التركيز اليدوي. وهذا يمنع من إعادة تركيز الكاميرا على أي الكائنات التي تظهر في ميدانعرض أثناء القياس ، مما أدى إلى عدم وضوح الجزيئات في ورقة الليزر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لمعايرة SCUVA ، ومكان كائن مع أبعاد معروفة في ورقة الليزر داخل الميدان كاميرا فيديو للعرض. سجل لعدة ثوان. بعد الغوص ، سيتم استخراج صورة من هذا التسلسل الفيديو لتحديد ثابت المعايرة الذي يحول ميدان حجم العرض من وحدات بكسل سم. إذا كان في أي وقت للمشغل يضبط مجال عرض حجم يعاد موقف الذراع قابلة للتمديد أو تغيير الكاميرا الزوم أثناء الغوص ، والخطوات 12 و 13 هناك ضرورة لتكرارها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تبدأ الغوص من قبل الخوض في عمق العمل. عند العثور على الهدف ، وتدفق معظم الخصائص البيئية يجب أن يتم تحديدها. إذا كان موجودا ، فإن الاتجاه الحالي لتحديد المواقع وجهاز إملاء الغطاس نسبة إلى الهدف خلال القياسات. ويمكن الاستدلال على اتجاه تدفق المحيطة الهدف الأكبر من خلال مراقبة فقاعات الزفير من الغطاس ، وتلاحظ حركتها الجانبية. فيبالإضافة إلى فقاعات ، يمكن الافراج عن كمية صغيرة من صبغة الفلورسنت (أي فلوريسئين) لتحديد الاتجاه الحالي. منذ ولدت غطاس تدفق يمكن أن تكون مصدرا للخطأ القياس DPIV ، لا ينبغي أن يكون موجودا الغطاس المنبع من الهدف. بالإضافة ، ينبغي وضع ورقة الليزر موازية للاتجاه الحالي وذلك لتحقيق أقصى قدر من الوقت للجسيمات الإقامة داخل ورقة الليزر ، وبالتالي تقليل الأخطاء DPIV. ومع ذلك ، إذا لم يكن هناك تدفق التيار أو الجزء الأكبر هو الحاضر ، والغطاس SCUVA المواقع النسبية لهدف غير مقيدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> SCUVA موقف لإلقاء الضوء على الحركة وسجل هدفا السوائل المحيطة بها. إذا كان محاولة لتسجيل تدفق المحيطة هدفا متحركا التنبؤ أول موقع الهدف ، ومن ثم SCUVA الموقف إلى الموقع تنبأ في حين تبقى بلا حراك. كهدف من خلال التحركات الميدانية للكاميرا وجهة نظر ، بدء التسجيل. إذا كان الهدف هو بلا حراك ، والإطار الهدف والسوائل المحيطة بها في كاميرا الفيديو و# x2019 ؛ ق مجال الرؤية وبدء التسجيل في حين تبقى بلا حراك. يجب على المشغل الامتناع عن الاقتراحات التناوب والخروج من الطائرة ، أثناء تسجيل الفيديو لأن هذه النتيجة الاقتراحات في نتائج DPIV الخاطئة. ولذلك ، والقياسات التي تم جمعها خلال التناوب والخروج من الطائرة سوف تستخدم حركات غطاس لا يكون كذلك لتحليل البيانات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بمجرد اكتمال جمع الفيديو ، إيقاف جميع مكونات SCUVA واستعادة الذراع الليزر لتراجع موقفها. إزالة SCUVA من المياه وفصل الكاميرا والعلب ليزر من الذراع. شطف أو نقع الجهاز في المياه العذبة قبل التجفيف لمنع الصدأ من الجهاز. مرة واحدة يتم تجفيفها على العلب ، وإزالة عناصر من المباني ، وإعادة شحن البطاريات واستبدالها إذا لزم الأمر لمدة الغوص. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توصيل كاميرا فيديو إلى جهاز كمبيوتر واستخراج الفيديو من الشريط HD باستخدام حزمة برامج فيديو HD (أي أدوبي بريميير برو أو موفي). بعد استخراج الفيديو ، وتحديد نطاقيمكن تحويل الفيديو إلى سلسلة من الصور لتحليل DPIV. تأكد من أن الجانب نسب بكسل وأحجام الصور المستخرجة تطابق إعدادات الفيديو HD. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم استيراد هذه الصور إلى برنامج معالجة DPIV (أي ، أو MatPIV ديفيس). بعد الاختيار السليم للثابت المعايرة والمعلمات التقاط الصور ، والتي دفعت من حزمة البرامج DPIV ، يمكن إنشاء حقول سرعة الجسيمات من صور متتالية. ويمكن أيضا معالجة إضافية بعد الخطوات ، اعتمادا على نوعية وأنواع القياسات ، ويتم تطبيقها. 3 </li></ol> ممثل النتائج : عندما يتم البروتوكول بشكل صحيح ، فإن الجسيمات الصور المحيطة حادة ويكون الهدف من السهل التمييز. وسوف تستخدم حقول الجسيمات التي احتلتها في الموقع بواسطة كاميرا فيديو لSCUVA (الشكل 1A) ، وبرامج معالجة حزمة DPIV والحقول المحيطة سرعة تدفق الهدف (الشكل 1B) يتم الكشف عنها. متجهات في velociتاي حجم الحقل تشير إلى اتجاه وسرعة تدفق المحلية. إذا تم جمعها الفيديو كافية لتوفير سلسلة زمنية من الصور ، ويمكن أيضا سلسلة زمنية من حقول تحدد السرعة. <img src="/files/ftp_upload/2615/2615fig1.jpg" alt="الشكل 1"/> الشكل 1 المقاسة في مجالات الجسيمات الموقع (أ) اوريليا labiata المحيطة. المناظرة مجال السرعة (B) مع نواقل الأصفر يدل اتجاه التدفق والحجم. <img src="/files/ftp_upload/2615/2615fig2.jpg" alt="الشكل 2"/> الرقم 2 في الحقول المحيطة الجسيمات الموقع Mastigias س. Solmissus وس (ألف وباء ، على التوالي). السهم الأحمر في A يشير إلى وجود منطقة انعكاسية عالية ، مما يؤدي إلى تشبع من الصورة ، مما يجعل من الصعب التمييز بين الجزيئات والهدف. السهم الأحمر يشير إلى B في منطقة streaking أن النتائج عند معدل التدفقليس في عينات تردد مرتفع بما فيه الكفاية.

