Name: implantation of radiotelemetry transmitters yielding data on ecg, heart rate, core body temperature and activity in free-moving laboratory mice
Uploaded: 2011-11-21T12:00:00
Duration: 9 min 11 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice at JoVE.com

המחברים מבקשים להודות צ&#39;ארלס ריבר גרמניה למתן CD-1 בעכברים. אנו מודים גם רובין שניידר וצוות המעבדה הביולוגית מרכזי תמיכה בעכברים דיור. אנו מבקשים להודות ניקולס פלורה לקבלת סיוע טכני מעולה פרופסור קורט Burki עבור בנדיבות מתן מתקני מחקר ומשאבים.

<ol>
	<li>Cesarovic, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+and+sevoflurane+provide+equally+effective+anesthesia+in+laboratory+mice.">Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anesthesia in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 44, 329-336 (2010).</li><li>Gross, V., Luft, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercising+restraint+in+measuring+blood+pressure+in+conscious+mice.">Exercising restraint in measuring blood pressure in conscious mice.</a> Hypertension. 41, 879-881 (2003).</li><li>Kramer, K., Kinter, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+and+applications+of+radiotelemetry+in+small+laboratory+animals.">Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals.</a> Physiol. Genomics. 13, 197-205 (2003).</li><li>Kramer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+telemetry+to+record+electrocardiogram+and+heart+rate+in+freely+moving+mice.">Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 30, 209-215 (1993).</li><li>Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+post-laparotomy+pain+in+laboratory+mice+by+telemetric+recording+of+heart+rate+and+heart+rate+variability.">Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability.</a> BMC. Vet. Res. 3, 16-16 (2007).</li><li>Schuler, B., Rettich, A., Vogel, J., Gassmann, ., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+surgical+techniques+and+postoperative+care+improve+survival+rates+and+permit+accurate+telemetric+recording+in+exercising+mice.">Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice.</a> BMC. Vet. Res. 5, 28-28 (2009).</li><li>Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+Rodent+Surgery+for+the+New+Surgeon.">Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.</a> J. Vis. Exp. (47), e2586-e2586 (2011).</li><li>Rettich, A., Kasermann, H. P., Pelczar, P., Burki, K., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+physiological+and+behavioral+impact+of+sensory+contact+among+unfamiliar+adult+mice+in+the+laboratory.">The physiological and behavioral impact of sensory contact among unfamiliar adult mice in the laboratory.</a> J. Appl. Anim. Welf. Sci. 9, 277-288 (2006).</li><li>Spani, D., Arras, M., Konig, B., Rulicke, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Higher+heart+rate+of+laboratory+mice+housed+individually+vs+in+pairs.">Higher heart rate of laboratory mice housed individually vs in pairs.</a> Lab. Anim. 37, 54-62 (2003).</li><li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+the+contribution+of+beta3-containing+GABAA+receptors+to+volatile+and+intravenous+general+anesthetic+actions.">Mapping the contribution of beta3-containing GABAA receptors to volatile and intravenous general anesthetic actions.</a> BMC. Pharmacol. 7, 2-2 (2007).</li><li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+molecular+target+mediating+the+general+anesthetic+actions+of+pentobarbital.">Identification of a molecular target mediating the general anesthetic actions of pentobarbital.</a> Mol. Pharmacol. 71, 852-859 (2007).</li><li>Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improvement+of+pain+therapy+in+laboratory+mice.">Improvement of pain therapy in laboratory mice.</a> Altex. 24, 6-8 (2007).</li></ol>

