Name: implantation of radiotelemetry transmitters yielding data on ecg, heart rate, core body temperature and activity in free-moving laboratory mice
Uploaded: 2011-11-21T12:00:00
Duration: 9 min 11 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice at JoVE.com

فإن الكتاب بالشكر إلى ألمانيا على نهر تشارلز توفير CD - 1 الفئران. ونحن نشكر أيضا روبن وشنايدر موظفي المختبر البيولوجي مركزية لدعم السكن في الفئران. نشكر يرجى نيكولز فلورا للحصول على مساعدة فنية ممتازة والبروفيسور كورت بوركي بسخاء لتوفير مرافق البحث والموارد.

<ol>
	<li>Cesarovic, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+and+sevoflurane+provide+equally+effective+anesthesia+in+laboratory+mice.">Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anesthesia in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 44, 329-336 (2010).</li><li>Gross, V., Luft, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercising+restraint+in+measuring+blood+pressure+in+conscious+mice.">Exercising restraint in measuring blood pressure in conscious mice.</a> Hypertension. 41, 879-881 (2003).</li><li>Kramer, K., Kinter, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+and+applications+of+radiotelemetry+in+small+laboratory+animals.">Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals.</a> Physiol. Genomics. 13, 197-205 (2003).</li><li>Kramer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+telemetry+to+record+electrocardiogram+and+heart+rate+in+freely+moving+mice.">Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 30, 209-215 (1993).</li><li>Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+post-laparotomy+pain+in+laboratory+mice+by+telemetric+recording+of+heart+rate+and+heart+rate+variability.">Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability.</a> BMC. Vet. Res. 3, 16-16 (2007).</li><li>Schuler, B., Rettich, A., Vogel, J., Gassmann, ., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+surgical+techniques+and+postoperative+care+improve+survival+rates+and+permit+accurate+telemetric+recording+in+exercising+mice.">Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice.</a> BMC. Vet. Res. 5, 28-28 (2009).</li><li>Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+Rodent+Surgery+for+the+New+Surgeon.">Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.</a> J. Vis. Exp. (47), e2586-e2586 (2011).</li><li>Rettich, A., Kasermann, H. P., Pelczar, P., Burki, K., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+physiological+and+behavioral+impact+of+sensory+contact+among+unfamiliar+adult+mice+in+the+laboratory.">The physiological and behavioral impact of sensory contact among unfamiliar adult mice in the laboratory.</a> J. Appl. Anim. Welf. Sci. 9, 277-288 (2006).</li><li>Spani, D., Arras, M., Konig, B., Rulicke, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Higher+heart+rate+of+laboratory+mice+housed+individually+vs+in+pairs.">Higher heart rate of laboratory mice housed individually vs in pairs.</a> Lab. Anim. 37, 54-62 (2003).</li><li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+the+contribution+of+beta3-containing+GABAA+receptors+to+volatile+and+intravenous+general+anesthetic+actions.">Mapping the contribution of beta3-containing GABAA receptors to volatile and intravenous general anesthetic actions.</a> BMC. Pharmacol. 7, 2-2 (2007).</li><li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+molecular+target+mediating+the+general+anesthetic+actions+of+pentobarbital.">Identification of a molecular target mediating the general anesthetic actions of pentobarbital.</a> Mol. Pharmacol. 71, 852-859 (2007).</li><li>Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improvement+of+pain+therapy+in+laboratory+mice.">Improvement of pain therapy in laboratory mice.</a> Altex. 24, 6-8 (2007).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