<ol>
	<li>Adrian, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Particle-imaging+techniques+for+experimental+fluid+mechanics.">Particle-imaging techniques for experimental fluid mechanics.</a> Ann. Rev. Fluid Mech. 23, 261-304 (1991).</li><li>Willert, C. E., Gharib, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Digital+particle+image+velocimetry.">Digital particle image velocimetry.</a> Exp. Fluids. 10, 181-193 (1991).</li><li>Raffel, M., Willert, C., Wereley, S., Kompenhans, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Particle Image Velocimetry: A Practical Guide. , (2007).</li><li>Agrawal, Y. C., Pottsmith, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laser+diffraction+particle+sizing+in+STRESS.">Laser diffraction particle sizing in STRESS.</a> Cont. Shelf Res. 14, 1101-1121 (1994).</li><li>Katz, J., Donaghay, P. L., Zhang, J., King, S., Russell, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Submersible+holocamera+for+detection+of+particle+characteristics+and+motions+in+the+ocean.">Submersible holocamera for detection of particle characteristics and motions in the ocean.</a> Deep Sea Res. 46, 1455-1481 (1999).</li><li>Katija, K., Dabiri, J. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+situ+field+measurements+of+aquatic+animal-fluid+interactions+using+a+self-contained+underwater+velocimetry+apparatus+(SCUVA).">In situ field measurements of aquatic animal-fluid interactions using a self-contained underwater velocimetry apparatus (SCUVA).</a> Limnol. Oceanogr.-Meth. 6, 162-171 (2008).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

