Name: methods for intravenous self administration in a mouse model
Uploaded: 2012-12-08T14:00:00
Duration: 12 min 9 s
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Les expériences sur les animaux ont été effectuées en conformité avec les directives et règlements établis par le Conseil canadien de protection des animaux et le Comité de protection des animaux de l&#39;Université McGill. Cette recherche a été financée par des fonds accordés à KG par les Instituts de recherche en santé du Canada (IRSC). Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

1. Procédures de logement des animaux et d&#39;acclimatation <ol><li> Mâles et femelles souris CD-1 sont logés de même sexe de la même portée, jusqu&#39;à 5 animaux par cage, dans des cages en plastique contenant des standards literie puce bêta et plaquettes nestlet, avec des couvercles de treillis métallique pour accueillir des bouteilles d&#39;eau et de nourriture. Norme de la souris chow et de l&#39;eau sont disponibles ad libitum dans les cages à domicile toute l&#39;expérience. </li><li> Les souris sont maintenues sur un revers clair-obscur calendrier (lumières allumées 22h00-10h00). </li><li> Les souris sont autorisés à s&#39;acclimater aux salles de test IVSA pendant une semaine avant le début des procédures expérimentales. </li></ol> 2. Formation opérant <ol><li> Toutes les procédures de comportement, y compris la formation du lait sucré et de drogues intraveineuses d&#39;auto-administration sessions sont réalisées en utilisant des chambres de mesure opérant 15,9 x 14 x 12,7 cm, équipé de 2 leviers de souris ultra-sensibles, balanciers tasses, lampes de relance et de pompes à seringue microlitre (Med Assoates Inc, St. Albans, VT, USA). Chambres sont reliés à un ordinateur à l&#39;aide Associés Med intelligente CR interface et Med-PC pour programmer l&#39;horaire de renforcement et de collecter des données. </li><li> Souris naïves sont habitués aux chambres opérantes et formés pour appuyer sur le levier à l&#39;aide d&#39;une récompense lait sucré (0,1 ml) a présenté dans une tasse de bras. La formation du lait opérant est effectuée en 1-hr sessions pendant 5-7 jours. Achèvement d&#39;un rapport (FR) horaire fixe sur le levier actif abouti à la présentation de la coupe bras et de l&#39;éclairage d&#39;une lumière de relance. La solution consistait lait sucré du saccharose (10 mg / ml, réactif ACS, Sigma-Aldrich Inc St-Louis MO, USA) ajouté au lait entier (3,25% de matière grasse). Formation opérant avec une solution de lait sucré ou un renforçateur alimentaire liquide est une technique couramment utilisée pour faciliter opérant répondre à 1,2 chez la souris. </li></ol> 3. Préparation de l&#39;équipement doit être utilisé pendant la chirurgie Requéquipements ired - 20, 23 et 26 aiguilles de calibre, broyeur, seringues de 1 cc, tubes Tygon, fer à souder, l&#39;héparine, les antibiotiques et analgésiques. <ol><li> Préparer une aiguille pour guider l&#39;insertion du cathéter dans la veine jugulaire par rasage vers le bas d&#39;une aiguille de calibre 20. Le corps de l&#39;aiguille est rasée bas à l&#39;aide d&#39;un broyeur pour former un canal à l&#39;intérieur de l&#39;aiguille afin de guider le tube de cathéter dans la veine. Le canal de l&#39;aiguille doit être soigneusement vérifiée pour tout débris métalliques qui peuvent avoir été déposés. Tout obstacle à la chaîne devrait être gratté à l&#39;aide de fines pinces à pointe. </li><li> Adapter deux seringues 1-cc pour être utilisés pour le rinçage et le contrôle du cathéter. Préparer deux seringues en prenant 12 cm morceaux de tube Tygon et les fixer à une extrémité d&#39;aiguille de calibre 26 fixées sur des seringues de 1 cc, et en étirant les extrémités de la tubulure d&#39;autres sur des aiguilles de calibre 23. Une seringue doit être rempli avec une solution saline stérile à 0,9% et l&#39;autre avec une solution héparinée ticarcilline (33 mg de ticarcillineet 0,3 mg d&#39;héparine pour 10 ml de solution saline stérile). </li><li> Préparer cathéter bouchons canule. Tuyau Tygon est tendue sur une aiguille de calibre 23, et coupez 1 cm du biseau. Fondre l&#39;extrémité ouverte du tube pour créer un joint épais. Le tube doit être fondu de sorte que le capuchon de canule ensemble est suffisamment long pour s&#39;adapter au-dessus de la canule de cathéter, avec le raccord d&#39;extrémité étanche serré sur l&#39;extrémité de la canule. Notez que si le bouchon est trop long, il ya un risque que cela sera plié et ensuite percé au cours du processus de fixation de la vis sur le cathéter couvre. Ainsi, une préparation minutieuse des bouchons cathéter est recommandé, afin d&#39;assurer un bon ajustement à la canule. </li><li> Préparer les solutions nécessaires. Tous les réactifs ont été achetés chez Sigma-Aldrich Inc (St-Louis MO, USA). <ol class="lalpha"><li> Hépariné solution Ticarcilline pour le rinçage du cathéter - Dissoudre 0,33 g ticarcilline (sel disodique) et 0,003 g d&#39;héparine dans 10 ml de solution saline stérile. 