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

Radiotelemetry היא אלטרנטיבה רבת עוצמה לשיטות קונבנציונליות של מדידה של פרמטרים פיזיולוגיים במחקר ביו. באיכות גבוהה של מערכות טלמטריה בהיקף של מושתלת משדרים, מקלטים ורכישת נתונים ניתוח חומרה ותוכנה זמינים כעת מסחרית, גם לבעלי חיים קטנים כמו עכברים. טלמטריה מייצג את הטכניקה היחידה העומדת כיום על איסוף נתונים מתוך מעצורים, נע בחופשיות עכברים. באמצעות שיטה זו, ניתן כיום לאסוף נתונים באופן רציף ו / או עבור תקופות זמן ארוכות יותר מבעלי חיים המתגוררים בסביבה המוכרת שלהם, ובכך לצמצם את הלחץ על בעלי חיים עקב ממצאים ניסיוניים. הצורה ואת המיקום של מוביל את עבר אופטימיזציה כדי לקבל אותות גם במהלך תנועות מהירות (לדוגמה, נאבקים, ריצה, לחימה), או בתנוחה זקופה 9. לכן, מדידות מדויקות ניתן לקבל במהלך הניסויים, למשל במצבי לחץ הרדמה, בduction, תוך כדי ריצה על הליכון, במהלך ניסויים התנהגותיים, במהלך הניסויים זיהום, ורבים אחרים במצבים ניסיוני. עם זאת, על מנת לקבל נתונים אמינים, לשעתקו חפץ נטול, חשוב לשלול השפעות סביבתיות, ואנחנו למשוך תשומת לב מיוחדת לחשיבות של תנאים סטנדרטיים. מומלץ לחדר מבודד מרעש אלקטרונית ואקוסטית, כולל צליל קולי, אשר עכברים רגישים במיוחד. בנוסף, אין הפרעות, כגון מבקרים או הפרוצדורות שאינן קשורות, יש לאפשר בעת ביצוע המדידות. כדי למנוע הפרעה משפיעה (במיוחד במקרה של מדידות כלוב בבית), את כל ההליכים הדרושים בעלי אמור להסתיים בחדר לפני תחילת כל מדידה. בנוסף, הדיור של עכברים זכרים, במיוחד אם נמצאים בשימוש, בקבוצות או באופן פרטני יכול להשפיע על המדידות והוא חייב להילקח בחשבון כאשר PLAניסויים nning 9. כמו כן, העכברים חייב להיות בריא חופשי של פתוגנים Murine, שכן דלקות סמויה או גלויה, כמו גם מחלות או ליקויים בריאותיים אחרים, יכולה להיות השפעה ניכרת על פרמטרים פיזיולוגיים והתנהגות פעילות. לפיכך, עכברים צריך להתאושש באופן מלא לאחר ההשתלה להינתן מספיק זמן להסתגל הנושאת את המשדר לפני תחילת כל הניסויים. איסוף הנתונים על ידי radiotelemetry בעכברים דורש השתלה כירורגית ראשונית של משדר טלמטריה. זה צריך להתבצע רק על ידי צוות מיומן עם כישורים כירורגית על מנת למזער טראומה רקמות כאב ומצוקה עתידיים. עבור הנסיינים מחזיק מיומנויות כירורגיות בסיסיות או מתקדמות אפילו (מיקרו), מומלץ לבצע את הניסויים הראשונים גופות עכבר טריים באמצעות שתלים הכשרה (כלומר, בובות, שסופקו על ידי היצרן) כדי לקבוע את הנהלים להכיר את הפרטים של זה סוגהניתוח. אחרי אימון כזה, רוב הנסיינים יהיה מסוגל להשתיל זה סוג של משדרי עם ההצלחה יגיעו מיומנות מועילה לאחר implantations מעטים. התנאים אספטי יש לשמור במהלך הניתוח כדי לשמור את הנטל מיקרוביולוגית ואת הסיכון לזיהומים נמוך. עם זאת, סטריליות מוחלטת לא ניתן לספק בגלל כמה תנאים ספציפיים בעכברים עקרות סותרות (למשל, אפקט הקירור של גזירת שיער חיטוי מקיף, המעשיות של תחבושות כדי להגן על הפצעים). לפיכך, טיפול מונע אנטי זיהומיות מנוהל במהלך ההשתלה. ובכן המותאמים לטיפול משכך כאבים ותוכנית ניטור ברורים, כמו גם טיפול הולם שלאחר הניתוח לשחק תפקיד מכריע בתוצאות משביעות רצון הניסוי. בסך הכל, ניתוחי ההשתלה של משדר telemetric בעכברים יהיה מלחיץ עבור החיה. בפרט, אם שינוי גנטי ב specקווי עכבר ific משפיע על הפנוטיפ ופוגע בגוף של החיות בתנאי, סיבוכים בתוך מסגרת פרי הניתוח את הזמן ואת שיעור מקרי המוות עלה לאחר ההשתלה עשוי להיות סיכון. כדי למנוע סבל מיותר, אנשים המציגים התאוששות משביעת רצון או הבראה ממושך צריך להשתחרר הניסוי והקריב לפני שהגיע לשלב הגוססת. לענין זה, גיליון נתונים (טבלה 1: מצב כללי ניטור בריאות גיליון נתונים) להקל על ניטור שיטתי של סימפטומים קריטי במתן ייעוץ על הקצה אנושי כבר נקבעה. לפיכך, שחזור מתועד בסגנון של רשומה רפואית או יומן מעבדה, מה שהופך את ניהול של מתודולוגיה זו (כלומר, הליך ההשתלה שלאחר הניתוח החלמה) שקוף הרשויות הרלוונטיות ואת רווחתם של בעלי חיים גופים האחראים ניסויים בבעלי חיים (למשל, IACUC).