ومن المعوقات المحتملة في الميدان هو الحاجة للجسيمات في التدفق ، والتي تكون ضرورية لتنفيذ الرقمية velocimetry صورة الجسيمات (DPIV). في المياه الساحلية ، والمعارض علقت الجسيمات الأحجام بناء على امر من 10 ميكرومتر في القطر وتركيزات بين 0،002 و 10 في 3 ملم. 4 دراسات إضافية باستخدام holocamera الغاطسة للكشف عن الجسيمات تؤكد وجود ما يكفي من بذر الجسيمات لأداء DPIV في مياه المحيطات. (5) خلال عرض البحر والمناطق الساحلية الغوص في المحيطات ، وجدنا أن كثافة الجسيمات والأحجام ليست عائقا لإجراء DPIV في الموقع. جانبا من كثافة الجسيمات والأحجام ، وآخر للقلق ذات الصلة القياسات DPIV هو تجانس تركيزات الجسيمات. نوعيا ، إذا كانت المنطقة ضمن إطار التحقيق وتركيزات الجسيمات أكبر من الآخر ، وحجم السرعة التي تم إنشاؤها بواسطة Dوسوف يكون متحيزا PIV تحليل تجاه المنطقة مع ارتفاع تركيزات الجسيمات. لذا ، يجب إجراء قياسات SCUVA حيث يتم تصغير الجسيمات تقلب التركيز. تم العثور على تركيزات thatcle ثابتة نسبيا خلال تركيزات الجسيمات ثابتة نسبيا خلال الغطس حيث يتم تعليق الغطاس في وسط عمود الماء. ومع ذلك ، حقول الجسيمات في البيئات القاعية لديها القدرة على التجانس بسبب إعادة تعليق من الجزيئات التي التدفقات البيئية التي يسببها أو الغطاس بالقرب من قاع البحر. ويجب الحرص على الحد من تعطل خلال قياسات الجسيمات في البيئات القاعية. على حد علم المؤلفين ، تحليل رسمي من الأخطاء الناتجة عن حقول متجانسة تركيز الجسيمات لم تجر في ظروف المختبر أو في الميدان سواء ، وينبغي أن تكون موضوعا لمزيد من النظر في منشور منفصل. وينبغي النظر في عدة مسائل مختلفة وعند إعدادإجراء التجارب في الموقع باستخدام بروتوكول. في حين تم تسجيل ذلك ، أوعز إلى المشغل لتظل ثابتة ، وتمتنع عن الخروج من الطائرة ، والحركة الدورانية. هذا طلب بسيط من الناحية النظرية لكنه صعب من الناحية العملية ، وهذه القياسات تتطلب مهارة الغوص المتقدمة أن يتم الانتهاء بنجاح. الخروج من الطائرة والاقتراحات التناوب نتيجة عامل في DPIV بيانات خاطئة. ومع ذلك ، يمكن تصحيحه في الطائرة الاقتراحات باستخدام البرمجيات في المنزل. 6 من المستحسن للمشغل لممارسة السيطرة على الطفو الغطس عدة قبل استخدام SCUVA لتعظيم كفاءة القياس. إلى جانب الاعتبارات الطفو ، ينبغي أن المشغل يكون على بينة من الهدف اتجاه التدفق. والتدفقات التي تسافر خارج الطائرة بالنسبة ليزر ورقة لم تسفر نتائج موثوقة DPIV ، ومشغل وينبغي توجيه SCUVA لالتقاط هذه التدفقات أكثر فعالية. بالإضافة إلى ذلك ، يجب أن يكون موقف الغطاس نسبة إلى أن يكون الهدف selecteد وذلك لتقليل غطاس التي يسببها تدفق في القياسات. غطاس التي يسببها تدفق يدخل الخطأ إلى تدفق المستهدفة ، وينبغي ألا القياسات التي تشمل الآثار غطاس تستعمل لأجل مزيد من التحليل. في حالة أن الهدف لديه سطح عاكس للغاية ، وسوف تكون منطقة السوائل المحيطة هدف مضاءة بقوة ، مما يجعل من الصعب التمييز بين الجزيئات الفردية في مكان قريب من السوائل المحيطة بها (المنطقة المشار إليها بواسطة السهم الأحمر ، الشكل 2A). يمكن إضافة الفلاتر أو المستقطبات إلى العلب ليزر أو الكاميرا للحد من شدة ضوء الليزر التي تلتقطها كاميرا الفيديو استشعار. يمكن إذا كان هذا غير ممكن بسبب القيود اللوجستية ومحدودية فرص الحصول على ومعدات تجهيز آخر من الصور في المنزل باستخدام برنامج التصحيح توفير ما يكفي من خلال طرح من الصور شدة بكسل مرتفعة بالقرب من الهدف. اعتبار آخر أن يؤثر على نوعية البيانات DPIV هو ما إذا كانت الشرائط الجسيمات موجودة. إذا الجسيماتوقد مناطق حقول streaking (يشار إليه السهم الأحمر ، الشكل 2B) ، وكاميرا الفيديو هو تسجيل في إطار معدل منخفض جدا لحل هذه السرعات العالية. عن طريق زيادة معدل الإطار ، يمكن تخفيض streaking الجسيمات. ومع ذلك ، فإن هذه النتائج في ضوء الحد من الوصول إلى كاميرا فيديو وأجهزة الاستشعار يجعل من نظرة باهتة مجال الجسيمات. إذا كانت كاميرا الفيديو لديه القدرة على ضبط الإعدادات يدويا الفتحة ، زيادة الإعداد الفتحة لمنع يعتم حقل الجسيمات. قد تحديد إعدادات الجهاز الأمثل تتطلب الغطس متعددة مع SCUVA قبل جمع البيانات بنجاح.