0,03 ml de la solution est rincée through le cathéter par jour. La solution antibiotique est administré pour prévenir les caillots sanguins et des infections de se développer. </li><li> Amikicin (antibiotique) pour injection sous-cutanée - Une seule injection sous-cutanée est donnée après une intervention chirurgicale à la dose de 10 mg / kg pour empêcher infections post-opératoires. </li><li> Le kétoprofène (analgésique) pour injection sous-cutanée - Une seule injection sous-cutanée est donné suite à une chirurgie, à une dose de 5 mg / kg de gérer toute la douleur post-opératoire. </li></ol></li></ol> 4. Chirurgie implantation par cathéter L&#39;équipement et les réactifs: L&#39;isoflurane, une solution saline stérile, de l&#39;alcool (70%), 1 et 3 seringues cc remplie de sérum physiologique stérile, 1-cc seringues adaptées, solutions antibiotiques et analgésiques préparés à la section 3 ci-dessus, les cathéters de souris (CamCaths, Cambridgeshire, Royaume-Uni ), couvertures de cathéter (bouchons en cristal de HRS scientifiques, Montréal, Québec), le lubrifiant oculaire, 4 cm à barres en plastique pour élever veine (cepeuvent être construits à partir d&#39;un plastique Q-tip), Polysporin, compresses stériles et de la gaze, des pinces courbes et droites, pinces artérielles, ciseaux fins. <img src="/files/ftp_upload/3739/3739step1.jpg" alt="Étape 1" fo:content-width="3in" fo:src="/files/ftp_upload/3739/3739step1highres.jpg"/><ol><li> En utilisant des techniques aseptiques le banc chirurgicale, les instruments chirurgicaux et les cathéters sont stérilisés avant leur chirurgie. Techniques de stérilisation appropriées comprennent vapeur autoclave pour les instruments chirurgicaux et des cathéters achetés auprès CamCaths. Perle en verre de stérilisation peut aussi être utilisé sur les pointes des instruments chirurgicaux. Stérilisation à l&#39;oxyde d&#39;éthylène peut être employé sur des cathéters ou des matériaux plus délicats que les risques fusion. Une description plus détaillée des rongeurs techniques chirurgicales aseptiques peuvent être trouvées dans le 1,2-joint références. Mise en place de la banquette, les instruments et le cône de nez pour entretien de l&#39;anesthésie est illustré sur la photo. </li><li> Les souris sont anesthésiées avec du gaz isoflurane, et maintenu sous anesthésie à l&#39;aide d&#39;un tube de respiration dans un système de balayage. Lubrifiant oculaire (Tears Naturale PM) est appliquée aux deux yeux pour les empêcher de sécher pendant la procédure. Une marge appropriée chirurgical est rasé sur le dos de l&#39;animal et autour du cou. Avant toute incisions sont faites, les champs opératoires sont restreintes à l&#39;aide des champs stériles. </li><li> En vue de préparer le cathéter pour l&#39;insertion dans l&#39;oreillette droite du coeur, le tube de cathéter en excès est coupé 1,2 cm à partir de l&#39;ampoule du cathéter. Il s&#39;agit de la longueur optimale établie pour adultes souris CD-1, environ 8 semaines d&#39;âge, 20-25 grammes de poids corporel. La longueur du tube du cathéter peut être nécessaire d&#39;ajuster légèrement (par essais et erreurs), basé sur la souche, la taille et l&#39;âge des souris. Avant l&#39;insertion, la seringue contenant une solution saline stérile (section 3,2) est fixée à la canule de cathéter, et le cathéter est rincé et contrôler l&#39;étanchéité. Gardercette seringue fixée au cathéter à travers l&#39;intervention chirurgicale. Il sera utilisé pour rincer le cathéter, et reculer le sang à l&#39;étape 4.7. </li><li> Après une stérilisation avec de l&#39;alcool 70%, une longue incision 2 cm midscapular est faite à partir mi-chemin sur le dos et se terminant juste au-dessous du cou, afin de s&#39;adapter à la base du cathéter. Tissu conjonctif doit être écartées avec des pinces pour faire place à l&#39;embase du cathéter sous la peau. </li><li> Placer l&#39;animal sur son dos, un peu profonde seconde de 1 à 2 cm de diagonale incision est faite à partir de la clavicule droite en allant vers le haut à la mâchoire animaux, après que la zone a été nettoyée à l&#39;alcool à 70%. La veine jugulaire se trouvent superficiellement sous la peau du cou. En vue de l&#39;insertion du cathéter, un tube à partir de la base du cathéter est tiré à travers l&#39;incision dans le dos et amenée à proximité de la veine jugulaire par le passage du tube sous la peau juste au-dessus de l&#39;épaule droite. L&#39;extrémité du tube de cathéter estensuite fixé à une pince artérielle et placé à côté de l&#39;animal pour le maintenir en place. </li><li> La veine jugulaire droite est situé en s&#39;éloignant doucement conjonctif et le tissu adipeux superficiel de l&#39;incision autour du cou de l&#39;animal. Tissu conjonctif autour de la veine est décomposée en utilisant une pince courbe et la veine est ensuite élevé en utilisant une barre de plastique stérile. Lâches noeuds de suture sont réalisés ouverts autour de chaque extrémité de la veine et le tube de cathéter est enfilé à travers le noeud haut et enroulée sur le fil de suture au repos desserrée sur l&#39;épaule droite. </li><li> Avant l&#39;insertion, par voie humide à la fois l&#39;aiguille d&#39;insertion