Name: implantation of radiotelemetry transmitters yielding data on ecg, heart rate, core body temperature and activity in free-moving laboratory mice
Uploaded: 2011-11-21T12:00:00
Duration: 9 min 11 s
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Die Autoren bedanken sich bei Charles River Deutschland für die Bereitstellung von CD-1 Mäuse danken. Wir danken auch Robin Schneider und das Personal der zentralen biologischen Labor für die Unterstützung im Gehäuse Mäusen. Wir bedanken uns herzlich Flora Nicholls für hervorragende technische Unterstützung und Professor Kurt Burki für die großzügige Bereitstellung von Forschungs-Einrichtungen und Ressourcen.

Der Tierversuch wurde von der kantonalen Veterinäramt (Zürich, Schweiz) zugelassen. Wohnungs-und experimentellen Verfahren wurden in Übereinstimmung mit dem schweizerischen Tierschutzgesetz und entsprechen der europäischen Richtlinie über den Schutz von Tieren zu wissenschaftlichen Zwecken (RICHTLINIE 2010/63/EU DES EUROPÄISCHEN PARLAMENT UND DES RATES vom 22 September 2010) verwendet. 1. Präoperative Überlegungen 1,1 Mice: Wohnwünsche, Allgemeinzustand und Zustandsüberwachung Es wird empfohlen, dass Mäuse von Anbietern geliefert oder übertragen von externen Nagetier Kolonien sollten das Gehäuse Anlage mindestens zwei Wochen vor der Operation kommen. Dieser Zeitraum sollte damit die Tiere an die neue Umgebung und Facility-spezifische Gehäuse anzupassen. Mäuse, die soziale lebende Tiere sollten in kompatiblen Gruppen während dieser Anpassungszeit untergebracht werden. Für die Überwachung einer Person auf derLebensmittel-und Wasserverbrauch, ist jede Maus einzeln ab 3 Tagen vor der Operation bis 10 Tage nach der chirurgischen Implantation Sender untergebracht. Der Zeitplan für Gründung telemetrischen-Sender-tragenden Mäusen ist in Abbildung 1 dargestellt. Entscheidend ist, dass die Tiere zur Operation kommen, bei guter Gesundheit und Kondition. Daher vor der Operation, sollten die Tiere einmal pro Tag überwacht werden für 2-3 Tage zur allgemeinen Zustand (Aussehen, Haltung, spontanes Verhalten) als auch für das Körpergewicht, Lebensmittel-und Wasserverbrauch. Diese Daten werden auf einem Krankenblatt (Allgemeinzustand und Health Monitoring Datenblatt, Tabelle 1) zu einzelnen Ausgangswerte der Allgemeinzustand und die allgemeine Gesundheit und das Wohlbefinden aufzubauen dokumentiert. Alle Tiere, die Krankheitssymptome zeigen oder beeinträchtigtes Allgemeinbefinden vor der Operation sollte aus dem Experiment ausgeschlossen werden. 1,2 Haar Clipping an einem Tag vor der Operation Der Tag vor der Implantation, um die anim rasierenALS für Chirurgie, sind Mäuse betäubt kurz in einem kleinen (8x8x8cm) Perspex Kammer mit Sevofluran (8%) oder Isofluran (5%) in reinem Sauerstoff (600 ml / min). Nach Verlust der aufrichtenden Reflex, ist die Maus aus der Kammer genommen und der vorderen Hals-und Bauch-Haar ist mit dem Tier liegt in Rückenlage recumbence abgeschnitten; Anästhesie ist für ca. 5 Minuten mit einer Nasenmaske mit Sevofluran 3-4% oder gewartet Isofluran 1.5-3% in reinem Sauerstoff mit einer Flussrate von 600 mL / min. Nach Abschneiden der Haare, sind die Tiere zu wecken und sind dann zurück in ihre Heimat Käfig gebracht. 2. Implantation 2.1 Betriebssystem-Umgebung, die Erstellung der Telemetriesender Am Tag der Implantation, sind alle Verfahren in Bezug auf Sender Vorbereitung und Operation auf einer Werkbank mit einer Laminar-Flow-Haube mit einem Operationsmikroskop ausgestattet ist. Aseptischen Bedingungen werden durch die Verwendung von Autoklaven instrum versichertEltern und sterilisiert Materialien und durch die Desinfektion der Werkbank 7. Vor der Implantation werden die telemetrischen Sendern (ETA-F10, Data Sciences International, St. Paul, MN, USA) zuerst hergestellt. Nach dem