Name: bioengineering human microvascular networks in immunodeficient mice
Uploaded: 2011-07-11T12:00:00
Duration: 6 min 55 s
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Ce travail a été partiellement pris en charge par NIH-01A1 K99EB009096 à JM-M.

1. Préparation <ol><li> Faire EGM-2 moyennes (500 ml) <ul><li> Ajouter 100 ml de sérum de veau fœtal (SVF) à 395 ml de milieu de base endothéliale (EBM-2). </li><li> Ajouter 5 ml de 100x Glutamine-pénicilline-streptomycine solution de localisation (GPS). </li><li> Ajouter tous les EGM-2 suppléments SingleQuots sauf pour l&#39;hydrocortisone (ie, le VEGF, hFGF-B, R-IGF-1, hEGF, l&#39;héparine, l&#39;acide ascorbique, et GA-1000). </li><li> Filtre stérilisée avec un 0,2-um filtre de taille des pores sous vide. </li></ul></li><li> Faire moyennes MSCGM (500 ml) <ul><li> Ajouter 5 ml de GPS 100x à 440 mL de milieu base de la tige mésenchymateuses cellulaire (MSCBM). </li><li> Ajouter tout le contenu de la trousse MSCGM SingleQuots. </li><li> Ajouter hFGF-B aliquote de suppléments SingleQuots EGM-2. </li><li> Filtre stérilisée avec un 0,2-um filtre de taille des pores sous vide. </li></ul></li><li> Faire du milieu DMEM (500 ml) <ul><li> Ajouter 50 ml de sérum de veau fœtal (SVF) à 440 ml de glucose à haute 1x Medium Eagle modifié par Dulbecco (DMEM). </li><li> Ajouter 5 ml de GPS 100x. </li><li> Ajouter 5 ml de solution d&#39;acide aminé non essentiel. </li><li> Filtre stérilisée avec un 0,2-um filtre de taille des pores sous vide. </li></ul></li><li> Faire collagène / fibronectine solution (3,6 ml; faite le jour même de l&#39;injection) <ul><li> Ajouter 0,4 ml de DMEM 10x à 150 uL d&#39;eau distillée H 2 O. </li><li> Ajouter 100 ul de HEPES 1M (25 mM final). </li><li> Soigneusement, ajouter 2,4 ml de collagène bovin (5 mg / mL de stock; 3 mg / ml final) et mélanger doucement sur la glace. </li><li> Ajuster le pH à neutralité par l&#39;adjonction de NaOH 1N solution (environ 30 uL). </li><li> Utilisez indicateur rouge de phénol pour évaluer pH neutre; alternative, utiliser du papier indicateur de pH pour contrôler le pH. </li><li> Ajouter 120 ul de fibronectine humaine (1 mg / mL de stock; 30 pg / ml final) </li><li> Ajouter 0,4 ml de FBS (10% final) </li><li> Garder la solution sur la glace jusqu&#39;à utilisation. </li></ul></li><li> Faire solution de fibrinogène (1 ml; faite le jour même de l&#39;injection) <ul><li> Ajoutez 30 mg de fibrinogène poudre à 1 ml de NaCl 0.9N (pH 7,4) solution (30 mg / ml final). </li><li> Avant d&#39;utiliser, incuber la solution de fibrinogène à 37 ° C pendant 30 minutes. </li><li> Mélanger doucement, sans agitation, avant son addition au gel de collagène / fibronectine. </li></ul></li><li> Faire solution de thrombine (200 ml) <ul><li> Ajouter une KU de la thrombine en poudre à 200 ml de solution saline de NaCl 0,9% de la normale (50 U / ml). </li><li> Filtre stérilisée avec un filtre de 0,2 um-taille de la seringue pores et conserver à -20 ° C jusqu&#39;à utilisation. </li><li> Avant utilisation, diluer avec une solution saline normale à 0,9% de NaCl à une concentration finale de 10 U / ml. </li></ul></li><li> Faire une solution de gélatine% (500 ml) <ul><li> Ajouter 5 g de gélatine en poudre à 500 ml de phosphate de Dulbecco saline tamponnée (PBS). </li><li> Autoclave à 121 ° C pendant 30 min. </li><li> Filtre stérilisée avec un 0,2-um filtre de taille des pores sous vide. </li></ul></li><li> Manteau de 100 mm des plaques de culture tissulaire avec solution