de jauge 20 et la veine avec une solution saline stérile pour réduire la friction. L&#39;aiguille est maintenue parallèle à la veine, et inséré doucement dans la partie inférieure de la veine élevée (Remarque: environ 0,5 cm de la pointe de l&#39;aiguille doit pénétrer dans la veine). En utilisant des pinces, faites glisser le tube du cathéter dans le puits de l&#39;aiguille dans la veine. Résistance indiquerait que le tube is dans le tissu conjonctif et non dans la veine. Poussez 0,03 cc de sérum physiologique dans la veine de s&#39;assurer qu&#39;il n&#39;ya pas de fuites. Fuites indiquerait que la veine peut être percé ou que le placement tube du cathéter doit être réglé. Remarque: Pour vérifier si le tube est dans la même veine, essayer de dresser un peu de sang à l&#39;aide de la seringue ci-joint une solution saline. Si le sang ne peut être immédiatement établi, la veine ou paroi cardiaque peut être occlusion de l&#39;extrémité du cathéter, ou la veine n&#39;a pas été percé, régler le tube et essayez à nouveau. Aiguille réinsertion peut être nécessaire si le sang ne peut toujours pas être établie. </li><li> Afin de fixer le cathéter en place, poussez l&#39;ampoule cathéter pour le point d&#39;insertion et retirer l&#39;aiguille. Attacher le noeud en bas, puis tirez la chasse d&#39;eau cathéter contre la barre avant d&#39;attacher le droit second nœud au-dessus de l&#39;ampoule. Testez à nouveau pour voir si le sang peut être établi et desserrer les nœuds légèrement si nécessaire. Rentrer le tube de cathéter sous la peau et suturel&#39;incision ventrale autour du cou de l&#39;animal. Appliquer Polysporin guérir rapidement à l&#39;aide d&#39;un applicateur de coton stérile pointe, ou de toute autre pommade antibiotique contenant de préférence une certaine analgésique de l&#39;incision fermé. </li><li> Avec l&#39;animal sur son abdomen, placer l&#39;embase du cathéter sous la peau de l&#39;arrière à l&#39;intérieur de l&#39;incision préparée. Assurez-vous que le tube supérieur est très peu bouclés et bien cachée sous l&#39;embase du cathéter afin de minimiser les chances de l&#39;animal à mâcher et le percer. Suturer l&#39;incision des deux côtés de l&#39;embase du cathéter, et appliquer de production rapide Guérison Polysporin l&#39;aide d&#39;un applicateur de coton stérile extrémité. </li><li> Rincer le cathéter avec 0,03 cc de la solution héparinée ticarcilline aide de la seringue avec le tube fixé sur celui-ci (section 3.2). Cap de la canule avec le capuchon en plastique canule et visser le couvercle cathéter blanc. Chez certaines souris qui sont frais de la chirurgie, le sang peut s&#39;écouler du cathéter avant que la canule est plafonné. Il est important de re-rincer l&#39;animal et rapidly remplacer le capuchon de canule avant que le sang a la chance de s&#39;échapper. Les animaux doivent être rincés quotidiennement pour maintenir la perméabilité du cathéter. </li><li> Après avoir essuyer la zone d&#39;injection entre les animaux dos les jambes avec de l&#39;éthanol à 70%, sous-cutanée injecter le kétoprofène analgésique à la dose de 5 mg / kg d&#39;un côté, et le amikicin antibiotique à la dose de 10 mg / kg de l&#39;autre côté. </li><li> Après anesthésie est interrompue, les animaux sont autorisés à récupérer dans une cage propre avec un accès facile à la nourriture et à l&#39;eau pendant 5 à 7 jours. Les souris doivent être placés dans une enceinte chauffée pendant la nuit pour éviter l&#39;hypothermie post-opératoire. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/3739/3739step2.jpg" alt="Étape 2" fo:content-width="4.75in" fo:src="/files/ftp_upload/3739/3739step2highres.jpg"/> 5. Test comportemental - auto-administration intraveineuse <ol><li> Avant de cathéters d&#39;essais comportementaux sont rincées avec une solution saline stérile à 0,9%. Les souris sont ensuite placerd opérant dans les chambres et relié à des lignes de perfusion et les pompes de perfusion. Presses levier actif entraîner un 3,2 sec 18 ul d&#39;injection de médicament associé à l&#39;éclairement d&#39;une lumière de stimulation. Chaque levier de pression est suivie d&#39;un temps de 8 s sur la période au cours de laquelle la lumière de stimulation reste allumé. </li><li> Après la séance opérant, cathéters souris sont rincés avec la solution héparinée ticarcilline avant d&#39;être remis dans leur cage. </li><li> Les souris sont autorisés à s&#39;auto-administrer pendant 3 h consécutives 2-sessions à chaque dose. Les doses ont été présentés dans un ordre aléatoire pour chaque souris, comme indiqué dans la section suivante. </li><li> La perméabilité du cathéter est évalué quotidiennement en veillant à ce que tant la solution saline et antibiotique peut être rincé par le cathéter. En outre, un test de kétamine / midazolam peut être réalisée comme décrit dans la référence ci-joint 5. En bref, les signes de l&#39;anesthésie comme l&#39;immobilité dans les 5 secondes d&#39;une infusion de de 0.02 à 0.03 ml de kétamine (15 mg / ml),ou le midazolam (0,75 mg / ml) midazolam est la preuve d&#39;un cathéter 5 brevets. </li></ol>