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Step 1.2 in the Protocol has been updated from:
1.2 Hair clipping at one day prior to surgery
The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
to:
After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
Step 2.3 in the Protocol has been updated from:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).
to:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swab. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).

Step 3 in the Protocol has been updated from:
3. Post-operative care
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
to:
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
to:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

implantation of radiotelemetry transmitters yielding data on ecg, heart rate, core body temperature and activity in free-moving laboratory mice

עכבר מעבדה הוא מיני בעלי חיים של בחירה עבור מחקר ביו ביותר, הן בתחום האקדמי לבין תעשיית התרופות. עכברים הם בגודל לניהול קל יחסית בבית. גורמים אלה, יחד עם הזמינות של שפע של מוטציות ספונטניות המושרה בניסוי, לעשות עכברי מעבדה אידיאלי למגוון רחב של תחומי מחקר. במחקר לב וכלי דם, תרופתי ו toxicological, מדידה מדויקת של פרמטרים הנוגעים מערכת הדם של חיות מעבדה נדרש לעתים קרובות. קביעת קצב הלב, קצב השתנות הלב, ומשך PQ ומרווחי QT מבוססים על (אק&quot;ג) הקלטות רל. עם זאת, קבלת אמין עקומות א.ק.ג., כמו גם נתונים פיזיולוגיים כגון טמפרטורת הגוף בעכברים יכול להיות קשה תוך שימוש בטכניקות מדידה קונבנציונאלי, הדורשות חיבור חיישנים וחוטים להוביל מאופקת, קשור, או אפילוaesthetized בעלי חיים. נתונים המתקבלים באופן זה יש לפרש בזהירות, שכן ידוע כי מניעה וחומרי הרדמה השפעה רבה על artifactual פיזיולוגיים 1, 2. Radiotelemetry מאפשר לקבל נתונים שנאספו חיות בהכרה ומשוחררת. המדידות ניתן לבצע גם נע בחופשיות בעלי חיים, ללא צורך החוקר להיות בקרבתו של החיה. לפיכך, המקורות הידועים של חפצים נמנעים, מדידות מדויקות ואמינות מובטחים. מתודולוגיה זו גם מפחיתה את השתנות interanimal, ובכך להקטין את מספר בעלי החיים המשמשים, טיוח טכנולוגיה זו השיטה ההומנית ביותר של ניטור פרמטרים פיסיולוגיים בחיות מעבדה 3, 4. התקדמות מתמדת בטכנולוגיות רכישת נתונים המזעור השתל אומר כי ניתן כיום לרשום פרמטרים פיזיולוגיים פעילות של תנועה רציפה בזמן אמת על p עודeriods כגון שעות, ימים או אפילו שבועות 3, 5. כאן, אנו מתארים טכניקה כירורגית להשתלה של משדר טלמטריה זמינים מסחרית המשמש למדידות רציפה של טמפרטורת הליבה הגוף, פעילות של תנועה ו biopotential (כלומר onelead ECG), שממנה קצב הלב, קצב השתנות הלב, PQ ו מרווחי QT ניתן הוקמה בשנת, עכברים freeroaming ומשוחררת. אנו מציגים גם טרום ניתוחית נהלים ופרוטוקולים לטיפול שלאחר הניתוח נמרץ וטיפול בכאב המשפרים התאוששות, רווחה שיעורי ההישרדות של עכברים מושתלים 5, 6.