القياسات اللاسلكية هو بديل قوي للطرق التقليدية لقياس المعلمات الفسيولوجية في مجال البحوث الطبية الحيوية. أنظمة القياس عن بعد عالية الجودة تتألف من زرع أجهزة الاستقبال والإرسال والحصول على البيانات وتحليل الأجهزة والبرمجيات متاحة الآن تجاريا ، وحتى للحيوانات صغيرة مثل الفئران. القياس عن بعد يمثل التقنية الوحيدة المتاحة حاليا لجمع البيانات من غير المقيد ، والانتقال بحرية الفئران. باستخدام هذا الأسلوب ، فمن الممكن الآن لجمع البيانات بشكل مستمر و / أو لفترات أطول من الوقت من الحيوانات المقيمين في بيئتهم المألوفة الخاصة ، مما يقلل من الضغط على الحيوانات ويترتب على ذلك من التحف التجريبية. وقد تم تحسين شكل وموقف يؤدي من أجل الحصول على إشارات حتى خلال الحركات السريعة (على سبيل المثال تكافح والجري والقتال) ، أو في تستقيم الموقف 9. وبالتالي ، يمكن الحصول على قياسات دقيقة خلال التجارب ، على سبيل المثال أثناء الإجهاد ، والتخدير فيشوس ، في حين يعمل في حلقة مفرغة ، وخلال التجارب السلوكية ، وخلال التجارب العدوى ، والعديد من الحالات التجريبية الأخرى. ومع ذلك ، من أجل الحصول على بيانات موثوقة واستنساخه وخالية من القطع الأثرية ، لا بد من استبعاد التأثيرات البيئية ، ونوجه اهتماما خاصا لأهمية شروط موحدة. فمن المستحسن أن يتم عزل غرفة من الضوضاء الإلكترونية والصوتية ، بما في ذلك الصوت بالموجات فوق الصوتية ، التي الفئران حساسة بشكل خاص. بالإضافة إلى ذلك ، أي الاضطرابات ، مثل الزائرين أو الإجراءات التجريبية لا علاقة لها ، لا ينبغي السماح عند إجراء القياسات. لتجنب التدخل يؤثر (وبخاصة في حالة القياسات قفص المنزل) ، ينبغي الانتهاء من جميع الإجراءات اللازمة في تربية الغرفة قبل بدء كل قياس. بالإضافة إلى ذلك ، والسكن من الفئران ، خصوصا إذا تم استخدام الذكور في مجموعات أو بشكل فردي يمكن أن يكون لها تأثير على القياسات ويجب أخذها في الاعتبار عند جيش التحرير الشعبى الصينىnning التجارب 9. أيضا ، يجب أن تكون صحية والفئران خالية من مسببات الأمراض الفئران ، لأن العدوى الكامنة أو واضح ، فضلا عن الأمراض أو أي عاهات صحية أخرى ، يمكن أن يكون لها تأثير كبير على سلوك المعلمات الفسيولوجية والنشاط. تبعا لذلك ، ينبغي أن الفئران يشفون تماما بعد الزرع ويجب أن تعطى الوقت الكافي للتكيف مع تحمل الارسال قبل البدء في أي التجارب. جمع البيانات عن طريق القياسات اللاسلكية في الفئران يتطلب زرع الجراحية الأولية للمرسل القياس عن بعد. يجب أن يتم تنفيذ ذلك إلا من خلال موظفين مدربين من ذوي المهارات الجراحية من أجل تقليل الصدمة والألم لاحقة الأنسجة والضيق. عقد لالمجربون المهارات الجراحية الأساسية أو المتقدمة حتى (الجزئي) ، فمن المستحسن إجراء المحاكمات الأولى في جثث جديدة باستخدام الماوس يزرع التدريب (أي الدمى ، قدمت من قبل الشركة المصنعة) لوضع الإجراءات وتصبح مألوفة مع خصوصيات هذا النوعمن الجراحة. بعد هذا التدريب ، فإن معظم المجربين تكون قادرة على زرع هذا النوع من الإرسال مع النجاح وسيصل الى الكفاءة مفيدة بعد زرع قليلة. ينبغي الحفاظ على ظروف معقمة أثناء الجراحة للحفاظ على عبء الميكروبيولوجية وخطر العدوى منخفضة. ومع ذلك ، لا يمكن أن تقدم عقم كامل بسبب بعض الظروف الخاصة العقم ، والمتضاربة في الفئران (على سبيل المثال ، تأثير التبريد من لقطة واسعة الشعر والتطهير ، وعدم جدوى من الضمادات لحماية الجروح). وهكذا ، ويدير المضادة للعدوى الاتقاء خلال زرع. مصممة جيدا علاج مسكن ووضع خطة للرصد واضحة المعالم ، وكذلك بعد العمليات الجراحية كافية الرعاية تلعب دورا حاسما في نتائج مرضية من التجربة. عموما ، فإن زرع الجراحية للجهاز إرسال القياس عن بعد في الفئران أن تكون مرهقة للحيوان. على وجه الخصوص ، إذا الوراثية في تعديل المواصفاتخطوط الماوس IFIC يؤثر على النمط الظاهري وينال من الحيوانات الجسدية الشرط ، والمضاعفات في إطار زمني شبه المنطوق وزيادة معدلات الوفاة بعد الزرع قد يكون خطرا. لتجنب معاناة لا داعي لها وينبغي إطلاق سراح الأفراد العارضة الانتعاش غير المرضية ، أو نقاهة طويلة من التجربة والتضحية قبل أن تصل إلى مرحلة الاحتضار. وقد أنشئت تسهيل الرصد المنتظم من الأعراض الحرجة وتقديم المشورة بشأن النتائج النهائية للإنسانية : لهذا الغرض ، ورقة البيانات (الحالة العامة والصحية ورقة بيانات الرصد الجدول 1). وهكذا ، تم توثيقه الانتعاش في نمط من السجلات الطبية أو مجلة المختبر ، مما يجعل إجراء هذه المنهجية (أي إجراء الزرع والانتعاش بعد العمليات الجراحية) شفاف إلى السلطات المختصة وهيئات الرفق بالحيوان المسؤولة عن التجارب على الحيوانات (على سبيل المثال ، IACUC).

