Name: implantation of radiotelemetry transmitters yielding data on ecg, heart rate, core body temperature and activity in free-moving laboratory mice
Uploaded: 2011-11-21T12:00:00
Duration: 9 min 11 s
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Les auteurs tiennent à remercier Charles River Allemagne pour fournir souris CD-1. Nous remercions également Robin Schneider et le personnel du laboratoire central de soutien biologiques chez la souris logement. Nous remercions aimablement Nicholls Flora pour l&#39;assistance technique excellente et le professeur Kurt Burki pour avoir généreusement fourni les installations de recherche et de ressources.

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	<li>Cesarovic, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+and+sevoflurane+provide+equally+effective+anesthesia+in+laboratory+mice.">Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anesthesia in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 44, 329-336 (2010).</li><li>Gross, V., Luft, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercising+restraint+in+measuring+blood+pressure+in+conscious+mice.">Exercising restraint in measuring blood pressure in conscious mice.</a> Hypertension. 41, 879-881 (2003).</li><li>Kramer, K., Kinter, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+and+applications+of+radiotelemetry+in+small+laboratory+animals.">Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals.</a> Physiol. Genomics. 13, 197-205 (2003).</li><li>Kramer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+telemetry+to+record+electrocardiogram+and+heart+rate+in+freely+moving+mice.">Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 30, 209-215 (1993).</li><li>Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+post-laparotomy+pain+in+laboratory+mice+by+telemetric+recording+of+heart+rate+and+heart+rate+variability.">Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability.</a> BMC. Vet. Res. 3, 16-16 (2007).</li><li>Schuler, B., Rettich, A., Vogel, J., Gassmann, ., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+surgical+techniques+and+postoperative+care+improve+survival+rates+and+permit+accurate+telemetric+recording+in+exercising+mice.">Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice.</a> BMC. Vet. Res. 5, 28-28 (2009).</li><li>Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+Rodent+Surgery+for+the+New+Surgeon.">Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.</a> J. Vis. Exp. (47), e2586-e2586 (2011).</li><li>Rettich, A., Kasermann, H. P., Pelczar, P., Burki, K., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+physiological+and+behavioral+impact+of+sensory+contact+among+unfamiliar+adult+mice+in+the+laboratory.">The physiological and behavioral impact of sensory contact among unfamiliar adult mice in the laboratory.</a> J. Appl. Anim. Welf. Sci. 9, 277-288 (2006).</li><li>Spani, D., Arras, M., Konig, B., Rulicke, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Higher+heart+rate+of+laboratory+mice+housed+individually+vs+in+pairs.">Higher heart rate of laboratory mice housed individually vs in pairs.</a> Lab. Anim. 37, 54-62 (2003).</li><li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+the+contribution+of+beta3-containing+GABAA+receptors+to+volatile+and+intravenous+general+anesthetic+actions.">Mapping the contribution of beta3-containing GABAA receptors to volatile and intravenous general anesthetic actions.</a> BMC. Pharmacol. 7, 2-2 (2007).</li><li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+molecular+target+mediating+the+general+anesthetic+actions+of+pentobarbital.">Identification of a molecular target mediating the general anesthetic actions of pentobarbital.</a> Mol. Pharmacol. 71, 852-859 (2007).</li><li>Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improvement+of+pain+therapy+in+laboratory+mice.">Improvement of pain therapy in laboratory mice.</a> Altex. 24, 6-8 (2007).</li></ol>

Pas de conflits d&#39;intérêt déclarés.