Entfernen aus ihrer sterilen Verpackung, sind die Leitungen des Senders zu einer Länge geeignet für die Größe der Maus implantiert werden verkürzt. In der Mehrzahl der erwachsenen outbred oder Inzucht-Mäusen kann die rote Elektrode auf ca. 42 mm und die weiß / farblos Elektrode zu einer Länge von ca. 55 mm verkürzt werden. Isolierschlauch aus dem distalen (sensorischen) Teil der Leitungen entfernt: ca. 20 mm Schlauch wird aus der roten Elektrode entfernt, ist etwa 10 mm von Schläuchen aus dem weiß / farblos Elektrode entfernt. Der distale Teil jeder Elektrode (das ist jetzt ohne Schlauch) wird in einer Schleife durch die Festsetzung Ende mit dünnen Seidenfäden (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Deutschland) gebildet. Nach der Vorbereitung der Elektroden ist der Sender in wa platziertrm steriler Kochsalzlösung bereit implantiert, wenn das Tier betäubt und operativ vorbereitet werden. 2,2 Anesthesia Bei 5-10 Minuten vor Einleitung der Inhalationsnarkose, eine Mischung aus Midazolam (4 mg / kg) und Fentanyl (0,04 mg / kg) werden subkutan als Prämedikation verabreicht, wodurch Sedierung und präventive Analgesie. Allgemeine Inhalationsnarkose wird erreicht, indem das Tier in der Induktion Kammer und die Einführung des flüchtigen Anästhetikums (Sevofluran 8% oder Isofluran 5% in reinem Sauerstoff 600 ml / min) induziert. Wenn das Tier Verlust der aufrichtenden Reflex an die Werkbank unter der Sterilbank übertragen wird, und in dorsalen recumbence auf einer speziell entwickelten Metall-Platte mit einer Nasenmaske und Schlauch aus der Narkose Vorrichtung eingebaut zeigt. Anästhesie wird durch Spontanatmung (Sevofluran 3-4% oder Isofluran 1.5-3% in reinem Sauerstoff mit einer Flussrate von 600 mL / min) gehalten. Während der Narkose, das Tier das Auges sind mit Salbe (Vitamin A, Bausch &amp; Lomb, Steinhausen, Schweiz) geschützt. Zwar liegen auf der Metallplatte des Tieres wird durch das Wasser-Bad beheizten Oberfläche erwärmt (39 ° C + / -1) der Werkbank. 2,3 Chirurgie Die Haut der vorderen Hals-und Bauchbereich ist mit 70% Ethanol desinfiziert. A 1 - bis 1,5-cm-langen Schnitt in der Haut aus dem unteren Brustkorb entlang der Mittellinie des Bauches gemacht. Die negativen (weiß / farblos) führen wird subkutan aus dem Thorax an den Hals, wo ein kleiner Schnitt (≤ 0,5 cm) in Längsrichtung gemacht wird getunnelt. Die Haut und das darunter liegende Gewebe sind bereit, um Platz für die Fixierung der Drahtschlinge der Elektrode treffen. Die Drahtschlinge wird zwischen den Muskeln auf der rechten Seite der Luftröhre fest, mit zwei dünnen Seidenfäden (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Deutschland). Die Wunde in den Hals wird dann mit resorbierbaren Fäden verschlossen (Vicryl 6-0, Ethicon, Norderstedt, Deutschland) in Schichten. Die Bauchdecke wird dann an der Linea alba eröffnet und den Körper des telemetrischen Sender in die Bauchhöhle der Maus platziert. Die Drahtschlinge der positiven (rot)-Elektrode mit dem Xiphoid mit Seidenfäden in einer Weise, dass es liegt zwischen Leber und Zwerchfell in der linken oberen Bauchbereich (Abbildung 2) vernäht. Dann werden die Muskelschichten der Bauchregion mit resorbierbaren Fäden (Vicryl 6-0, Ethicon, Norderstedt, Deutschland) geschlossen. Vor dem endgültigen Schließen der Bauchdecke, eine Mischung aus Sulfadoxin und Trimethoprim [(30 mg / kg bzw. 6 mg / kg bzw., gelöst in 1 ml Kochsalzlösung (0,9%) und bei etwa Körpertemperatur (38-39 ° C)] wird in die Bauchhöhle zum Zwecke der Infektionsprophylaxe injiziert und Homöostase zu unterstützen. Schließlich ist die Haut der Bauchgegend mit Heftklammern (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) wiederhergestellt. 