d&#39;enrobage gélatine à 1% <ul><li> Ajouter 10 ml de solution de gélatine à 1% à chaque plaque de 100 mm de culture de tissu. </li><li> Incuber les plaques à 37 ° C pendant 60 min. </li><li> Avant l&#39;utilisation, enlever la solution de gélatine et laver les plaques une fois avec du PBS. </li></ul></li></ol> 2. Culture de cordon humain dérivés du sang endothéliale cellules formant des colonies (CPEF) Ce protocole suppose flacons congelés du ECFC sont disponibles dans le laboratoire avant cette expérience. ECFC peut être isolé de la fraction de cellules mononucléaires du sang de cordon ombilical soit ou adulte sang périphérique, comme décrit précédemment 7. <ol><li> Décongelez un flacon de CPEF (typiquement 0,5-1x10 6 cellules dans 1 ml de milieu de congélation) prises à partir du réservoir de stockage d&#39;azote liquide et immédiatement diluer son contenu dans un tube conique de 15 mL contenant 10 mL de milieu DMEM. Spin à 1200 rpm pendant 5 min. Retirer le surnageant et remettre le culot cellulaire dans 10 ml d&#39;eau tiède EGM-2 moyennes. </li><li> Ajouter les 10 mL de suspension ECFC dans un 1% de gélatine à revêtement de 100 mm plaque de culture de tissus. Placer la plaque dans un incubateur humidifié à 37 ° C et 5% de CO 2. Le lendemain, doucement aspirer à des cellules non liée et moyennes entreprises, et de nourrir les cellules lié avec 10 ml de frais EGM-2 moyennes. </li><li> Flux de la plaque tous les 2-3 jours avec EGM-2 moyennes. Permettent aux cellules de l&#39;expansion de telle sorte que la plaque est recouverte par une monocouche confluente cellulaire. A confluence, les cellules sous-culture comme suit: </li><li> Aspirer le milieu de culture et laver les cellules avec 10 ml de PBS. </li><li> Retirer du PBS et ajouter 2 mL de solution de trypsine-EDTA à chaque plaque de 100 mm. Secouez délicatement les plaques pour répartir uniformément la solution de trypsine-EDTA. Incuber à 37 ° C et 5% de CO 2 pendant 3-5 minutes. Tapoter doucement la plaque pour voir les cellules détachées en suspension sous un microscope inversé. </li><li> Lorsque les cellules détacher complètement, ajouter 8 ml d&#39;EGM-2 moyennes et recueillir la solution cellulairetion dans un tube de 15 ml conique. Prenez 10 uL de compter les cellules dans un hémocytomètre et de travailler sur le nombre total de cellules récoltées. </li><li> Plaque les cellules de 1% de gélatine revêtement des plaques de culture tissulaire à une densité d&#39;ensemencement de 5000 cellules / cm 2 à l&#39;aide EGM-2 moyennes. Placer les plaques dans l&#39;incubateur et de les nourrir tous les 2-3 jours avec EGM-2 moyennes. </li></ol> Répétez cette procédure pour les passages ultérieurs. Gardez une trace du nombre passage comme la population cellulaire est élargi. CPEF seront utilisées entre les passages 4-8. 3. Culture de moelle osseuse humaine des cellules dérivées de souches mésenchymateuses (CSM) Ce protocole suppose flacons congelés du MSC humaines sont disponibles dans le laboratoire avant cette expérience. MSC peut être isolé de la moelle osseuse aspire, comme décrit précédemment 11. <ol><li> Décongelez un flacon de cellules souches mésenchymateuses (généralement 0,50 1x10 6 cellules dans 1 ml de milieu de congélation) prises à partir du réservoir de stockage d&#39;azote liquide et immédiatement diluer son contenu dans un tube conique de 15 mL contenant 10 mL de milieu DMEM. Spin à 1200 rpm pendant 5 min. Retirer le surnageant et remettre le culot cellulaire dans 10 mL de