Radiotélémétrie est une alternative puissante aux méthodes conventionnelles de mesure de paramètres physiologiques dans la recherche biomédicale. Systèmes de télémétrie de haute qualité composé de implantables émetteurs, récepteurs et d&#39;acquisition de données et le matériel d&#39;analyse et de logiciels sont désormais disponibles dans le commerce, même pour des animaux aussi petits que des souris. Télémétrie représente la seule technique actuellement disponible pour la collecte de données à partir effrénée, se déplaçant librement souris. En utilisant cette méthode, il est désormais possible de recueillir des données en continu et / ou pour de plus longues périodes de temps à partir d&#39;animaux résidant dans leur propre environnement familier, minimisant ainsi le stress des animaux et par conséquent des artefacts expérimentaux. La forme et la position de la mène a été optimisé afin d&#39;obtenir des signaux, même pendant les mouvements rapides (par exemple, luttent, courir, se battre) ou dans une posture verticale 9. Ainsi, des mesures précises peuvent être obtenues lors d&#39;expériences, par exemple pendant l&#39;anesthésie, le stress auduction, tout en fonctionnant sur un tapis roulant, au cours d&#39;expériences comportementales, lors d&#39;expériences d&#39;infection, et de nombreuses autres situations expérimentales. Toutefois, afin d&#39;obtenir des données fiables, reproductibles et sans artefact, il est crucial d&#39;exclure les influences environnementales, et nous attirons l&#39;attention particulière à l&#39;importance des conditions standardisées. Il est recommandé que la salle est isolée du bruit électronique et acoustique, y compris les ultrasons, à laquelle les souris sont particulièrement sensibles. En outre, aucun des perturbations, comme les visiteurs ou sans rapport avec les procédures expérimentales, devraient être autorisés lors de la conduite des mesures. Pour éviter toute interférence des influences (notamment en cas de mesures cage), toutes les procédures nécessaires élevage devrait être terminée dans la salle avant de commencer chaque mesure. En outre, le boîtier de la souris, en particulier si les mâles sont utilisés en groupes ou individuellement peuvent avoir un impact sur les mesures et doivent être considérés lors de PLAexpériences nning 9. En outre, les souris doivent être sains et exempts de pathogènes murin, puisque les infections latentes ou manifestes, ainsi que des maladies ou de toute atteinte à la santé d&#39;autres, peuvent avoir une influence considérable sur les paramètres physiologiques et le comportement d&#39;activité. En conséquence, les souris doivent se rétablissent complètement après l&#39;implantation et avoir suffisamment de temps pour s&#39;adapter à roulement de l&#39;émetteur avant de commencer toute expérimentation. La collecte des données par télémétrie chez la souris nécessite préliminaires implantation chirurgicale de l&#39;émetteur de télémétrie. Cela devrait être effectué uniquement par du personnel qualifié avec des compétences chirurgicales, afin de minimiser le traumatisme des tissus et la douleur subséquente et la détresse. Pour la tenue des expérimentateurs de base ou même avancés (micro-) compétences chirurgicales, il est recommandé d&#39;effectuer les premiers essais sur des cadavres de souris frais en utilisant des implants de formation (par exemple, des mannequins, fournies par le fabricant) pour établir les procédures et se familiariser avec les spécificités de ce genrede la chirurgie. Après cette formation, la plupart des expérimentateurs serait capable d&#39;implanter ce type d&#39;émetteurs avec succès et devrait atteindre une compétence utile après une implantation quelques-uns. Des conditions d&#39;asepsie doivent être maintenues pendant une chirurgie à maintenir la charge microbiologique et le risque d&#39;infections faibles. Toutefois, la stérilité complète ne peut être fournie en raison de certaines conditions spécifiques stérilité, contradictoires chez la souris (par exemple, l&#39;effet de refroidissement de l&#39;écrêtage des cheveux vaste et la désinfection, l&#39;impraticabilité des pansements pour protéger les blessures). Ainsi, prophylaxie anti-infectieuse est administré lors de l&#39;implantation. Eh bien adaptée traitement antalgique et un plan de surveillance clairement définies ainsi que suffisamment de soins post-opératoires jouent un rôle crucial dans le résultat satisfaisant de l&#39;expérience. Globalement, l&#39;implantation chirurgicale d&#39;un émetteur télémétrique chez la souris va être stressant pour l&#39;animal. En particulier, si la modification génétique dans Speclignées de souris IFIC influence le phénotype et altère l&#39;état des animaux »corporelles, les complications dans le laps de temps péri-opératoire et les taux de décès a augmenté après l&#39;implantation pourrait être un risque. Pour éviter des souffrances inutiles, les individus présentant de récupération insatisfaisantes ou une convalescence prolongée devraient être libérés de l&#39;expérience et se sont sacrifiés avant d&#39;atteindre un stade de moribond. Pour ce faire, une feuille de données (Tableau 1: l&#39;état général et la surveillance de la santé la feuille de données) en facilitant la surveillance systématique des symptômes critiques et fournir des conseils sur les paramètres humains a été établie. Ainsi, la récupération est documenté dans le style d&#39;un dossier médical ou un journal de laboratoire, ce qui rend la conduite de cette méthodologie (ie procédure d&#39;implantation et de récupération post-opératoire) transparente pour les autorités et organes compétents de protection des animaux responsables de l&#39;expérimentation animale (par exemple, IACUC).