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Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Les modèles animaux de l&#39;abus de drogues sont particulièrement utiles dans la compréhension de la base génétique des comportements liés à la drogue. Par exemple, les souris avec différents profils génétiques héréditaires montrent des différences dans leur sensibilité à la cocaïne 6-8 et aider à identifier les gènes candidats potentiels médiation de la variabilité phénotypique observée 9. Les procédures de cathétérisme intraveineux décrits dans le présent document ont été utilisées avec succès considérable à examiner IVSA drogue dans diverses souches de souris ainsi que des souris de différentes origines génétiques 10. Les procédures décrites dans cette vidéo évidence des facteurs importants pour se concentrer sur pendant et après la chirurgie cathétérisme pour obtenir des données fiables auto-administration intraveineuse de données. Tout d&#39;abord, la mise en place du tube de cathéter à l&#39;intérieur de l&#39;oreillette droite est indispensable, afin de prévenir la formation de caillots de défaillance cathéter blot. Pendant la chirurgie, il est important de s&#39;assurer que le cathéterfin est libre, et non obstruée ni par le cœur ou le tissu veine. Deuxièmement, le rinçage du cathéter quotidien est nécessaire à la fois avant et après les séances opérant dans le but d&#39;éviter les blocages. Enfin, la canule de cathéter doit être couvert en permanence à la fois avec la canule capuchons et couvre cristal lorsque les animaux sont dans leur cage d&#39;origine, pour empêcher l&#39;entrée de débris. Mineure blocage de la canule cathéter peut être délogée à l&#39;aide d&#39;une amende aiguille de 26 gauge, cependant la forme quotidienne de rinçage avec la solution héparinée antibiotique est nécessaire, en particulier les jours où les animaux ne sont pas testés pour IVSA. Pour effectuer la chirurgie survie des animaux, une bonne connaissance des techniques d&#39;asepsie, l&#39;analgésie et l&#39;anesthésie est nécessaire. Bien que cette vidéo ne remplace pas une formation adéquate chirurgicale, il peut être utilisé comme un guide pour les chercheurs désireux d&#39;acquérir les techniques nécessaires à ce paradigme.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires (optionnel) </td></tr><tr><td> Ticarcilline disodique Sel </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> T5639-1G </td><td> 1 bouteille gramme </td></tr><tr><td> Tears Naturale PM (lubrifiant des yeux) </td><td> Alcon </td><td> N / A </td><td> 3,5 gramme Tube Ce lubrifiant oculaire peut être trouvé dans la plupart des pharmacies. Un lubrifiant oculaire ophtalmique peut être utilisé. </td></tr><tr><td> Cocaïne </td><td> Medisca Pharmaceutique </td><td> 0723-06 </td><td> 1 bouteille gramme </td></tr><tr><td> La kétamine </td><td> Medisca Pharmaceutique </td><td> 1754-1704 </td><td> Flacon de 25 g </td></tr><tr><td> Midazolam </td><td> Medisca Pharmaceutique </td><td> 2519-06 </td><td> 1 bouteille gramme </td></tr><tr><td> Hepasel de sodium rin </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> H4784-250MG </td><td> Bouteille de 250 grammes </td></tr><tr><td> Le kétoprofène </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> K1751-1G </td><td> 1 bouteille gramme </td></tr><tr><td> Sulfate sel Amikicin </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> A2324-5G </td><td> Bouteille de 5 grammes </td></tr><tr><td> Saccharose réactif ACS </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> S5016-500G </td><td> Flacon de 500 grammes </td></tr><tr><td> Cathéters standard de la souris avec maille douce </td><td> CamCaths </td><td> MIVSA/20/26/BC-1S </td><td> Caractéristiques: Tubes 26SWG; 0,451 0,254; </td></tr><tr><td> Applicateur bouchon de cristal </td><td> HRS scientifiques </td><td> 313CAC </td><td> C&#39;est le bouchon du cathéter blanc. </td></tr><tr><td> Tygon Micro Bore Tube </td><td> Thomas Scientific </td><td> 9561S41 </td><td> Spécifications pour tubes (alésage x od x épaisseur en pouces): .01 x 0.03 x .01 </td></tr>
 </tbody>
</table>