quantitatively measuring in situ flows using a self-contained underwater velocimetry apparatus (scuva)

القدرة على قياس سرعة الحقول مباشرة في بيئة السائل الضروري لتوفير البيانات التجريبية للدراسات في مجالات متنوعة مثل علم المحيطات ، والبيئة ، والبيولوجيا ، وميكانيكا السوائل. القياسات الميدانية تحديات عملية إدخال مثل الظروف البيئية ، وتوافر الحيوانية ، والحاجة إلى تقنيات القياس الميداني متوافقة. لتجنب هذه التحديات ، والعلماء عادة استخدام بيئات مختبر للرقابة على دراسة الحيوانات السائل التفاعلات. ومع ذلك ، فإنه من المنطقي أن مسألة ما إذا كان يمكن للمرء أن استقراء السلوك الطبيعي (أي أن الذي يحدث في الميدان) من القياسات المعملية. لذا ، في الموضع قياسات التدفق الكمي وهناك حاجة لوصف دقيق للسباحة الحيوانات في بيئتها الطبيعية. قمنا بتصميم بذاتها ، الجهاز المحمول التي تعمل مستقلة عن أي اتصال على السطح ، ويمكن توفير قياسات كمية تدفق الحقل surrounding حيوان. ويمكن تشغيل هذا الجهاز ، وهي بذاتها جهاز velocimetry تحت الماء (SCUVA) من قبل الغواص واحد في أعماق تصل إلى 40 متر. مطلوبة نظرا لتعقيد وأضاف الأصيل في الظروف الميدانية ، وإعداد اعتبارات إضافية عند مقارنة القياسات المعملية. وتشمل هذه الاعتبارات ، ولكنها لا تقتصر على حركة التشغيل ، وتوقع موقف الأهداف السباحة والطبيعية المتاحة الجسيمات العالقة ، والتوجه من SCUVA النسبية لتدفق الفائدة. ويهدف البروتوكول التالي لمعالجة هذه التحديات الميدانية المشتركة وتعظيم نجاح القياس.

Watch this Scientific Journal Video about Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus SCUVA at JoVE.com

Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus SCUVA

هذا البروتوكول ينص على تعليمات حول كيفية استخدام جهاز قائم بذاته velocimetry تحت الماء (SCUVA) ، الذي صمم لتقدير حجم تدفقات الحيوانية التي تم إنشاؤها في الموقع. بالإضافة إلى ذلك ، يعالج هذا البروتوكول التحديات التي تفرضها الظروف الميدانية ، ويتضمن الاقتراح المشغل ، والموقف من الحيوانات التنبؤ ، واتجاه SCUVA.

قياس الكمي في الموقع التدفقات باستخدام جهاز قائم بذاته Velocimetry تحت الماء (SCUVA)

The ability to directly measure velocity fields in a fluid environment is necessary to provide empirical data for studies in fields as diverse as ...

quantitatively-measuring-situ-flows-using-self-contained-underwater

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus (SCUVA)

12.9K Views.  Woods Hole Oceanographic Institution. هذا البروتوكول ينص على تعليمات حول كيفية استخدام جهاز قائم بذاته velocimetry تحت الماء (SCUVA) ، الذي صمم لتقدير حجم تدفقات الحيوانية التي تم إنشاؤها في الموقع. بالإضافة إلى ذلك ، يعالج هذا البروتوكول التحديات التي تفرضها الظروف الميدانية ، ويتضمن الاقتراح المشغل ، وال?...