3. Post-operative Betreuung Nach Abschluss der Operation und Anästhesie, 0,1 mg / kg von Buprenorphin (Temgesic, Essex Chemie AG, Luzern, Schweiz) und 5 mg / kg von Meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Schweiz) wird subkutan zur Schmerzbehandlung verabreicht, und die Tiere sind auf der linken Seite der warmen (39 ° C + / -1) Oberfläche der Werkbank für etwa 2 Stunden zu erholen. Zusammen mit der Schmerzlinderung (zweimal täglich: Buprenorphin, 0,1 mg / kg und Meloxicam 5 mg / kg) ist eine unterstützende Therapie, bestehend aus 300 ul Glucose (5%) und 300 ul Kochsalzlösung (0,9%) erwärmt auf Körpertemperatur, angewendet subkutan zweimal täglich für 4 Tage. Für weitere Erholung zu unterstützen, lohnt es sich, die Bereitstellung der Tiere mit einer zusätzlichen Trinkflasche mit 15% Glucose-Lösung. Während der Erholungsphase von 4-10 Tagen, ist es empfehlenswert, dass die Tiere gehalten werden warm. Daher ist in unserem Fall, werden die Mäuse in einem Wärmeschrank untergebracht (30 ° C + / - 1). Die Überwachung der Allgemeinzustand und Körpergewicht alssowie Lebensmittel-und Wasserverbrauch, wird einmal täglich nach den allgemeinen Zustand und Health Monitoring Datenblatt (Tabelle 1) für 10 Tage nach der Operation durchgeführt. Humane Endpunkte, dh das Opfer eines Tieres, um unnötiges Leiden und Schmerzen zu vermeiden, wenn Fortschreiten der Erholung ist unbefriedigend, sind unter den folgenden Bedingungen durchgeführt: <ol class="lroman"><li> Wenn in einem schlechten Allgemeinzustand, dh das Tier ist wesentlich apathisch (keine Bewegung, nachdem sie berührt / gedrückt) und seine Körperoberfläche fühlt sich trotz Erwärmung kalt, sollte das Tier sofort eingeschläfert werden. </li><li> Wenn am Tag 4 nach Sender-Implantation, das Tier deutliche Anzeichen von Apathie zeigt, ist extrem aggressiv oder zeigt keine Nahrungsaufnahme, sollte es sofort eingeschläfert werden. </li><li> Am Tag 8 nach Sender-Implantation, hat das Tier zu einem deutlichen Anstieg des Körpergewichts im Vergleich zu den vorhergehenden post-operative Tage anzuzeigen. Darüber hinaus hat es auf l verbrauchenOsten 80% der präoperativen tägliche Nahrungsaufnahme. Wenn eine dieser Bedingungen nicht erfüllt ist, sollte das Tier sofort eingeschläfert werden. </li></ol> An 10 Tagen nach der Implantation wird das Tier wieder auf das Tier Zimmer unter Standard-Gehäuse Bedingungen übertragen. Mäuse sollten in kompatiblen Gruppen gehalten werden, um soziale Interaktion zu ermöglichen und die negativen Auswirkungen der langfristigen individuellen Wohnungsbau, die erhebliche Auswirkungen auf das Auslesen der nachfolgenden Experimenten 8, 9 können zu verhindern. Mäuse sollten einen Zeitraum von mindestens 4 Wochen Rekonvaleszenz nach Sender Implantation vor dem ersten Experiment wird und Datenerfassung beginnt. 4. Datenerfassung Die Datenerhebung erfolgt durch Berühren des Tieres mit einem Magneten ausgelöst, woraufhin der Sender eingeschaltet ist. Dataquest ART Software (Data Sciences International, St. Paul, MN, USA) koordiniert die Erfassung, Sammlung, Analyse und graphical Präsentation (in Form von Wellenformen) von Signalen von einem oder mehreren Tieren. Der Erwerb Programm sammelt Daten-Signale an den Computer von der Wandler und Empfänger über ein Data Exchange Matrix (Data Sciences International). Dieses Programm kann entweder sammeln Daten für einen bestimmten Zeitraum in regelmäßigen Abständen oder kontinuierlich Probe und speichern Sie die Daten auf der Festplatte des Computers. Da die Reichweite und die Qualität des abgestrahlten Signals hängt stark von der stofflichen Zusammensetzung des Käfigs und die umliegenden Anlagen (z. B. Metall vs Kunststoff), wird vorgeschlagen, dass der Empfänger Platte so nah an das Tier wie möglich platziert, zB unter dem Tiere &quot;Käfig oder über dem experimentellen Bereich, z. B. Labortisch oder auf dem Laufband. Es wird empfohlen, die