methods for intravenous self administration in a mouse model

Les modèles animaux ont été développés pour étudier les effets renforçants des drogues, y compris l&#39;auto-administration intraveineuse (IVSA) paradigme. Les avantages d&#39;utiliser un paradigme IVSA pour étudier les propriétés de renforcement de l&#39;abus des drogues telles que la cocaïne, notamment le fait que le médicament est auto-administré, au lieu de l&#39;expérimentateur administré, le calendrier de renforcement peuvent être modifiés, et une mesure précise des quantités de drogue consommée ainsi que la date et le motif de la IV injections peuvent être obtenues. En outre, l&#39;administration par voie intraveineuse évite confond potentiels liés au métabolisme de premier passage ou le goût, et produit une augmentation rapide dans le sang et les concentrations de médicaments au cerveau. Comme il est indiqué dans cette vidéo, auto-administration intraveineuse peut être obtenu sans restriction alimentaire ou formation préalable médicament avant la suite de la pose du cathéter attention pendant la chirurgie et méticuleux cathéter quotidienne de rinçage et de maintenance. Les procédures expérimentales décrites dans le présentpapier inclure une description du logement des animaux et de l&#39;acclimatation des méthodes, la formation opérant en utilisant des solutions sucrées lait, et la chirurgie d&#39;implantation du cathéter.

<img src="/files/ftp_upload/3739/3739fig1.jpg" alt="Figure 1" /> Figure 1. Le schéma de répondre à la drogue par voie intraveineuse auto-administration varient selon large dose de médicament, et de la souche de souris utilisée. La figure présentée montre d&#39;auto-administration de cocaïne données suivantes chirurgies cathétérisme succès en utilisant la procédure décrite dans la vidéo. La figure montre la moyenne (± SEM) des perfusions cocaïne gagné et moyenne (± SEM) la consommation de cocaïne (mg / kg de poids corporel) à travers une gamme de 4 doses de cocaïne présentés dans un ordre aléatoire sur un programme de renforcement FR1. Abscisse: dose de médicament auto-administré par perfusion. Ordonnée à gauche: nombre total de perfusions gagnée au cours de la session de 2 heures opérant. Ordonnée à droite: consommation de cocaïne au total en mg / kg lors de la séance d&#39;essais de 2 heures. Tous les 13 cathéters sont restées perméables pour la durée de l&#39;étude (4 semaines). Une ANOVA à sens unique réalisée à la dose a révélé que microe administraient la cocaïne d&#39;une manière dose-dépendante [F (1,12) = 42,8, p &lt;0,05]. Il ya une augmentation de la consommation de cocaïne au cours de la courbe dose-réponse [F (3,36) = 29,6, p &lt;0,05] en dépit d&#39;une diminution de levier de pression à des doses plus élevées. Chaque point représente la moyenne de 3 séances d&#39;essais à chaque dose de cocaïne (± SEM) récoltés dans des souris CD-1 (n = 13 / dose, hommes et femmes confondus). Les comparaisons des actifs (drogue renforcée) vs levier inactif face à travers la courbe dose-réponse ont été faites à l&#39;aide de deux ANOVA pour s&#39;assurer que les souris étaient discriminant entre les deux leviers. Pour les souris CD1, l&#39;analyse a révélé une préférence pour le levier actif [F (1,12) = 10,255, p &lt;0,05] sur l&#39;ensemble de la courbe dose-réponse (données non présentées ici).

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Methods for Intravenous Self Administration in a Mouse Model

L&#39;auto-administration intraveineuse (IVSA) paradigme est considéré comme l&#39;étalon-or en examinant les propriétés de renforcement de l&#39;abus des drogues chez les rongeurs. Ce manuscrit décrit les procédures expérimentales et des techniques chirurgicales nécessaires pour obtenir des données fiables IVSA. En particulier, l&#39;implantation et l&#39;entretien méticuleux cathéter sont mis en évidence.

Les méthodes de l&#39;administration par voie intraveineuse auto dans un modèle de souris

Animal models have been developed to study the reinforcing effects of drugs, including the intravenous self-administration (IVSA) paradigm. The advantages ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Assessment of Ultrasonic Vocalizations During Drug Self-administration in Rats

Drug self-administration procedures are commonly used to study behavioral and neurochemical changes associated with human drug abuse, addiction and relapse. Various types of behavioral activity are commonly utilized as measures of drug motivation in animals. However, a crucial component of drug abuse relapse in abstinent cocaine users is "drug craving", which is difficult to model in animals, as it often occurs in the absence of overt behaviors. Yet, it is possible that a class of ultrasonic vocalizations (USVs) in rats may be a useful marker for affective responses to drug administration, drug anticipation and even drug craving. Rats vocalize in ultrasonic frequencies that serve as a communicatory function and express subjective emotional states. Several studies have shown that different call frequency ranges are associated with negative and positive emotional states. For instance, high frequency calls ("50-kHz") are associated with positive affect, whereas low frequency calls ("22-kHz") represent a negative emotional state. This article describes a procedure to assess rat USVs associated with daily cocaine self-administration. For this procedure, we utilized standard single-lever operant chambers housed within sound-attenuating boxes for cocaine self-administration sessions and utilized ultrasonic microphones, multi-channel recording hardware and specialized software programs to detect and analyze USVs. USVs measurements reflect emotionality of rats before, during and after drug availability and can be correlated with commonly assessed drug self-administration behavioral data such lever responses, inter-response intervals and locomotor activity. Since USVs can be assessed during intervals prior to drug availability (e.g., anticipatory USVs) and during drug extinction trials, changes in affect associated with drug anticipation and drug abstinence can also be determined. In addition, determining USV changes over the course of short- and long-term drug exposure can provide a more detailed interpretation of drug exposure effects on affective functioning.