Video: Quantitatively Measuring In situ Flows using a Self-Contained Underwater Velocimetry Apparatus SCUVA

Electrospinning Fundamentals: Optimizing Solution and Apparatus Parameters

Electrospun nanofiber scaffolds have been shown to accelerate the maturation, improve the growth, and direct the migration of cells in vitro. Electrospinning is a process in which a charged polymer jet is collected on a grounded collector; a rapidly rotating collector results in aligned nanofibers while stationary collectors result in randomly oriented fiber mats. The polymer jet is formed when an applied electrostatic charge overcomes the surface tension of the solution. There is a minimum concentration for a given polymer, termed the critical entanglement concentration, below which a stable jet cannot be achieved and no nanofibers will form - although nanoparticles may be achieved (electrospray). A stable jet has two domains, a streaming segment and a whipping segment. While the whipping jet is usually invisible to the naked eye, the streaming segment is often visible under appropriate lighting conditions. Observing the length, thickness, consistency and movement of the stream is useful to predict the alignment and morphology of the nanofibers being formed. A short, non-uniform, inconsistent, and/or oscillating stream is indicative of a variety of problems, including poor fiber alignment, beading, splattering, and curlicue or wavy patterns. The stream can be optimized by adjusting the composition of the solution and the configuration of the electrospinning apparatus, thus optimizing the alignment and morphology of the fibers being produced. In this protocol, we present a procedure for setting up a basic electrospinning apparatus, empirically approximating the critical entanglement concentration of a polymer solution and optimizing the electrospinning process. In addition, we discuss some common problems and troubleshooting techniques.

Electrospinning techniques can create a variety of nanofibrous scaffolds for tissue engineering or other applications. We describe here a procedure to optimize the parameters of the electrospinning solution and apparatus to obtain fibers with the desired morphology and alignment. Common problems and troubleshooting techniques are also presented.

Electrospinning أساسيات : الحل الأمثل ومعلمات جهاز

Electrospun nanofiber scaffolds have been shown to accelerate the maturation, improve the growth, and direct the migration of cells in vitro. ...

Creating Two-Dimensional Patterned Substrates for Protein and Cell Confinement

Microcontact printing provides a rapid, highly reproducible method for the creation of well-defined patterned substrates.1 While microcontact printing can be employed to directly print a large number of molecules, including proteins,2 DNA,3 and silanes,4 the formation of self-assembled monolayers (SAMs) from long chain alkane thiols on gold provides a simple way to confine proteins and cells to specific patterns containing adhesive and resistant regions. This confinement can be used to control cell morphology and is useful for examining a variety of questions in protein and cell biology. Here, we describe a general method for the creation of well-defined protein patterns for cellular studies.5 This process involves three steps: the production of a patterned master using photolithography, the creation of a PDMS stamp, and microcontact printing of a gold-coated substrate. Once patterned, these cell culture substrates are capable of confining proteins and/or cells (primary cells or cell lines) to the pattern.
The use of self-assembled monolayer chemistry allows for precise control over the patterned protein/cell adhesive regions and non-adhesive regions; this cannot be achieved using direct protein stamping. Hexadecanethiol, the long chain alkane thiol used in the microcontact printing step, produces a hydrophobic surface that readily adsorbs protein from solution. The glycol-terminated thiol, used for backfilling the non-printed regions of the substrate, creates a monolayer that is resistant to protein adsorption and therefore cell growth.6 These thiol monomers produce highly structured monolayers that precisely define regions of the substrate that can support protein adsorption and cell growth. As a result, these substrates are useful for a wide variety of applications from the study of intercellular behavior7 to the creation of microelectronics.8
While other types of monolayer chemistry have been used for cell culture studies, including work from our group using trichlorosilanes to create patterns directly on glass substrates,9 patterned monolayers formed from alkane thiols on gold are straight-forward to prepare. Moreover, the monomers used for monolayer preparation are commercially available, stable, and do not require storage or handling under inert atmosphere. Patterned substrates prepared from alkane thiols can also be recycled and reused several times, maintaining cell confinement.10

Self-assembled monolayers (SAMs) formed from long chain alkane thiols on gold provide well-defined substrates for the formation of protein patterns and cell confinement. Microcontact printing of hexadecanethiol using a polydimethylsiloxane (PDMS) stamp followed by backfilling with a glycol-terminated alkane thiol monomer produces a pattern where protein and cells adsorb only to the stamped hexadecanethiol region.