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Step 1.2 in the Protocol has been updated from:
1.2 Hair clipping at one day prior to surgery
The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
to:
After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
Step 2.3 in the Protocol has been updated from:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).
to:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swab. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).

Step 3 in the Protocol has been updated from:
3. Post-operative care
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
to:
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
to:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

implantation of radiotelemetry transmitters yielding data on ecg, heart rate, core body temperature and activity in free-moving laboratory mice

La souris de laboratoire est l&#39;espèce animal de choix pour la plupart des recherches biomédicales, tant dans la sphère académique et l&#39;industrie pharmaceutique. Les souris sont d&#39;une taille gérable et relativement facile à la maison. Ces facteurs, ainsi que la disponibilité d&#39;une richesse de mutants spontanés et induite expérimentalement, assurez-souris de laboratoire idéal pour une grande variété de domaines de recherche. Dans la recherche cardiovasculaire, pharmacologiques et toxicologiques, la mesure précise des paramètres relatifs au système circulatoire des animaux de laboratoire est souvent nécessaire. Détermination de la fréquence cardiaque, la variabilité du rythme cardiaque, et la durée de l&#39;intervalle QT et PQ sont basées sur l&#39;électrocardiogramme (ECG). Cependant, l&#39;obtention des courbes ECG fiables ainsi que des données physiologiques telles que la température centrale du corps chez la souris peut être difficile en utilisant des techniques de mesure classiques, qui nécessitent le raccordement de capteurs et de fils conduire à une retenue, attachés, ou même uneanimaux aesthetized. Les données obtenues de cette manière doivent être interprétées avec prudence, car il est bien connu que de retenue et de l&#39;anesthésie peut avoir une influence majeure sur les paramètres physiologiques artéfactuelle 1, 2. Radiotélémétrie permet aux données d&#39;être collectées à partir d&#39;animaux conscients et autonomes. Les mesures peuvent être réalisées même dans les animaux se déplacent librement, et sans nécessiter l&#39;enquêteur pour être dans la proximité de l&#39;animal. Ainsi, les sources connues d&#39;artefacts sont évités, et des mesures précises et fiables sont assurés. Cette méthodologie permet également de réduire la variabilité interanimal, réduisant ainsi le nombre d&#39;animaux utilisés, rendant cette technologie la méthode la plus humaine de la surveillance des paramètres physiologiques dans trois animaux de laboratoire, 4. Progrès constants de la technologie d&#39;acquisition de données et la miniaturisation implant signifie qu&#39;il est désormais possible d&#39;enregistrer les paramètres physiologiques et l&#39;activité locomotrice en continu et en temps réel sur de longues periods comme les heures, des jours voire des semaines 3, 5. Ici, nous décrivons une technique chirurgicale pour l&#39;implantation d&#39;un émetteur de télémétrie disponibles commercialement utilisé pour des mesures continues de la température corporelle, l&#39;activité locomotrice et biopotentiel (c. onelead ECG), d&#39;où la fréquence cardiaque, la variabilité du rythme cardiaque, et PQ et l&#39;intervalle QT peut être établi en freeroaming, souris untethered. Nous présentons également pré-opératoire des procédures et des protocoles pour les soins postopératoires intensifs et traitement de la douleur qui permettent d&#39;améliorer la récupération, bien-être et les taux de survie chez les souris implantées 5, 6.

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Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Une technique chirurgicale pour l&#39;implantation d&#39;émetteurs de télémétrie disponibles commercialement utilisé pour la mesure continue de biopotentiel (un ECG), la fréquence cardiaque, température corporelle et l&#39;activité locomotrice chez la souris se déplacer librement est montré. Recommandations et des protocoles pour les soins postopératoires et de soulagement de la douleur, améliorer la récupération, bien-être et le taux de survie sont également présentés.

Implantation de transmetteurs radiotélémétrie fournissant des données sur l&#39;ECG, fréquence cardiaque, température centrale du corps et de l&#39;activité des souris de laboratoire déplacement libre

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