Watch this Scientific Journal Video about Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice at JoVE.com

Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

טכניקה כירורגית להשתלה של משדרי טלמטריה זמינים מסחרית המשמש למדידה רציפה של biopotential (חד להוביל ECG), קצב הלב, טמפרטורת הגוף הליבה בפעילות של תנועה בעכברים נע בחופשיות מוצג. המלצות פרוטוקולים לטיפול שלאחר הניתוח לבין הקלה על כאב, שיפור התאוששות, הרווחה שיעור ההישרדות מוצגים גם.

השרשה של משדרי Radiotelemetry מניבים נתוני אק&quot;ג, קצב הלב, טמפרטורת הגוף Core ו פעילות חינם נעים עכברי מעבדה

The laboratory mouse is the animal species of choice for most biomedical research, in both the academic sphere and the pharmaceutical industry. Mice are a ...

Research

JoVE Journal

Medicine

Implantation of a Carotid Cuff for Triggering Shear-stress Induced Atherosclerosis in Mice

השרשה של קאף הראש מפעילה שאר מתח טרשת עורקים המושרה עכברים

It is widely accepted that alterations in vascular shear stress trigger the expression of inflammatory genes in endothelial cells and thereby induce ...

Implantation of the Syncardia Total Artificial Heart

השתלת הלב המלאכותי סך SynCardia

With advances in technology, the use of mechanical circulatory support devices for end stage heart failure has rapidly increased. The vast majority of ...

Echocardiographic Assessment of the Right Heart in Mice

אקו הערכה של הלב הימני בעכברים

Transgenic and toxic models of pulmonary arterial hypertension (PAH) are widely used to study the pathophysiology of PAH and to investigate potential ...

In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

במדידת רחם של קצב לב בעכבר על ידי אקו M-המצב פולשנית

Congenital heart disease (CHD) is the most frequent noninfectious cause of death at birth. The incidence of CHD ranges from 4 to 50/1,000 births (Disease ...

Implantation of Total Artificial Heart in Congenital Heart Disease

השתלת הלב המלאכותי סך במחלת הלב מולדת

In patients with end-stage heart failure (HF), a total artificial heart (TAH) may be implanted as a bridge to cardiac transplant. However, in congenital ...

Ferric Chloride-induced Thrombosis Mouse Model on Carotid Artery and Mesentery Vessel

פקקת עכבר דגם על עורק ראשי וכלי לפדר מושרה כלוריד Ferric

Severe thrombosis and its ischemic consequences such as myocardial infarction, pulmonary embolism and stroke are major worldwide health issues. The ferric ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

Heterotopic צוואר הרחם לב השתלה בעכברים

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

In Vitro and In Vivo Detection of Mitophagy in Human Cells, C. Elegans, and Mice

In Vitro and In Vivo Detection of Mitophagy in Human Cells, C. Elegans, and Mice

במבחנה and In Vivo זיהוי של Mitophagy ב תאים אנושיים, C. Elegansועכברים

Mitochondria are the powerhouses of cells and produce cellular energy in the form of ATP. Mitochondrial dysfunction contributes to biological aging and a ...

Methodology for Sputum Induction and Laboratory Processing

מתודולוגיה Sputum אינדוקציה ועיבוד מעבדה

The technique of sputum induction and processing is a recognized non-invasive method allowing the collection and analysis of cells from the airways, which ...

The Pilocarpine Model of Temporal Lobe Epilepsy and EEG Monitoring Using Radiotelemetry System in Mice

המודל פילוקרפין של אפילפסיה של אונה רקתית EEG ניטור באמצעות מערכת Radiotelemetry בעכברים

Temporal lobe epilepsy (TLE) is a common neurological disorder in adulthood. For translational studies of chronic epilepsy, pilocarpine-induced status ...