milieu MSCGM chaud. </li><li> Ajouter les 10 mL de la suspension du SMC en un seul non couché de 100 mm plaque de culture de tissus. Placer la plaque dans un incubateur humidifié à 37 ° C et 5% de CO 2. Le lendemain, doucement aspirer à des cellules non liée et moyennes entreprises, et de nourrir les cellules lié avec 10 mL de milieu MSCGM frais. </li><li> Flux de la plaque tous les 2-3 jours avec un milieu de MSCGM. Permettent aux cellules de l&#39;expansion de telle sorte que la plaque atteint 80% de monocouche cellulaire confluente. Au confluent de 80%, sous-culture des cellules comme suit: </li><li> Aspirer le milieu de culture et laver les cellules avec 10 ml de PBS. </li><li> Retirer du PBS et ajouter 2 mL de solution de trypsine-EDTA à chaque plaque de 100 mm. Secouez délicatement les plaques pour répartir uniformément la solution de trypsine-EDTA. Incuber à 37 ° C et 5% de CO2 pendant 3-5 minutes. Tapoter doucement la plaque pour voir les cellules détachées en suspension sous un microscope inversé. </li><li> Lorsque les cellules détacher complètement, ajouter 8 ml de milieu MSCGM et recueillir la solution de cellules dans un tube de 15 ml conique. Prenez 10 uL de compter les cellules dans un hémocytomètre et de travailler sur le nombre total de cellules récoltées. </li><li> Plaque les cellules non couché plaques de culture tissulaire à une densité de semis de 10 000 cellules / cm 2 en utilisant le milieu MSCGM. Placer les plaques dans l&#39;incubateur et de les nourrir tous les 2-3 jours avec un milieu de MSCGM. </li></ol> Répétez cette procédure pour les passages ultérieurs. Gardez une trace du nombre passage comme la population cellulaire est élargi. MSC seront utilisées entre les passages 4-8. 4. Resuspension des cellules dans du collagène / fibronectine / fibrinogène Solution (jour 0) Avant l&#39;expérience, assurez-vous il ya assez de CPEF et les MSC dans la culture; 0.8x10 1.2x10 6 CPEF et les cellules souches mésenchymateuses 6 sera requis pour chaque implant et de la souris. <ol><li> Aspirer le milieu de chaque plaque de culture et laver les cellules avec 10 ml de PBS. Retirer du PBS et ajouter 2 mL de solution de trypsine-EDTA à chaque plaque de 100 mm. Secouez délicatement les plaques pour répartir uniformément la solution de trypsine-EDTA. Incuber pendant 3-5 minutes. Tapoter doucement la plaque pour voir les cellules détachées en suspension sous un microscope inversé. </li><li> Lorsque les cellules détacher complètement, ajouter 8 ml de milieu DMEM et recueillir la solution de cellules dans un tube de 15 ml conique. Prenez 10 uL de compter les cellules dans un hémocytomètre et de travailler sur le nombre total de CPEF et les MSC récoltés. </li><li> Transfert 4x10 6 CPEF (5x 0.8x10 6 cellules) et 6x10 6 PPM (5x 1.2x10 6 cellules) ainsi que dans une seule de 50 ml tube conique. Il s&#39;agit du montant total de cellules nécessaires pour cinq implants individuels et les souris. Centrifuger à 1200 rpm et éliminer le surnageant. </li><li> Doucement, ajouter 100 uL de solution de fibrinogène à 0,9 ml de collagène / fibronectine solution (3 mg / ml concentration de fibrinogène final); maintenir le mélange sur la glace. </li><li> Reprendre le culot cellulaire sur 1 ml de glace froide collagène / fibronectine / fibrinogène solution; mélanger les cellules très doucement pour éviter les bulles. Chargez le mélange dans une seringue stérile de 1 ml, et le lieu d&#39;une aiguille de calibre 26 avec son capuchon sur le bout de la