إنشاء ثنائي الأبعاد ركائز منقوشة على الحبس البروتين والخلايا

Microcontact printing provides a rapid, highly reproducible method for the creation of well-defined patterned substrates.1  While microcontact printing ...

Micro-particle Image Velocimetry for Velocity Profile Measurements of Micro Blood Flows

Micro-particle image velocimetry (&mu;PIV) is used to visualize paired images of micro particles seeded in blood flows. The images are cross-correlated to give an accurate velocity profile. A protocol is presented for &mu;PIV measurements of blood flows in microchannels. At the scale of the microcirculation, blood cannot be considered a homogeneous fluid, as it is a suspension of flexible particles suspended in plasma, a Newtonian fluid. Shear rate, maximum velocity, velocity profile shape, and flow rate can be derived from these measurements. Several key parameters such as focal depth, particle concentration, and system compliance, are presented in order to ensure accurate, useful data along with examples and representative results for various hematocrits and flow conditions.

Micro-particle image velocimetry (&mu;PIV) is used to visualize paired images of micro particles seeded in blood flows which are cross-correlated to give an accurate velocity profile. Shear rate, maximum velocity, velocity profile shape, and flow rate, each of which has clinical applications, can be derived from these measurements.

الجسيمات الدقيقة Velocimetry صورة لسرعة الشخصي قياسات يتدفق الدم مايكرو

Micro-particle image velocimetry (&mu;PIV) is used to visualize paired images of micro particles seeded in blood flows. The images are cross-correlated to ...

Measuring the Mechanical Properties of Living Cells Using Atomic Force Microscopy

Mechanical properties of cells and extracellular matrix (ECM) play important roles in many biological processes including stem cell differentiation, tumor formation, and wound healing. Changes in stiffness of cells and ECM are often signs of changes in cell physiology or diseases in tissues. Hence, cell stiffness is an index to evaluate the status of cell cultures. Among the multitude of methods applied to measure the stiffness of cells and tissues, micro-indentation using an Atomic Force Microscope (AFM) provides a way to reliably measure the stiffness of living cells. This method has been widely applied to characterize the micro-scale stiffness for a variety of materials ranging from metal surfaces to soft biological tissues and cells. The basic principle of this method is to indent a cell with an AFM tip of selected geometry and measure the applied force from the bending of the AFM cantilever. Fitting the force-indentation curve to the Hertz model for the corresponding tip geometry can give quantitative measurements of material stiffness. This paper demonstrates the procedure to characterize the stiffness of living cells using AFM. Key steps including the process of AFM calibration, force-curve acquisition, and data analysis using a MATLAB routine are demonstrated. Limitations of this method are also discussed.

This paper demonstrates a protocol to characterize the mechanical properties of living cells by means of microindentation using an Atomic Force Microscope (AFM).

قياس الخواص الميكانيكية للخلايا الحية باستخدام المجهر القوة الذرية

Mechanical  properties of cells and extracellular matrix (ECM) play important roles in many  biological processes including stem cell differentiation, ...

In situ TEM of Biological Assemblies in Liquid

Researchers regularly use Transmission Electron Microscopes (TEMs) to examine biological entities and to assess new materials. Here, we describe an additional application for these instruments- viewing viral assemblies in a liquid environment. This exciting and novel method of visualizing biological structures utilizes a recently developed microfluidic-based specimen holder. Our video article demonstrates how to assemble and use a microfluidic holder to image liquid specimens within a TEM. In particular, we use simian rotavirus double-layered particles (DLPs) as our model system. We also describe steps to coat the surface of the liquid chamber with affinity biofilms that tether DLPs to the viewing window. This permits us to image assemblies in a manner that is suitable for 3D structure determination. Thus, we present a first glimpse of subviral particles in a native liquid environment.

In situ TEM of Biological Assemblies in Liquid

Here we describe a procedure to image viral complexes in liquid at nanometer resolution using a transmission electron microscope.

في الموقع TEM من الجمعيات البيولوجية في السائل

Researchers regularly use Transmission Electron Microscopes (TEMs) to examine biological entities and to assess new materials. Here, we describe an ...