korrekte Konfiguration der Aufnahme und Datenübertragung System, indem Sie eine kurze Untersuchung des Echtzeit-Messungen in kontinuierliche Probenahme Modus überprüft werden. Nachdem die Daten gesammelt haben und gespeichert wurden, können sie Plot werdenTed, aufgelistet und analysiert für eine Vielzahl verschiedener Parameter mit der Analyse-Programm. Details der Konfiguration der Recording-System (z. B. die Festlegung der Probenahme modus) und Analyse-Software (z. B. für die Herzfrequenz-Variabilität Parameter, PQ-Intervall und QT-Intervall von biopotential / EKG-Kurven gegründet) kann in der Hersteller-Handbüchern. Wertvolle Tipps für die biometrische Planung und statistischen Methoden nützlich für telemetrische Datenerfassung und Interpretation sind an anderer Stelle 3 veröffentlicht. 5. Repräsentative Ergebnisse: Eine allgemeine Systematik des beschriebenen Verfahrens ist in Abbildung 1 dargestellt. Die Position der implantierten Sender, einschließlich der Lage der Elektroden für den Erhalt Biopotentiale aus dem Herzen (one-Kanal-EKG) ist in Abbildung 2 dargestellt. Beispiele von Rohdaten aus kurzfristigen biopotential Kurven (one-Kanal-EKG) und Langzeit-Herzfrequenz, Körpertemperatur und Bewegungsaktivität Aufnahmen von einzelnenMäuse sind in Abbildung 3 und Abbildung 4 dargestellt, jeweils. Abbildung 5 zeigt ein Beispiel veröffentlichten Daten aus Langzeit-Messungen in Gruppen von Mäusen nach einem Experiment. Mehrere andere Parameter können vom Biopotentiale Kurven eingerichtet werden. Beispiele für die Darstellung der Herzfrequenzvariabilität Parameter 5, QT-Intervalls und PQ-Intervall 10, 11 sind an anderer Stelle veröffentlicht. Tabelle 1. Allgemeinzustand und Gesundheitsüberwachung Datenblatt. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3260/3260ConditionMonitoringDataSheet.doc">Klicken Sie hier, um das Blatt herunter.</a> Diese Vorlage ermöglicht die Überwachung einer einzelnen Maus das Allgemeinbefinden und die Gesundheit. Baseline Untersuchung eines Tieres das Aussehen, Haltung und spontanes Verhalten, sowie Bestimmung von Körpergewicht, sowie Nahrungs-und Wasserverbrauch muss vor der Implantation Chirurgie etabliert einmal pro Tag für 3 Tage. Vergleich von Baseline-Bestimmungen mit den Ergebnissentäglich für 10 Tage nach der Operation dienen, um das Fortschreiten der postoperativen Erholung zu beurteilen. Darüber hinaus sind die postoperative Versorgung und Schmerzbehandlung auch in der Form einer Patientenakte dokumentiert. Hinweise auf humane Endpunkte gegeben sind, um Entscheidungen darüber, ob eine Maus sollte geopfert werden, um unnötige Schmerzen und Leiden zu ersparen, wenn das Tier nicht den Kriterien für eine schnelle Wiederherstellung nach der Implantation zu erleichtern. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig1.jpg" /> Abbildung 1. Für die Errichtung telemetrischen-Sender-tragenden Mäusen Schedule. Reihenfolge der Verfahren im Zusammenhang mit der Implantation eines Senders zeigt die Zeitpunkte, an denen eine Maus für Experimente und die Datenerfassung eingesetzt werden können. <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig2.jpg" /> Abbildung 2. Röntgenbild / Skizze Lage des implantierten Telemetry-Sender. Der Körper des Senders ist in der Bauchhöhle platziert. Der Pluspol wird in eine Drahtschlinge ausgebildet und an die Xiphoidbasis mit Nähten. Die negativen führen wird subkutan aus dem Thorax an den Hals getunnelt und Festnetz als Drahtschlaufe zwischen den Muskeln direkt neben der Luftröhre. Das Röntgenbild wird von den Autoren &quot;früheren Veröffentlichung in Laboratory Animals 9 getroffen. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig3.jpg" /> Abbildung 3. Biopotential Kurven. Raw Ausdruck der Ein-Kanal-EKG-Kurven aus einer bewussten Maus und des gleichen Tieres unter Inhalationsnarkose mit Sevofluran. Die Herzfrequenz wird automatisch durch das Telemetrie-System berechnet. Die 3-Sekunden-Sequenz unter Narkose aufgenommenen deutet auf eine Herzfrequenz von 440 Schlägen pro Minute. Die Kurve in der bewussten Maus aufgezeichnet zeigt eine Herzfrequenz von 660 bpm, die innerhalb des erwarteten Bereichs liegt für die Herzfrequenz während des ModusRate körperliche Aktivitäten wie Putzen oder Essen. Von biopotential / one-Kanal-EKG-Kurven, Herzfrequenz-Variabilität Parameter interbeat Intervall und PQ-und QT-Intervalle können mit der Nutzung der Software des Herstellers festgelegt werden. <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig4.jpg" /> Abbildung 4. Raw Daten aus Langzeit-Messungen in gesunden und kranken Mäusen. Herzfrequenz (Schläge pro Minute), Körpertemperatur (° C) und Bewegungsaktivität (counts) gemessen, während Mäuse einzeln in ihre Heimat Käfig ohne Störung durch den Menschen oder experimentelle Verfahren untergebracht. Die Herzfrequenz wird für 30 Sekunden alle 5 Minuten (Sampling-Frequenz 1000 Hz) aufgezeichnet. Körperkerntemperatur wird für 10 Sekunden alle 5 Minuten abgetastet. Bewegungsaktivität wird kontinuierlich aufgezeichnet gespeichert Intervallen von 5 Minuten. Fünf-Minuten-Datenpunkte sind für 6,5 Tage zurück. Die telemetrische Messungen werden von drei Mäusen mit unterschiedlichen aufgezeichnetkörperlichen Voraussetzungen. Die gesunde Maus zeigt eine deutliche zirkadiane Rhythmik mit normalen Anstieg der physiologischen Werte und Bewegungsaktivität Verhalten während der dunklen (Nacht-) Phase. Im Gegensatz dazu nach großen Operationen wird die Herzfrequenz erhöht, insbesondere in der Sommerzeit-Phase und der Bewegungsaktivität ist deprimiert. Die dritte Maus von chronischen Tumorerkrankung-its zirkadianen Rhythmus der Herzfrequenz und Körpertemperatur erlitten erscheint abgeflacht und Bewegungsaktivität vermindert wird. Repräsentative Daten der Herzfrequenz-Messungen (normale Werte und nach großen Operationen) sind von den Autoren &quot;früheren Veröffentlichung in Altex 12 genommen. <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig5.jpg" /> Abbildung 5. Beispiel der Präsentation der Ergebnisse aus langfristigen Telemetrie Messungen nach einem Experiment. Die Figur ist von den Autoren &quot;früheren Veröffentlichung in Laboratory Animals 1 entnommen. Als ein beispielhaftes Experiment, eine 50-minütige isoflurane oder Sevoflurananästhesie durchgeführt wurde. Die langfristigen Auswirkungen der Anästhetika auf die Herzfrequenz, Körpertemperatur und Bewegungsaktivität nach wurden die Tiere wach war verglichen. Dank 16-Sender-implantierten Mäusen, telemetrische Daten wurden in acht Mäusen pro Betäubungsmittel aufgenommen, während die Tiere waren Single-untergebracht und dürfen frei herumlaufen in ihre Käfige. Für die Analyse der langfristigen Auswirkungen postanesthetic haben wir berücksichtigt, dass die Werte stark variieren während einer 24-h-Zyklus seit Mäuse hauptsächlich nachts aktiv sind. Daher wurden die Mittel der telemetrischen Werte für jedes Tier einzeln für die Nacht (12 h dunkel) und Tag (12 h Licht) Phasen berechnet. Die individuelle normale Werte wurden durch die Berechnung mittels der drei Tage vor der Anästhesie etabliert. Für jeden Tag nach der Narkose wurde der Mittelwert der dunklen und hellen Phase mit den individuellen Normwerten verglichen, was in Delta-Werte. Somit stellen Delta-Werte Abweichung von der normalen Werte (gegründet vorauf die Anästhesie) an der entsprechenden 12 h Tag und Nacht. Die Säulen stellen den Mittelwert aus acht Mäusen; Balken zeigen die Standardabweichung. Sternchen zeigen signifikant, p ≤ 0,05 (One-way Varianzanalyse für den Vergleich der Gruppe bedeutet, an jedem der vier Tage nach der Narkose mit normalen Werten).