seringue. Conserver la seringue chargée sur glace jusqu&#39;à l&#39;injection. </li></ol> 5. L&#39;injection dans la souris Nude immunodéficientes (jour 0) Toutes les expériences sur les animaux seront effectués avec âgées de 6 semaines nude athymiques (nu / nu) chez la souris. <ol><li> Avant l&#39;injection, anesthésier la souris immunodéficientes en les plaçant dans une chambre à gaz offrant l&#39;isoflurane. Autoriser les souris à inhaler l&#39;isoflurane pendant environ 2 minutes jusqu&#39;à ce qu&#39;ils soient anesthésiés et insensible à pincement de l&#39;orteil (surveiller leurs battements de cœur par l&#39;inspection). </li><li> Pour chaque souris, injecter 50 uL de solution de thrombine (10 U / ml) sous-cutanée dans la région dorsale supérieure en utilisant une aiguille de calibre 26. </li><li&gt; Dans le même endroit où la thrombine a été injecté, injecter 200 uL du mélange de cellules à l&#39;aide d&#39;une aiguille de calibre 26. Collagène de gel à 37 ° C et le fibrinogène sera sous forme de gel de fibrine en présence de thrombine. En conséquence, l&#39;implant doit former une petite mais appréciable, bosse sous la peau. </li><li> Après l&#39;injection, placez la souris sur une couche de gaze pour le confort et la chaleur et de les observer jusqu&#39;à ce qu&#39;ils deviennent ambulatoires. Puis après, observer la souris par jour pendant les trois premiers jours. </li></ol> 6. Récolte (Jour 7) <ol><li> Une semaine après les injections, euthanasier les souris en les plaçant dans une chambre à gaz comprimé offrant gaz CO 2. </li><li> Une fois euthanasiés, à ciel ouvert de la peau à proximité de la zone de l&#39;injection et enlever chirurgicalement la fiche de gel. Des photos numériques des bouchons de gel récupéré avec une échelle est conseillé. </li><li> Placez les bougies gel de la récolte dans la cassette histologiques et profonde eux dans 10% du formol tamponné neutre nuit à température ambiante. </li><li> Après fixation, lavez les 10% du formol tamponné neutre éliminer H 2 O distillée et placer les cassettes histologiques à 4 ° C dans du PBS jusqu&#39;à l&#39;évaluation histologique. </li></ol> 7. Évaluation: Histologie (H &amp; E) et immunohistochimie (hCD31) <ol><li> Pour l&#39;évaluation histologique, les implants sont inclus dans la paraffine et sectionnés (7 um d&#39;épaisseur des sections) en utilisant les procédures standard histologique. </li><li> Quantifier la densité des microvaisseaux par l&#39;évaluation de hématoxiline et l&#39;éosine (H &amp; E) sections colorées tirées de la partie centrale de l&#39;implant. Des protocoles standard de coloration H &amp; E peut être trouvé ailleurs. Microvaisseaux peuvent être identifiés en tant que structures luminal contenant des globules rouges. Signaler densité microvaisseaux que le nombre moyen de globules rouges remplis de microvaisseaux dans les domaines analysés et exprimés en bateaux / mm 2. </li><li> Afin de démontrer la nature humaine des vaisseaux microvasculaires, des sections de l&#39;implant doit être récupéré par immunohistochimie colorées avec un CD31 humain spécifique (hCD31) antibody utilisant des protocoles standard de coloration. Nous vous recommandons d&#39;utiliser l&#39;anticorps monoclonal de souris anti-humain CD31 anticorps à partir de DakoCytomation (Clone JC70A;. # Cat M0823) à une dilution de 1:100. La spécificité de cet anticorps humains a été confirmée par la réaction négative obtenue avec une diversité de sections de tissus de souris qui ont été