Drug self-administration and ultrasonic vocalizations (USV) are used as behavioral assessments in animal research, but rarely in combination. The purpose of this article is to describe the advantages of recording USVs during drug self-administration procedures to assess affective responses to drug experience.

Évaluation de vocalisations ultrasoniques Pendant médicaments auto-administration chez le rat

Drug self-administration procedures are commonly used to study behavioral and neurochemical changes associated with human drug abuse, addiction and ...

Recherche

Neurosciences

Multiple-mouse Neuroanatomical Magnetic Resonance Imaging

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and evaluating mouse models of human disease. MRI is an excellent modality for investigating genetically altered animals. It is capable of whole brain coverage, can be used in vivo, and provides multiple contrast mechanisms for investigating different aspects of neuranatomy and physiology. The advent of high-field scanners along with the ability to scan multiple mice simultaneously allows for rapid phenotyping of novel mutations.
Effective mouse MRI studies require attention to many aspects of experiment design. In this article, we will describe general methods to acquire quality images for mouse phenotyping using a system that images mice concurrently in shielded transmit/receive radio frequency (RF) coils in a common magnet (Bock et al., 2003). We focus particularly on anatomical phenotyping, an important and accessible application that has shown a high potential for impact in many mouse models at our imaging centre. Before we can provide the detailed steps to acquire such images, there are important practical considerations for both in vivo brain imaging (Dazai et al., 2004) and ex vivo brain imaging (Spring et al., 2007) that should be noted. These are discussed below.

Magnetic resonance imaging (MRI) has become an increasingly popular tool for examining the phenotype of genetically altered mice. This article illustrates the methods necessary to achieve high-throughput phenotyping of genetically altered mice using multiple-mouse MRI.

Multiple-Mouse Imaging neuroanatomiques par résonance magnétique

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and ...

Microdialysis of Ethanol During Operant Ethanol Self-administration and Ethanol Determination by Gas Chromatography

Operant self-administration methods are commonly used to study the behavioral and pharmacological effects of many drugs of abuse, including ethanol. However, ethanol is typically self-administered orally, rather than intravenously like many other drugs of abuse. The pharmacokinetics of orally administered drugs are more complex than intravenously administered drugs. Because understanding the relationship between the pharmacological and behavioral effects of ethanol requires knowledge of the time course of ethanol reaching the brain during and after drinking, we use in vivo microdialysis and gas chromatography with flame ionization detection to monitor brain dialysate ethanol concentrations over time. 
Combined microdialysis-behavioral experiments involve the use of several techniques. In this article, stereotaxic surgery, behavioral training and microdialysis, which can be adapted to test a multitude of self-administration and neurochemical centered hypotheses, are included only to illustrate how they relate to the subsequent phases of sample collection and dialysate ethanol analysis. Dialysate ethanol concentration analysis via gas chromatography with flame-ionization detection, which is specific to ethanol studies, is described in detail. Data produced by these methods reveal the pattern of ethanol reaching the brain during the self-administration procedure, and when paired with neurochemical analysis of the same dialysate samples, allows conclusions to be made regarding the pharmacological and behavioral effects of ethanol.

A method to determine the time course of ethanol concentration in the brains of rats during operant ethanol self-administration is described. Gas chromatography with flame ionization detection is used to quantify ethanol in the dialysate samples, because it has the sensitivity required for the small volumes that are generated.

Microdialyse d&#39;éthanol au cours de l&#39;éthanol détermination opérant auto-administration et d&#39;éthanol par chromatographie en phase gazeuse

Operant self-administration methods are commonly used to study the behavioral and pharmacological effects of many drugs of abuse, including ethanol.  ...

Methods for Studying the Mechanisms of Action of Antipsychotic Drugs in Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is a simple genetic organism amenable to large-scale forward and reverse genetic screens and chemical genetic screens. The C. elegans genome includes potential antipsychotic drug (APD) targets conserved in humans, including genes encoding proteins required for neurotransmitter synthesis and for synaptic structure and function. APD exposure produces developmental delay and/or lethality in nematodes in a concentration-dependent manner. These phenotypes are caused, in part, by APD-induced inhibition of pharyngeal pumping1,2. Thus, the developmental phenotype has a neuromuscular basis, making it useful for pharmacogenetic studies of neuroleptics. Here we demonstrate detailed procedures for testing APD effects on nematode development and pharyngeal pumping. For the developmental assay, synchronized embryos are placed on nematode growth medium (NGM) plates containing APDs, and the stages of developing animals are then scored daily. For the pharyngeal pumping rate assay, staged young adult animals are tested on NGM plates containing APDs. The number of pharyngeal pumps per unit time is recorded, and the pumping rate is calculated. These assays can be used for studying many other types of small molecules or even large molecules.