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	<li>Cesarovic, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+and+sevoflurane+provide+equally+effective+anesthesia+in+laboratory+mice.">Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anesthesia in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 44, 329-336 (2010).</li><li>Gross, V., Luft, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercising+restraint+in+measuring+blood+pressure+in+conscious+mice.">Exercising restraint in measuring blood pressure in conscious mice.</a> Hypertension. 41, 879-881 (2003).</li><li>Kramer, K., Kinter, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+and+applications+of+radiotelemetry+in+small+laboratory+animals.">Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals.</a> Physiol. Genomics. 13, 197-205 (2003).</li><li>Kramer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+telemetry+to+record+electrocardiogram+and+heart+rate+in+freely+moving+mice.">Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 30, 209-215 (1993).</li><li>Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+post-laparotomy+pain+in+laboratory+mice+by+telemetric+recording+of+heart+rate+and+heart+rate+variability.">Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability.</a> BMC. Vet. Res. 3, 16-16 (2007).</li><li>Schuler, B., Rettich, A., Vogel, J., Gassmann, ., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+surgical+techniques+and+postoperative+care+improve+survival+rates+and+permit+accurate+telemetric+recording+in+exercising+mice.">Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice.</a> BMC. Vet. Res. 5, 28-28 (2009).</li><li>Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+Rodent+Surgery+for+the+New+Surgeon.">Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.</a> J. Vis. Exp. (47), e2586-e2586 (2011).</li><li>Rettich, A., Kasermann, H. P., Pelczar, P., Burki, K., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+physiological+and+behavioral+impact+of+sensory+contact+among+unfamiliar+adult+mice+in+the+laboratory.">The physiological and behavioral impact of sensory contact among unfamiliar adult mice in the laboratory.</a> J. Appl. Anim. Welf. Sci. 9, 277-288 (2006).</li><li>Spani, D., Arras, M., Konig, B., Rulicke, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Higher+heart+rate+of+laboratory+mice+housed+individually+vs+in+pairs.">Higher heart rate of laboratory mice housed individually vs in pairs.</a> Lab. Anim. 37, 54-62 (2003).</li><li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+the+contribution+of+beta3-containing+GABAA+receptors+to+volatile+and+intravenous+general+anesthetic+actions.">Mapping the contribution of beta3-containing GABAA receptors to volatile and intravenous general anesthetic actions.</a> BMC. Pharmacol. 7, 2-2 (2007).</li><li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+molecular+target+mediating+the+general+anesthetic+actions+of+pentobarbital.">Identification of a molecular target mediating the general anesthetic actions of pentobarbital.</a> Mol. Pharmacol. 71, 852-859 (2007).</li><li>Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improvement+of+pain+therapy+in+laboratory+mice.">Improvement of pain therapy in laboratory mice.</a> Altex. 24, 6-8 (2007).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Radiotelemetrie ist eine leistungsfähige Alternative zu den herkömmlichen Methoden der Messung von physiologischen Parametern in der biomedizinischen Forschung. Hochwertige Telemetrie Systeme, bestehend aus implantierbare Sender, Empfänger und Datenerfassungs-und Analyse-Hardware und-Software sind ab sofort im Handel erhältlich, auch für die Tiere so klein wie Mäuse. Telemetrie ist die einzige Technik, die jetzt bei der Datenerhebung von hemmungslosen, sich frei bewegenden Mäusen. Mit dieser Methode ist es nun möglich, Daten kontinuierlich und / oder für längere Zeit von den Tieren mit Wohnsitz in ihrem eigenen vertrauten Umgebung und minimiert so den Stress für die Tiere und damit experimentelle Artefakte zu sammeln. Die Form und Lage der Leitungen ist in Ordnung so optimiert, dass Signale auch bei schnellen Bewegungen (zB zu kämpfen, laufen, kämpfen) oder in eine aufrechte Körperhaltung 9 zu erhalten. So