colorées en 7,11 parallèle. Fait à noter, les vaisseaux sanguins de souris sont souvent vu à l&#39;intérieur des implants (spécialement autour de la frontière), mais les navires de la souris ne tache pas positif avec cet anticorps. En outre, la présence de CSM humaines peuvent être détectés par coloration immunohistochimique avec des anticorps spécifiques humaine contre CD90 ou de l&#39;actine musculaire lisse α-(α-SMA). MSC humaines sont trouvées à la fois dans la région périvasculaire des vaisseaux sanguins nouvellement formés et répartis sur l&#39;ensemble interstitiellement l&#39;implant 11. </li></ol> 8. Les résultats représentatifs <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3065/3065fig1.jpg" /> Figure 1. Aspect typique de la ECFC et cultures du MSC. Micrographies en contraste de phase montrant l&#39;aspect typique de CPEF et les MSC en culture. (A) monocouche confluente de sang de cordon dérivés CPEF affichant la caractéristique pavées morphologie des cellules endothéliales. (B) d&#39;os humains provenant de la moelle MSC affichant une morphologie forme de broche. Scaler bars, 200 um. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/3065/3065fig2.jpg" /> Figure 2. Apparence de bouchons explantés au jour 7. Dérivés du sang du cordon humain CPEF et les os dérivées de la moelle MSC ont été incorporés dans le collagène / fibronectine / fibrine gel et implantation sous-cutanée à des souris nude comme décrit dans le texte. (A) Après 7 jours, une fois que la souris a été euthanasiée, à ciel ouvert de la peau à proximité de la zone de l&#39;injection et d&#39;exposer la fiche de cellules / gel en retournant la peau. (B) Aspect de la fiche chirurgicalement enlevé de la souris et avant la fixation au formol. La couleur rouge de l&#39;implant est une indication de la vascularisation. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/3065/3065fig3.jpg" /> Figure 3. L&#39;identification histologique des réseau vasculaire dans les bouchons explantés. Hématoxiline et l&#39;éosine (H &amp; E) sections colorées tirées de la partie du milieu des bouchons explantés. (A) à faible grossissement (10x) Micrographie montrant l&#39;implant (marquée par une ligne jaune pointillée) dans le cadre des tissus de l&#39;hôte environnante (par exemple, le tissu adipeux et le muscle squelettique). (B) à fort grossissement (40x) Micrographie montrant plusieurs microvaisseaux (flèche jaune pointant vers certains d&#39;entre eux) l&#39;intérieur du bouchon; microvaisseaux peuvent être identifiés en tant que structures luminal contenant des globules rouges. <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/3065/3065fig4.jpg" /> Figure 4. L&#39;identification immunohistochimique des humainslumens. immunohistochimique coupes colorées tirées de la partie du milieu des bouchons explantés. La coloration a été réalisée en utilisant un anticorps monoclonal de souris anti-humain CD31 (hCD31) anticorps à partir de DakoCytomation (Clone JC70A;. # Cat M0823) à une dilution 1:100; noyaux des cellules ont été contre-colorées avec hématoxiline. (A) à faible grossissement (10x) Micrographie montrant l&#39;implant (délimitée par une ligne pointillée noire) dans le contexte de tissus environnants hôte. Humaines spécifiques, CD31-positives microvaisseaux sont colorées en brun (coloration peroxydase). (B) Haute grossissement (40x) Micrographie montrant plusieurs microvaisseaux humains (flèche noire pointant à certains lumens hCD31-positif) à l&#39;intérieur du bouchon.