Methods for Studying the Mechanisms of Action of Antipsychotic Drugs in Caenorhabditis elegans

Approaches for testing the effects of antipsychotic drugs (APDs) in Caenorhabditis elegans are demonstrated. Assays are described for testing drug effects on development and viability and on pharyngeal pumping rate. These methods are also applicable for pharmacogenetic experiments with drug classes other than APDs.

Méthodes pour étudier les mécanismes d&#39;action des antipsychotiques dans<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Caenorhabditis elegans is a simple genetic organism amenable to  large-scale forward and reverse genetic screens and chemical genetic screens. The C.  ...

The Corneal Micropocket Assay: A Model of Angiogenesis in the Mouse Eye

The mouse corneal micropocket assay is a robust and quantitative in vivo assay for evaluating angiogenesis. By using standardized slow-release pellets containing specific growth factors that trigger blood vessel growth throughout the naturally avascular cornea, angiogenesis can be measured and quantified. In this assay the angiogenic response is generated over the course of several days, depending on the type and dose of growth factor used. The induction of neovascularization is commonly triggered by either basic fibroblast growth factor (bFGF) or vascular endothelial growth factor (VEGF). By combining these growth factors with sucralfate and hydron (poly-HEMA (poly(2-hydroxyethyl methacrylate))) and casting the mixture into pellets, they can be surgically implanted in the mouse eye. These uniform pellets slowly-release the growth factors over five or six days (bFGF or VEGF respectively) enabling sufficient angiogenic response required for vessel area quantification using a slit lamp. This assay can be used for different applications, including the evaluation of angiogenic modulator drugs or treatments as well as comparison between different genetic backgrounds affecting angiogenesis. A skilled investigator after practicing this assay can implant a pellet in less than 5 min per eye.

The protocol describes the corneal micropocket assay as developed in mice.

La cornée micropoche test: Un modèle de l&#39;angiogenèse dans l&#39;oeil de la souris

The mouse corneal micropocket assay is a robust and quantitative in vivo assay for evaluating angiogenesis. By using standardized slow-release pellets ...

Immunohistochemical and Calcium Imaging Methods in Wholemount Rat Retina

In this paper we describe the tools, reagents, and the practical steps that are needed for: 1) successful preparation of wholemount retinas for immunohistochemistry and, 2) calcium imaging for the study of voltage gated calcium channel (VGCC) mediated calcium signaling in retinal ganglion cells. The calcium imaging method we describe circumvents issues concerning non-specific loading of displaced amacrine cells in the ganglion cell layer.

Immunohistochemistry protocols are used to study the localization of a specific protein in the retina. Calcium imaging techniques are employed to study calcium dynamics in retinal ganglion cells and their axons.

Immunohistochimie et calcium méthodes d&#39;imagerie dans Wholemount Rat Retina

In this paper we describe the tools, reagents, and the practical steps that are needed for: 1) successful preparation of wholemount retinas for ...

Methods for Cell-attached Capacitance Measurements in Mouse Adrenal Chromaffin Cell

Neuronal transmission is an integral part of cellular communication within the brain. Depolarization of the presynaptic membrane leads to vesicle fusion known as exocytosis that mediates synaptic transmission. Subsequent retrieval of synaptic vesicles is necessary to generate new neurotransmitter-filled vesicles in a process identified as endocytosis. During exocytosis, fusing vesicle membranes will result in an increase in surface area and subsequent endocytosis results in a decrease in the surface area. Here, our lab demonstrates a basic introduction to cell-attached capacitance recordings of single endocytic events in the mouse adrenal chromaffin cell. This type of electrical recording is useful for high-resolution recordings of exocytosis and endocytosis at the single vesicle level. While this technique can detect both vesicle exocytosis and endocytosis, the focus of our lab is vesicle endocytosis. Moreover, this technique allows us to analyze the kinetics of single endocytic events. Here the methods for mouse adrenal gland tissue dissection, chromaffin cell culture, basic cell-attached techniques, and subsequent examples of individual traces measuring singular endocytic event are described.

After exocytosis, fused plasma membrane is retrieved through a process known as endocytosis. This mechanism reforms new synaptic vesicles for the next round of release. Individual endocytic events are captured and analyzed through the use of the cell-attached capacitance recordings in mouse adrenal chromaffin cells.

Les méthodes de mesures de capacité cellulaires attaché à la souris surrénales chromaffines cellule

Neuronal transmission is an integral part of cellular communication within the brain. Depolarization of the presynaptic membrane leads to vesicle fusion ...