können genaue Messungen während der Experimente erhalten werden, zB während der Narkose, Stress inProduktion, beim Laufen auf einem Laufband, während Verhaltens-Experimenten, bei der Infektion Experimenten und vielen anderen experimentellen Situationen. Allerdings, um zuverlässige, reproduzierbare und Artefakt-freie Daten zu erhalten, ist es entscheidend, Umwelteinflüsse auszuschließen, und wir ziehen besondere Aufmerksamkeit auf die Bedeutung der standardisierten Bedingungen. Es wird empfohlen, den Raum aus elektronischen und akustischen Lärm, einschließlich Ultraschall, um die Mäuse sind besonders empfindlich ist isoliert. Darüber hinaus sind keine Störungen, wie zB Besucher oder nicht verwandten experimentellen Verfahren, sollten die Möglichkeit haben bei der Durchführung von Messungen. Zur Vermeidung von störenden Einflüssen (insbesondere im Falle von zu Hause Käfig-Messungen), sollten alle notwendigen Haltungs-in den Raum vor dem Start jeder Messung abgeschlossen sein. Darüber hinaus ist das Gehäuse der Maus-insbesondere dann, wenn Männer werden in Gruppen oder individuell können einen Einfluss auf die Messungen haben und müssen bei der pla werdennning Experimente 9. Außerdem muss die Mäuse gesund und frei von Krankheitserregern murine, da latente oder manifeste Infektionen, sowie Erkrankungen oder anderen gesundheitlichen Beeinträchtigungen, kann erheblichen Einfluss auf physiologische Parameter und Bewegungsverhalten haben. Dementsprechend sollten Mäusen vollständig zu erholen nach der Implantation und ausreichend Zeit, um mit dem Sender vor dem Start keine Experimente anzupassen. Die Datenerhebung durch Radiotelemetrie in Mäusen erfordert vorläufigen chirurgischen Implantation des Telemetrie-Sender. Dies sollte nur von geschultem Personal mit chirurgischen Fähigkeiten durchgeführt werden, um Gewebe Trauma und spätere Schmerzen und Leiden zu minimieren. Für Experimentatoren halten grundlegende oder auch Fortgeschrittene (Mikro-) chirurgische Fähigkeiten, empfiehlt es sich, die ersten Versuche in frischen Leichen Maus mit Ausbildung Implantate (zB Schnuller, die vom Hersteller zur Verfügung gestellt), um die Verfahren zu etablieren und sich mit den Besonderheiten der Durchführung dieser Artder Chirurgie. Nach einer solchen Ausbildung würden die meisten Experimentatoren in der Lage sein, diese Art von Sendern mit Erfolg Implantat und eine nützliche Kenntnisse nach wenigen Implantationen zu erreichen. Aseptischen Bedingungen sollten während der Operation gewartet werden, um die mikrobiologische Belastung und das Risiko von Infektionen gering zu halten. Allerdings kann eine vollständige Sterilität nicht wegen einiger spezifischer, Sterilität entgegenstehende Bedingungen in Mäusen (zB kühlende Wirkung des umfangreichen Haar Clipping und Desinfektion, Unbrauchbarkeit von Bandagen, um die Wunden zu schützen) zur Verfügung gestellt werden. So ist Infektionsprophylaxe während der Implantation verabreicht. Nun zugeschnitten analgetische Behandlung und ein klar definiertes Überwachungsplan sowie angemessene postoperative Versorgung spielen eine entscheidende Rolle bei der zufriedenstellenden Ergebnis des Experiments. Insgesamt wird die chirurgische Implantation einer telemetrischen Sender in Mäusen stressig sein für das Tier. Insbesondere dann, wenn genetische Veränderung in specIFIC Mauslinien Einflüsse der Phänotyp und beeinträchtigt die Tiere körperliche Zustand, Komplikationen in der peri-operative Zeitrahmen und eine erhöhte Sterblichkeit nach der Implantation ein Risiko sein könnte. Zur Vermeidung unnötiger Leiden, sollten Personen ausstellen unbefriedigend Erholung oder längerer Rekonvaleszenz aus dem Experiment entlassen werden und opferte vor dem Erreichen einer sterbenden Bühne. Zu diesem Zweck ein Datenblatt (Tabelle 1: Allgemeinzustand und Health Monitoring Datenblatt) erleichtert die systematische Überwachung der kritischen Symptome und die Beratung über humane Endpunkte wurde eingerichtet. So ist die Wiederherstellung im Stil einer Krankenakte oder ein Laborjournal, die die Durchführung dieser Methodik (dh Implantation und postoperative Erholung) transparent an die zuständigen Behörden und den Tierschutz zuständigen Stellen für Tierversuche (zB macht dokumentiert, IACUC).