Custom-designed Laser-based Heating Apparatus for Triggered Release of Cisplatin from Thermosensitive Liposomes with Magnetic Resonance Image Guidance

Liposomes have been employed as drug delivery systems to target solid tumors through exploitation of the enhanced permeability and retention (EPR) effect resulting in significant reductions in systemic toxicity. Nonetheless, insufficient release of encapsulated drug from liposomes has limited their clinical efficacy. Temperature-sensitive liposomes have been engineered to provide site-specific release of drug in order to overcome the problem of limited tumor drug bioavailability. Our lab has designed and developed a heat-activated thermosensitive liposome formulation of cisplatin (CDDP), known as HTLC, to provide triggered release of CDDP at solid tumors. Heat-activated delivery in vivo was achieved in murine models using a custom-built laser-based heating apparatus that provides a conformal heating pattern at the tumor site as confirmed by MR thermometry (MRT). A fiber optic temperature monitoring device was used to measure the temperature in real-time during the entire heating period with online adjustment of heat delivery by alternating the laser power. Drug delivery was optimized under magnetic resonance (MR) image guidance by co-encapsulation of an MR contrast agent (i.e.,&#160;gadoteridol) along with CDDP into the thermosensitive liposomes as a means to validate the heating protocol and to assess tumor accumulation. The heating protocol consisted of a preheating period of 5 min prior to administration of HTLC and 20 min heating post-injection. This heating protocol resulted in effective release of the encapsulated agents with the highest MR signal change observed in the heated tumor in comparison to the unheated tumor and muscle. This study demonstrated the successful application of the laser-based heating apparatus for preclinical thermosensitive liposome development and the importance of MR-guided validation of the heating protocol for optimization of drug delivery.

AN MRI-compatible&#160;custom-designed laser-based heating apparatus has been developed to provide local heating of subcutaneous tumors in order to activate release of agents from thermosensitive liposomes specifically at the tumor region.

مصمم خصيصا القائم على الليزر التدفئة جهاز لإطلاق الحفز من سيسبلاتين من حساس للحرارة الليبوزومات مع الرنين المغناطيسي الإرشاد صورة

Liposomes have been employed as drug delivery systems to target solid tumors through exploitation of the enhanced permeability and retention (EPR) effect ...

In Situ Mapping of the Mechanical Properties of Biofilms by Particle-tracking Microrheology

Bacterial cells are able to form surface-attached biofilm communities known as biofilms by encasing themselves in extracellular polymeric substances (EPS). The EPS serves as a physical and protective scaffold that houses the bacterial cells and consists of a variety of materials that includes proteins, exopolysaccharides and DNA. The composition of the EPS may change, which remodels the mechanic properties of the biofilm to further develop or support alternative biofilm structures, such as streamers, as a response to environmental cues. Despite this, there are little quantitative descriptions on how EPS components contribute to the mechanical properties and function of biofilms. Rheology, the study of the flow of matter, is of particular relevance to biofilms as many biofilms grow in flow conditions and are constantly exposed to shear stress. It also provides measurement and insight on the spreading of the biofilm on a surface. Here, particle-tracking microrheology is used to examine the viscoelasticity and effective crosslinking roles of different matrix components in various parts of the biofilm during development. This approach allows researchers to measure mechanic properties of biofilms at the micro-scale, which might provide useful information for controlling and engineering biofilms.

In Situ Mapping of the Mechanical Properties of Biofilms by Particle-tracking Microrheology

Particle-tracking microrheology investigates the viscoelasticity of materials. Here, the technique is used to determine the viscoelasticity, creep compliance and effective crosslinking roles of different matrix components of a bacterial biofilm. The matrix consists of polymeric substances secreted by the bacteria and its components determine biofilm structure and mechanical properties.

في الموقع خارطة الخواص الميكانيكية لالأغشية الحيوية التي تتبع الجسيمات Microrheology

Bacterial cells are able to form surface-attached biofilm communities known as biofilms by encasing themselves in extracellular polymeric substances ...

