Name: methods for intravenous self administration in a mouse model
Uploaded: 2012-12-08T14:00:00
Duration: 12 min 9 s
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Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien und Regelungen, die durch die Kanadischen Rates der Animal Care und der McGill University Animal Care Ausschusses durchgeführt. Diese Arbeit wurde von Fonds verliehen KG von der kanadischen Institutes of Health Research (CIHR) unterstützt. Keine Interessenskonflikte erklärt.

Ein. Tierhaltung und Akklimatisation Procedures <ol><li> Männliche und weibliche CD-1-Mäuse werden mit gleichgeschlechtlichen Geschwistern, bis zu 5 Tiere pro Käfig, in Standard-Kunststoff-Käfige mit beta-Chip Bettwäsche und nestlet Pads, mit Drahtgitter Deckel zu Wasserflaschen und Nahrungsmittel aufnehmen untergebracht. Standard Maus Futter und Wasser zur Verfügung ad libitum in den Heimatkäfige während des gesamten Experiments. </li><li> Mäuse werden auf einem Rückwärts-Hell-Dunkel-Zeitplan (Lichter von 22.00 bis 10.00 Uhr) gehalten. </li><li> Mäuse werden darf, um den Test IVSA Räume für eine Woche vor dem Beginn der experimentellen Verfahren zu gewöhnen. </li></ol> 2. Operant Ausbildung <ol><li> Alle Verhaltensstörungen Verfahren einschließlich gesüßte Milch Ausbildung und intravenösen Drogenkonsum Selbstverwaltung Sessions werden mit operante Kammern messen 15,9 x 14 x 12,7 cm, mit 2 ultra-sensitive Maus Hebel, Löffelstiel Tassen, Stimulus-Lichter und Mikroliterspritze Pumpen (Med Association ausgestattet ist, durchgeführtAtes Inc., St. Albans, VT, USA). Kammern sind eine Schnittstelle zu einem Computer mit Med Associates Smart-CR-Schnittstelle und Med-PC-Software, um den Zeitplan der Bewehrung programmieren und Daten sammeln. </li><li> Naive Mäuse werden zu den operante Kammern gewöhnt und geschult, um Handhebelpresse mit einem gesüßte Milch Belohnung (0,1 ml) in einer Schöpfkelle Cup vorgestellt. Operant Milch Training wird in 1-stündigen Sitzungen für 5-7 Tage durchgeführt. Fertigstellung der festen Verhältnis (FR) auf dem Zeitplan Wirkhebel resultierte in der Darstellung der Löffelstiel Tasse und die Beleuchtung von einem Reiz Licht. Die gesüßte Milch bestand aus Saccharose (10 mg / ml, ACS-Reagenz, Sigma-Aldrich Co. St. Louis MO, USA) zugegeben, um Vollmilch (Fettgehalt 3,25%). Operante Ausbildung mit einer gesüßten Milch Lösung oder einer flüssigen Lebensmittels Ansporner ist eine übliche Technik zur Erleichterung operante reagiert bei Mäusen 1,2. </li></ol> 3. Vorbereitung der Ausrüstung, die während der Operation eingesetzt werden Required Ausrüstung - 20, 23 und 26 Gauge Nadeln, Schleifer, 1 cc Spritzen, Tygon-Schlauch, Lötkolben, Heparin, Antibiotika und Schmerzmittel. <ol><li> Vorbereiten einer Nadel, um das Einführen des Katheters in die Vena jugularis leiten durch Rasieren unten eine 20 Gauge-Nadel. Der Schaft der Nadel nach unten mit einer Schleifmaschine, um einen Kanal innerhalb der Nadel, um den Katheter-Schlauch in die Vene zu leiten bilden rasiert. Die Nadel Kanal sollte sorgfältig auf Metallabrieb, die hinterlegt haben überprüft werden. Etwaige Hindernisse in den Kanal sollte mit feinen Spitzen Pinzette abgeschabt werden. </li><li> Passen zwei 1-cc Spritzen zum Spülen und Prüfen des Katheters verwendet werden. Planen zwei Spritzen von unter 12 cm Stücke Tygon-Schläuche und befestigen sie an einem Ende mit 26 Gauge Nadeln befestigten 1 cc Spritzen, und Strecken der anderen Enden des Schlauches über 23 Gauge Nadeln. Eine Spritze ist mit 0,9% steriler Kochsalzlösung und das andere mit einem heparinisierten Ticarcillin Lösung (33 mg Ticarcillin auszufüllenund 0,3 mg Heparin pro 10 ml steriler Kochsalzlösung). </li><li> Bereiten Katheterkanüle caps. Tygon-Schläuche über