Neurobehavioral Assessments in a Mouse Model of Neonatal Hypoxic-ischemic Brain Injury

We performed unilateral carotid artery occlusion on CD-1 mice to create a neonatal hypoxic-ischemic (HI) model and investigated the effects of neonatal HI brain injury by studying neurobehavioral functions in these mice compared to non-operated (i.e., normal) mice. During the study, Rice-Vannucci&#39;s method was used to induce neonatal HI brain damage in postnatal day 7-10 (P7-10) mice. The HI operation was performed on the pups by unilateral carotid artery ligation and exposure to hypoxia (8% O2 and 92% N2 for 90 min). One week after the operation, the damaged brains were evaluated with the naked eye through the semi-transparent skull and were categorized into subgroups based on the absence (&#34;no cortical injury&#34; group) or presence (&#34;cortical injury&#34; group) of cortical injury, such as a lesion in the right hemisphere. On week 6, the following neurobehavioral tests were performed to evaluate the cognitive and motor functions: passive avoidance task (PAT), ladder walking test, and grip strength test. These behavioral tests are helpful in determining the effects of neonatal HI brain injury and are used in other mouse models of neurodegenerative diseases. In this study, neonatal HI brain injury mice showed motor deficits that corresponded to right hemisphere damage. The behavioral test results are relevant to the deficits observed in human neonatal HI patients, such as cerebral palsy or neonatal stroke patients. In this study, a mouse model of neonatal HI brain injury was established and showed different degrees of motor deficits and cognitive impairment compared to non-operated mice. This work provides basic information on the HI mouse model. MRI images demonstrate the different phenotypes, separated according to the severity of brain damage by motor and cognitive tests.

We performed unilateral carotid artery occlusion on postnatal day 7-10 CD-1 mouse pups to create a neonatal hypoxic-ischemic (HI) model and investigated the effects of HI brain injury. We studied neurobehavioral functions in these mice compared to non-operated normal mice.

Évaluations neurocomportementales dans un modèle murin de lésion cérébrale hypoxique-ischémique néonatale

We performed unilateral carotid artery occlusion on CD-1 mice to create a neonatal hypoxic-ischemic (HI) model and investigated the effects of neonatal HI ...

Methods and Tips for Intravenous Administration of Adeno-associated Virus to Rats and Evaluation of Central Nervous System Transduction

Adeno-associated virus (AAV) vectors are a key reagent in the neurosciences for clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR), optogenetics, cre-lox targeting, etc. The purpose of this manuscript is to aid the investigator attempting expansive central nervous system (CNS) gene transfer in the rat via tail vein injection of AAV. Wide-scale expression is relevant for conditions with widespread pathology, and a rat model is significant due to its greater size and physiologic similarities to humans compared to mice. In this example application, a wide-scale neuronal transduction is used to mimic a neurodegenerative disease that affects the entire spinal cord, amyotrophic lateral sclerosis (ALS). The efficient wide-scale CNS transduction can also be used to deliver therapeutic protein factors in pre-clinical studies. After a post-injection expression interval of several weeks, the effects of the transduction are evaluated. For a green fluorescent protein (GFP) control vector, the amount of GFP in the cerebellum is estimated quickly and reliably by a basic imaging program. For motor disease phenotypes that are induced by the ALS related protein transactive response DNA-binding protein of 43 kDa (TDP-43), the deficits are scored by escape reflex and rotarod. Beyond disease modeling and gene therapy, there are diverse potential applications for the wide-scale gene targeting described here. The expanded use of this method will aid in expediting hypothesis testing in the neurosciences and neurogenetics.

Methods for a wide-scale central nervous system gene delivery in the rat are covered. In this example, the purpose is to mimic a disease that affects the entire spinal cord. The widespread transduction can be used to deliver a therapeutic protein to the CNS from a one-time, peripheral administration.

Méthodes et conseils pour l’Administration intraveineuse de Virus Adeno-associé à des Rats et d’évaluation de la Transduction du système nerveux Central

Adeno-associated virus (AAV) vectors are a key reagent in the neurosciences for clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR), ...

Assessment of Blood-brain Barrier Permeability by Intravenous Infusion of FITC-labeled Albumin in a Mouse Model of Neurodegenerative Disease

Disruption of blood-brain barrier (BBB) integrity is a common feature for different neurological and neurodegenerative diseases. Although the interplay between perturbed BBB homeostasis and the pathogenesis of brain disorders needs further investigation, the development and validation of a reliable procedure to accurately detect BBB alterations may be crucial and represent a useful tool for potentially predicting disease progression and developing targeted therapeutic strategies.
Here, we present an easy and efficient procedure for evaluating BBB leakage in a neurodegenerative condition like that occurring in a preclinical mouse model of Huntington disease, in which defects in the permeability of BBB are clearly detectable precociously in the disease. Specifically, the high molecular weight fluorescein isothiocyanate labelled (FITC)-albumin, which is able to cross the BBB only when the latter is impaired, is acutely infused into a mouse jugular vein and its distribution in the vascular or parenchymal districts is then determined by fluorescence microscopy.
Accumulation of green fluorescent-albumin in the brain parenchyma functions as an index of aberrant BBB permeability and, when quantitated by using Image J processing software, is reported as Green Fluorescence Intensity.

In this study, we present an easy and efficient procedure for evaluating the disruption of the blood-brain barrier under neurodegenerative conditions. To achieve our objective, we infused high molecular weight fluorescein isothiocyanate labelled (FITC)-albumin into mouse jugular vein and evaluated its leakage into the brain parenchyma by fluorescence microscopy.

Évaluation de la perméabilité de la barrière hémato - encéphalique par perfusion intraveineuse d’albumine marquée FITC dans un modèle murin de la maladie neurodégénérative

Disruption of blood-brain barrier (BBB) integrity is a common feature for different neurological and neurodegenerative diseases. Although the interplay ...