Measuring TCR-pMHC Binding In Situ using a FRET-based Microscopy Assay

T-cells are remarkably specific and effective when recognizing antigens in the form of peptides embedded in MHC molecules (pMHC) on the surface of Antigen Presenting Cells (APCs). This is despite T-cell antigen receptors (TCRs) exerting usually a moderate affinity (&#181;M range) to antigen when binding is measured in vitro1. In view of the molecular and cellular parameters contributing to T-cell antigen sensitivity, a microscopy-based methodology has been developed as a means to monitor TCR-pMHC binding in situ, as it occurs within the synapse of a live T-cell and an artificial and functionalized glass-supported planar lipid bilayer (SLB), which mimics the cell membrane of an Antigen presenting Cell (APC) 2. Measurements are based on F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET) between a blue- and red-shifted fluorescent dye attached to the TCR and the pMHC. Because the efficiency of FRET is inversely proportional to the sixth power of the inter-dye distance, one can employ FRET signals to visualize synaptic TCR-pMHC binding. The sensitive of the microscopy approach supports detection of single molecule FRET events. This allows to determine the affinity and off-rate of synaptic TCR-pMHC interactions and in turn to interpolate the on-rate of binding. Analogous assays could be applied to measure other receptor-ligand interactions in their native environment.

Measuring TCR-pMHC Binding In Situ using a FRET-based Microscopy Assay

This manuscript describes how to conduct (single molecule) F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET)- based assays to measure the binding dynamics between T-cell antigen receptor (TCR) and antigenic peptide-loaded MHC molecules as they occur within the immunological synapse of a T-cell in contact with a functionalized planar supported lipid bilayer.

قياس TCR-PMHC التجليد<em&gt; في الموقع</em&gt; باستخدام الميكروسكوب الفحص القائم على الحنق

T-cells are remarkably specific and effective when recognizing antigens in the form of peptides embedded in MHC molecules (pMHC) on the surface of Antigen ...

Apparatus for Harvesting Tissue Microcolumns

This manuscript describes the production process for a laboratory apparatus, made from off-the-shelf components, that can be used to collect microcolumns of full-thickness skin tissue. The small size of the microcolumns allows donor sites to heal quickly without causing donor site scarring, while harvesting full-thickness tissue enables the incorporation of all cellular and extracellular components of skin tissue, including those associated with deeper dermal regions and the adnexal skin structures, which have yet to be successfully reproduced using conventional tissue engineering techniques. The microcolumns can be applied directly into skin wounds to augment healing, or they can be used as the autologous cell/tissue source for other tissue engineering approaches. The harvesting needles are made by modifying standard hypodermic needles, and they can be used alone for harvesting small amounts of tissue or coupled with a simple suction-based collection system (also made from commonly available laboratory supplies) for high-volume harvesting to facilitate studies in large animal models.

Here we describe a protocol for producing harvesting needles that can be used to collect full-thickness skin tissue without causing donor site scarring. The needles can be combined with a simple collection system to achieve high-volume harvesting.

جهاز لقطع الأنسجة ميكروكولومنس

This manuscript describes the production process for a laboratory apparatus, made from off-the-shelf components, that can be used to collect microcolumns ...

Meso-Scale Particle Image Velocimetry Studies of Neurovascular Flows In Vitro

Particle image velocimetry (PIV) is used in a wide variety of fields, due to the opportunity it provides for precisely visualizing and quantifying flows across a large spatiotemporal range. However, its implementation typically requires the use of expensive and specialized instrumentation, which limits its broader utility. Moreover, within the field of bioengineering, in vitro flow visualization studies are also often further limited by the high cost of commercially sourced tissue phantoms that recapitulate desired anatomical structures, particularly for those that span the mesoscale regime (i.e., submillimeter to millimeter length scales). Herein, we present a simplified experimental protocol developed to address these limitations, the key elements of which include 1) a relatively low-cost method for fabricating mesoscale tissue phantoms using 3-D printing and silicone casting, and 2) an open-source image analysis and processing framework that reduces the demand upon the instrumentation for measuring mesoscale flows (i.e., velocities up to tens of millimeters/second). Collectively, this lowers the barrier to entry for nonexperts, by leveraging resources already at the disposal of many bioengineering researchers. We demonstratethe applicability of this protocol within the context of neurovascular flow characterization; however, it is expected to be relevant to a broader range of mesoscale applications in bioengineering and beyond.

Meso-Scale Particle Image Velocimetry Studies of Neurovascular Flows In Vitro

Here we present simplified methods for fabricating transparent neurovascular phantoms and characterizing the flow therein. We highlight several important parameters and demonstrate their relationship to field accuracy.

الحجم المتوسط الجسيمات الصورة فيلوسيميتري دراسات Neurovascular التدفقات في المختبر

Particle image velocimetry (PIV) is used in a wide variety of fields, due to the opportunity it provides for precisely visualizing and quantifying flows ...