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Step 1.2 in the Protocol has been updated from:
1.2 Hair clipping at one day prior to surgery
The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
to:
After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
Step 2.3 in the Protocol has been updated from:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).
to:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swab. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).

Step 3 in the Protocol has been updated from:
3. Post-operative care
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
to:
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
to:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

implantation of radiotelemetry transmitters yielding data on ecg, heart rate, core body temperature and activity in free-moving laboratory mice

Das Labor-Maus ist die Tierarten der Wahl für die meisten biomedizinischen Forschung, sowohl im akademischen Bereich und die pharmazeutische Industrie. Mäuse sind eine überschaubare Größe und relativ einfach zu Hause. Diese Faktoren, zusammen mit der Verfügbarkeit einer Vielzahl von spontanen und experimentell induzierten Mutanten zu machen Labormäusen ideal für eine Vielzahl von Forschungsgebieten geeignet. In Herz-Kreislauf-, pharmakologische und toxikologische Forschung, ist eine genaue Messung von Parametern in Bezug auf das Kreislaufsystem von Labortieren oft erforderlich. Bestimmung der Herzfrequenz, Herzfrequenzvariabilität, und die Dauer des PQ-und QT-Intervalle werden im Elektrokardiogramm (EKG)-Aufnahmen basiert. Allerdings kann, um zuverlässige EKG-Kurven sowie physiologische Daten wie Körpertemperatur bei Mäusen schwierig mit herkömmlichen Messverfahren, die den Anschluss von Sensoren und Zuleitungen zu einem verhaltenen, gefesselte, oder sogar ein erfordernaesthetized Tier. Daten auf diese Weise erhaltenen müssen mit Vorsicht interpretiert werden, da es bekannt ist, dass zur Ruhigstellung und Betäubung kann eine wichtige artifactual Einfluss auf physiologische Parameter 1, 2 haben. Radiotelemetrie ermöglicht es, Daten aus bewussten und untethered Tiere gesammelt werden. Die Messungen können auch in frei beweglichen Tieren durchgeführt werden, und ohne dass die Ermittler in der Nähe des Tieres sein. So sind bekannte Quellen von Artefakten vermieden, und genaue und zuverlässige Messungen gewährleistet sind. Diese Methode reduziert auch interanimal Variabilität, wodurch die Anzahl der verwendeten Tiere, was diese Technologie die humanste Methode zur Überwachung physiologischer Parameter bei Labortieren 3, 4. Ständige Weiterentwicklungen im Bereich der Datenerfassung Technologie und Implantat Miniaturisierung bedeuten, dass es nun möglich ist, physiologische Parameter und Bewegungsaktivität kontinuierlich und in Echtzeit aufzeichnen über längere pden Rechtsvorschriften, wie zB Stunden, Tage oder sogar Wochen 3, 5. Hier beschreiben wir eine chirurgische Technik zur Implantation eines handelsüblichen Telemetriesender für die kontinuierliche Messung der Körperkerntemperatur, Bewegungsaktivität und biopotential (dh onelead EKG), aus denen die Herzfrequenz, Herzfrequenzvariabilität, und PQ-und QT-Intervalle können verwendet werden etabliert in freeroaming, untethered Mäusen. Wir präsentieren auch pre-operative Verfahren und Protokolle für die post-operative Intensivmedizin und Schmerztherapie, dass die Erholung verbessern, das Wohlbefinden und die Überlebensraten in implantierten Mäusen 5, 6.

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Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Eine chirurgische Technik zur Implantation von kommerziell erhältlichen Telemetriesender zur kontinuierlichen Messung des biopotential verwendet (one-Kanal-EKG), Herzfrequenz, Körpertemperatur und Bewegungsaktivität in sich frei bewegenden Mäusen gezeigt. Empfehlungen und Protokolle für die post-operative Betreuung und Schmerzlinderung, Verbesserung der Einziehung, Wohlbefinden und Überlebensrate werden ebenfalls vorgestellt.

Die Implantation von Radiotelemetrie Sender Nachgeben Daten über EKG, Herzfrequenz, Körpertemperatur und Aktivität in frei bewegliche Labormäusen

The laboratory mouse is the animal species of choice for most biomedical research, in both the academic sphere and the pharmaceutical industry. Mice are a ...

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