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	<li>Melero-Martin, J. M., Bischoff, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+13.+An+in+vivo+experimental+model+for+postnatal+vasculogenesis.">Chapter 13. An in vivo experimental model for postnatal vasculogenesis.</a> Methods Enzymol. 445, 303-329 (2008).</li><li>Koike, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineering:+creation+of+long-lasting+blood+vessels.">Tissue engineering: creation of long-lasting blood vessels.</a> Nature. 428, 138-139 (2004).</li><li>Schechner, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+formation+of+complex+microvessels+lined+by+human+endothelial+cells+in+an+immunodeficient+mouse.">In vivo formation of complex microvessels lined by human endothelial cells in an immunodeficient mouse.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 97, 9191-9196 (2000).</li><li>N&amp;ouml, r., E, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+and+characterization+of+functional+human+microvessels+in+immunodeficient+mice.">Engineering and characterization of functional human microvessels in immunodeficient mice.</a> Lab Invest. 81, 453-463 (2001).</li><li>Lin, Y., Weisdorf, D. J., Solovey, A., Hebbel, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Origins+of+circulating+endothelial+cells+and+endothelial+outgrowth+from+blood.">Origins of circulating endothelial cells and endothelial outgrowth from blood.</a> J Clin Invest. 105, 71-77 (2000).</li><li>Ingram, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+novel+hierarchy+of+endothelial+progenitor+cells+using+human+peripheral+and+umbilical+cord+blood.">Identification of a novel hierarchy of endothelial progenitor cells using human peripheral and umbilical cord blood.</a> Blood. 104, 2752-2760 (2004).</li><li>Melero-Martin, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+vasculogenic+potential+of+human+blood-derived+endothelial+progenitor+cells.">In vivo vasculogenic potential of human blood-derived endothelial progenitor cells.</a> Blood. 109, 4761-4768 (2007).</li><li>Au, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+in+vivo+potential+of+endothelial+progenitor+cells+from+human+umbilical+cord+blood+and+adult+peripheral+blood+to+form+functional+long-lasting+vessels.">Differential in vivo potential of endothelial progenitor cells from human umbilical cord blood and adult peripheral blood to form functional long-lasting vessels.</a> Blood. 111, 1302-1305 (2008).</li><li>Yoder, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Redefining+endothelial+progenitor+cells+via+clonal+analysis+and+hematopoietic+stem/progenitor+cell+principals.">Redefining endothelial progenitor cells via clonal analysis and hematopoietic stem/progenitor cell principals.</a> Blood. 109, 1801-1809 (2007).</li><li>Traktuev, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Robust+Functional+Vascular+Network+Formation+In+Vivo+by+Cooperation+of+Adipose+Progenitor+and+Endothelial+Cells.">Robust Functional Vascular Network Formation In Vivo by Cooperation of Adipose Progenitor and Endothelial Cells.</a> Circ Res. 104, 1410-1420 (2009).</li><li>Melero-Martin, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+robust+and+functional+vascular+networks+in+vivo+with+human+adult+and+cord+blood-derived+progenitor+cells.">Engineering robust and functional vascular networks in vivo with human adult and cord blood-derived progenitor cells.</a> Circ Res. 103, 194-202 (2008).</li><li>Melero-Martin, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Host+Myeloid+Cells+Are+Necessary+for+Creating+Bioengineered+Human+Vascular+Networks+In+Vivo.">Host Myeloid Cells Are Necessary for Creating Bioengineered Human Vascular Networks In Vivo.</a> Tissue Eng Part A. 16, 2457-2466 (2010).</li></ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Ceci est un modèle expérimental de la bioingénierie humaine réseaux vasculaires. Les principales caractéristiques de ce modèle sont les suivants: 1) microvaisseaux sont formés à partir de cellules humaines isolées de tissus post-natale (à savoir, le sang et la moelle osseuse), 2) microvaisseaux sont formés en un animal adulte, et 3) microvaisseaux ne découlent pas de pré existant (l&#39;hôte) les navires, mais plutôt qu&#39;ils sont formés, de novo, à partir de cellules individuelles en suspension dans un gel approprié. L&#39;angiogenèse joue un rôle important dans ce test car les connexions à la vascularisation murins sont nécessaires pour atteindre la cellule remplie de globules rouges navires, l&#39;un des fonctionnelles de lecture dans ce test. En outre, les cellules myéloïdes d&#39;accueil sont recrutés à l&#39;implant dans le post-transplantation premiers jours, et elles sont nécessaires à la formation du nouveau lit vasculaire 12. Ce modèle expérimental offre une polyvalence, système modèle quantifiables, et relativement simple à étudier la formation post-natale des réseaux humains vasculaire in vivo. De plus, ce test est simple à réaliser et il n&#39;a pas besoin d&#39;une incision ou une intervention chirurgicale. Le modèle pourrait être utilisé pour étudier le potentiel vasculogenic des différentes sources de cellules endothéliales humaines et périvasculaires. Le modèle pourrait être utilisé pour l&#39;écran anti-et / ou pro-vasculogenic composés. Enfin, le modèle peut être utilisé pour étudier le rôle (s) de gènes spécifiques dans la formation et la fonction d&#39;un réseau vasculaire composé de l&#39;endothélium humain.