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Step 1.2 in the Protocol has been updated from:
1.2 Hair clipping at one day prior to surgery
The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
to:
After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
Step 2.3 in the Protocol has been updated from:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).
to:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swab. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).

Step 3 in the Protocol has been updated from:
3. Post-operative care
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
to:
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
to:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

implantation of radiotelemetry transmitters yielding data on ecg, heart rate, core body temperature and activity in free-moving laboratory mice

الماوس هو مختبر الحيوانات المفضلة لمعظم الأبحاث الطبية الحيوية ، سواء في المجال الأكاديمي وصناعة المستحضرات الصيدلانية. الفئران هي ذات حجم معقول وسهلة نسبيا للمنزل. هذه العوامل ، جنبا إلى جنب مع توافر ثروة من المسوخ والعفوية التي يسببها تجريبيا ، وجعل الفئران المختبرية مثاليا لمجموعة واسعة من المجالات البحثية. في مجال البحوث القلبية الوعائية والدوائية والسمية ، وكثيرا ما تحتاج القياس الدقيق للمعلمات المتعلقة بنظام الدورة الدموية للحيوانات المختبر. وتستند تحديد معدل ضربات القلب ، والقلب تقلب سعر ، ومدتها وفترات PQ QT على التسجيلات (ECG) الكهربائي. ومع ذلك ، يمكن الحصول على منحنيات ECG موثوق بها وكذلك البيانات الفسيولوجية مثل درجة حرارة الجسم الأساسية في الفئران يكون من الصعب استخدام تقنيات القياس التقليدية ، والتي تتطلب ربط أجهزة الاستشعار والأسلاك يؤدي إلى المربوطة ، مقيدة ، أو حتىaesthetized الحيوانية. ويجب تفسير البيانات التي تم الحصول عليها بهذه الطريقة بحذر ، كما هو معروف جيدا أن تقييد والتخدير يمكن أن يكون لها تأثير كبير على معايير مصطنعة الفسيولوجية 1 و 2. القياسات اللاسلكية تتيح البيانات التي سيتم جمعها من الحيوانات واعية وغير المربوطة. ويمكن إجراء قياسات التحرك بحرية حتى في الحيوانات ، ودون الحاجة للمحقق أن تكون في القرب من الحيوان. وهكذا ، يتم تجنب مصادر معروفة من القطع الأثرية ، وأكدت قياسات دقيقة وموثوق بها. هذه المنهجية أيضا يقلل التباين interanimal ، وبالتالي تقليل عدد الحيوانات المستخدمة ، مما يجعل هذه التكنولوجيا الأسلوب الأكثر إنسانية لرصد المعلمات الفسيولوجية في الحيوانات المختبرية 3 ، 4. التقدم المستمر في تكنولوجيا التصغير الحصول على البيانات والزرع يعني أنه من الممكن الآن لتسجيل المعلمات الفسيولوجية والنشاط الحركي وبشكل مستمر في الوقت الحقيقي على مدى أطول عeriods مثل ساعات أو أيام أو حتى أسابيع 3 و 5. هنا ، نحن تصف تقنية جراحية لزرع جهاز إرسال القياس عن بعد المتاحة تجاريا المستخدمة لقياس درجة حرارة الجسم المستمر الأساسية ، والنشاط الحركي وbiopotential (أي onelead ECG) ، والتي من معدل ضربات القلب ، والقلب معدل التغير ، وPQ وفترات كيو تي يمكن أنشئت في الفئران ، freeroaming غير المربوطة. نقدم أيضا قبل العملية والإجراءات والبروتوكولات اللاحقة للعمليات الجراحية للعناية المركزة وعلاج الألم الذي تحسين الانتعاش والرفاه ومعدلات البقاء على قيد الحياة في الفئران مزروع 5 ، 6.