<table border="1"><tbody><tr><th> Nom du réactif </th><th> Société </th><th> Numéro de catalogue </th><th> Commentaires (optionnel) </th></tr><tr><td> Endothéliale milieu de base, EBM-2 </td><td> Lonza </td><td> CC-3156 </td><td></td></tr><tr><td> EGM-2 suppléments SingleQuot </td><td> Lonza </td><td> CC-3162 </td><td></td></tr><tr><td> Glutamine-pénicilline streptomycine solution, 100x GPS </td><td> Mediatech, Inc </td><td> 30 à 009-CI </td><td></td></tr><tr><td> Mésenchymateuses Stem Cell Growth Medium BulletKit, MSCBM / MSCGM </td><td> Lonza </td><td> PT-3001 </td><td></td></tr><tr><td> De glucose à haute Dulbecco Modified Eagle Médium, 1x DMEM </td><td> Invitrogen </td><td> 11995-073 </td><td></td></tr><tr><td> MEM non essentiels solution d&#39;acides aminés, 100x NEAA </td><td> Invitrogen </td><td> 11140-050 </td><td></td></tr><tr><td> De glucose à haute Eagle modifié par Dulbecco, poudre DMEM </td><td> Invitrogen </td><td> 12100-046 </td><td></td></tr><tr><td> Solution tampon HEPES </td><td> Invitrogen </td><td> 15630-080 </td><td></td></tr><tr><td> Cultrex collagène I bovin solution </td><td> Trevigen </td><td> 3442-050-01 </td><td></td></tr><tr><td> Cultrex homme fibronectine </td><td> Trevigen </td><td> 3420-001-01 </td><td></td></tr><tr><td> Fibrinogène du plasma bovin </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> F8630-1G </td><td></td></tr><tr><td> Gélatine </td><td> Fisher </td><td> DF0143-17-9 </td><td></td></tr><tr><td> Phosphate de Dulbecco saline tamponnée, PBS </td><td> Invitrogen </td><td> 14190-250 </td><td></td></tr><tr><td> Solution de trypsine-EDTA, 1x </td><td> Invitrogen </td><td> 25300-054 </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;isoflurane, liquide pour inhalation </td><td> Buxter Healthcare Corporation </td><td> NDC 10019-360-40 </td><td></td></tr><tr><td> La thrombine de bovins du plasma </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> T4648-1KU </td><td></td></tr><tr><td> Solution de formol, tamponné neutre </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> HT501128 </td><td></td></tr><tr><td> Monoclonaux de souris anti-CD31 humain Anticorps </td><td> DakoCytomation </td><td> M0823 </td><td> Clone JC70A </td></tr></tbody></table>

bioengineering human microvascular networks in immunodeficient mice

L&#39;avenir de l&#39;ingénierie tissulaire et des thérapies cellulaires pour la régénération tissulaire sera probablement compter sur notre capacité à générer des réseaux fonctionnels vasculaire in vivo. À cet égard, la recherche de modèles expérimentaux pour construire des réseaux de vaisseaux sanguins in vivo est d&#39;une importance capitale 1. La faisabilité des réseaux microvasculaires bioingénierie in vivo a été démontré en utilisant des tissus humains matures dérivés de cellules endothéliales (CE) 2-4; cependant, ces cellules endothéliales autologues problèmes actuels pour une utilisation clinique de large, car ils sont difficiles à obtenir en quantité suffisante et nécessitent la récolte de la vascularisation existante. Ces limites ont incité la recherche d&#39;autres sources d&#39;ECS. L&#39;identification des endothéliales cellules formant des colonies (CPEF) dans le sang a donné l&#39;occasion aux non-invasive d&#39;obtenir EC 5-7. Nous et les autres auteurs ont montré que les CPEF dérivés du sang et la moelle adulte ont la capacité de la forme fonctionnelle des réseaux vasculaires in vivo 7-11. Fait important, ces études ont également montré que pour obtenir stable et durable des réseaux vasculaires, CPEF besoin de co-implantation avec les cellules périvasculaires. Le test que nous décrivons ici illustre ce concept: nous montrons comment humaine de sang de cordon dérivés CPEF peut être combiné avec dérivées de la moelle osseuse des cellules souches mésenchymateuses (CSM) comme une suspension cellulaire unique dans un gel de collagène / fibronectine / fibrinogène pour former un être humain fonctionnelle réseau vasculaire dans les 7 jours après l&#39;implantation dans une souris immunodéficientes. La présence d&#39;humains ECFC bordées lumens contenant des érythrocytes hôte peut être vu à travers les implants indiquant non seulement la formation (de novo) d&#39;un réseau vasculaire, mais aussi le développement d&#39;anastomoses fonctionnelles avec le système circulatoire d&#39;hôte. Ce modèle murin de la bioingénierie réseau vasculaire humain est idéalement adapté pour les études sur les mécanismes cellulaires et moléculaires de la formation de réseaux vasculaires humaines et pour le développement de stratégies pour vasculariser tissus d&#39;ingénierie.

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Bioengineering Human Microvascular Networks in Immunodeficient Mice

Ici, nous décrivons une méthodologie pour livrer cordon humain dérivés du sang endothéliales cellules formant des colonies (CPEF) et de la moelle osseuse des cellules souches mésenchymateuses (CSM), incorporé dans un gel de collagène / fibronectine, sous-cutanée dans des souris immunodéficientes. Cette combinaison de cellules / gel génère un réseau humain vasculaire qui se connecte avec la vascularisation de la souris.

Bioingénierie de l&#39;homme Réseaux microvasculaires chez des souris immunodéficientes

The future of tissue engineering and cell-based therapies for tissue regeneration will likely rely on our ability to generate functional vascular networks ...

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Using Micro-Electro-Mechanical Systems (MEMS) to Develop Diagnostic Tools

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CD4+ T-Lymphocyte Capture Using a Disposable Microfluidic Chip for HIV

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Cellules endothéliales co-culture de maturation de la médiation de l&#39;homme les cellules souches embryonnaires à des cellules productrices d&#39;insuline du pancréas dans une approche différenciation dirigée

Embryonic stem cells (ESC) have two main characteristics: they can be indefinitely propagated in vitro in an undifferentiated state and they are ...

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La cartographie des réseaux fonctionnels bactériens et voies de<em&gt; Escherichia Coli</em&gt; En utilisant des tableaux synthétiques génétiques

Phenotypes  are determined by a complex series of physical (e.g. protein-protein) and  functional (e.g. gene-gene or genetic) interactions (GI)1. While ...

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ARN-seq Analyse des transcriptomes de thrombine traitée et de contrôle de l&#39;homme des cellules endothéliales microvasculaires pulmonaires

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A few years ago, the establishment of human induced pluripotent stem cells (iPSCs) ushered in a new era in biomedicine. Potential uses of human iPSCs ...

Determination of Sialic Acids in Liver and Milk Samples of Wild-type and CMAH Knock-out Mice.

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