Watch this Scientific Journal Video about Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice at JoVE.com

Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

ويرد تقنية جراحية لزرع مرسلات القياس عن بعد المتاحة تجاريا المستخدمة لقياس المستمر لbiopotential (واحد في قيادة ECG) ، معدل ضربات القلب ، درجة حرارة الجسم الأساسية والنشاط الحركي في الفئران تتحرك بحرية. التوصيات والبروتوكولات اللاحقة للعمليات الجراحية وتخفيف الألم ، وتحسين الانتعاش ، ورفاه وتقدم أيضا معدل البقاء على قيد الحياة.

غرس المرسلات القياسات اللاسلكية استسلام بيانات عن تخطيط القلب ومعدل ضربات القلب الهيئة الأساسية ، درجة الحرارة والنشاط في الفئران المختبرية الحركة الحرة

The laboratory mouse is the animal species of choice for most biomedical research, in both the academic sphere and the pharmaceutical industry. Mice are a ...

Research

JoVE Journal

Medicine

Implantation of a Carotid Cuff for Triggering Shear-stress Induced Atherosclerosis in Mice

زرع الشريان السباتي الكفة لتحريك القص من التوتر في الفئران المستحثة تصلب الشرايين

It is widely accepted that alterations in vascular shear stress trigger the expression of inflammatory genes in endothelial cells and thereby induce ...

Implantation of the Syncardia Total Artificial Heart

زرع القلب الاصطناعي إجمالي Syncardia

With advances in technology, the use of mechanical circulatory support devices for end stage heart failure has rapidly increased. The vast majority of ...

Echocardiographic Assessment of the Right Heart in Mice

تقييم تخطيط صدى القلب من القلب الحق في الفئران

Transgenic and toxic models of pulmonary arterial hypertension (PAH) are widely used to study the pathophysiology of PAH and to investigate potential ...

In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

في قياس الرحم من معدل ضربات القلب في الماوس بواسطة موسع M-وضع ضربات القلب

Congenital heart disease (CHD) is the most frequent noninfectious cause of death at birth. The incidence of CHD ranges from 4 to 50/1,000 births (Disease ...

Implantation of Total Artificial Heart in Congenital Heart Disease

زرع القلب الاصطناعي في إجمالي أمراض القلب الخلقية

In patients with end-stage heart failure (HF), a total artificial heart (TAH) may be implanted as a bridge to cardiac transplant. However, in congenital ...

Ferric Chloride-induced Thrombosis Mouse Model on Carotid Artery and Mesentery Vessel

الحديديك تخثر نموذج الفأر على الشريان السباتي ومساريق السفينة التي يسببها كلوريد

Severe thrombosis and its ischemic consequences such as myocardial infarction, pulmonary embolism and stroke are major worldwide health issues. The ferric ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

منتبذ عنق الرحم القلب زرع في الفئران

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

In Vitro and In Vivo Detection of Mitophagy in Human Cells, C. Elegans, and Mice

In Vitro and In Vivo Detection of Mitophagy in Human Cells, C. Elegans, and Mice

في المختبر و في فيفو كشف ميتوفاجي في الخلايا البشرية، ايليجانس جيموالفئران

Mitochondria are the powerhouses of cells and produce cellular energy in the form of ATP. Mitochondrial dysfunction contributes to biological aging and a ...

Methodology for Sputum Induction and Laboratory Processing

منهجية الاستقراء البصاق وتجهيز المختبرات

The technique of sputum induction and processing is a recognized non-invasive method allowing the collection and analysis of cells from the airways, which ...

The Pilocarpine Model of Temporal Lobe Epilepsy and EEG Monitoring Using Radiotelemetry System in Mice

نموذج Pilocarpine صرع الفص الصدغي ورصد EEG باستخدام نظام راديوتيليميتري في الفئران

Temporal lobe epilepsy (TLE) is a common neurological disorder in adulthood. For translational studies of chronic epilepsy, pilocarpine-induced status ...