eine 23-Gauge-Nadel gespannt und geschnitten 1 cm von der Fase. Schmelzen des offenen Endes der Röhre um eine dicke Dichtung zu schaffen. Der Schlauch sollte geschmolzen, so dass der gesamte Kanülenkappe lang genug, um über den Katheter Kanüle zu passen, der mit dem abgedichteten Endanschlußstück eng über das Ende der Kanüle ist. Beachten Sie, dass, wenn die Kappe zu lang ist, besteht die Gefahr, dass es gebogen wird und anschließend durchbohrt während des Anbringen des aufschraubbaren Katheters bedeckt. Somit sorgfältige Vorbereitung der Katheter Kappen wird empfohlen, um einen guten Sitz an der Kanüle bereitzustellen. </li><li> Das benötigte Lösungen. Alle Reagenzien werden von Sigma-Aldrich Inc. (St-Louis MO, USA) erworben. <ol class="lalpha"><li> Heparinisiertem Ticarcillin Lösung für Katheter Spülung - Man löst 0,33 g Ticarcillin (Dinatriumsalz) und 0,003 g Heparin in 10 ml steriler Kochsalzlösung. 0,03 ml der Lösung durchspült wird through der Katheter täglich. Die Antibiotika-Lösung verabreicht wird, um Blutgerinnseln und Infektionen aus Entwicklungsländern zu verhindern. </li><li> Amikicin (Antibiotikum) zur subkutanen Injektion - Eine einzelne subkutane Injektion wird nach der Operation in einer Dosis von 10 mg / kg, um postoperative Infektionen zu verhindern gegeben. </li><li> Ketoprofen (Analgetikum) zur subkutanen Injektion - Eine einzelne subkutane Injektion wird nach der Operation in einer Dosis von 5 mg / kg jede post-operativer Schmerzen Verwaltung gegeben. </li></ol></li></ol> 4. Katheter Implantation Chirurgie Erforderliche Geräte und Reagenzien: Isofluran, sterile Kochsalzlösung, Alkohol (70%), 1 und 3 cc Spritze mit steriler Kochsalzlösung, 1-cc angepasst Spritzen, Antibiotika und Analgetika Lösungen in Abschnitt 3, Maus Katheter (CamCaths, Cambridgeshire, UK vorbereitet gefüllt ), Katheter Abdeckungen (Kristall Kappen von HRS Scientific, Montreal, Quebec), Auge Schmiermittel, 4 cm Kunststoff-bar zu Vene erhöhen (dieskann aus einem Kunststoff Q-tip), Polysporin, sterile Tupfer und Gaze, geraden und gebogenen Pinzette, Arterienklemmen, feinen Schere gebaut werden. <img src="/files/ftp_upload/3739/3739step1.jpg" alt="Schritt 1" fo:content-width="3in" fo:src="/files/ftp_upload/3739/3739step1highres.jpg"/><ol><li> Mit aseptischer Standardtechniken die chirurgische Bank, die chirurgischen Instrumente und die Katheter werden vor der Operation sterilisiert. Ordnungsgemäße Sterilisation Techniken umfassen Dampfautoklaven für die chirurgischen Instrumente und Katheter aus CamCaths gekauft. Glasperle Sterilisation kann auch an den Spitzen der chirurgische Instrumente verwendet werden. Sterilisation mit Ethylenoxid auf zarter Kathetern oder Materialien, die Gefahr Schmelzen eingesetzt werden. Eine detailliertere Beschreibung von Nagetier chirurgischen aseptischen Techniken sind in dem beigefügten Artikeln 1,2 gefunden werden. Einrichten der Bank, wird Instrumente und Nasenkonus für Wartung Narkose auf dem Foto dargestellt. </li><li> Mäuse sind narkotisiert mit Isofluran-Gas und gewartet werden unter Narkose mit einem Atemschlauch unter einem Spülsystem. Augensalbe (Tränen Naturale PM) ist mit beiden Augen aufgetragen, um sie vor Austrocknung während des Verfahrens zu vermeiden. Eine entsprechende chirurgische Marge ist auf den Rücken des Tieres und um den Hals rasiert. Bevor irgendwelche Einschnitte gemacht werden, werden die chirurgischen Bereiche beschränkt mit sterilen Tüchern. </li><li> Um den Katheter zum Einführen in den rechten Vorhof des Herzens herzustellen, wird das überschüssige Katheterschlauch aus 1,2 cm von der Birne des Katheters geschnitten. Dies ist die optimale Länge für erwachsene CD-1 Mäuse, etwa 8 Wochen alt, 20-25 Gramm Körpergewicht etabliert. Die Länge des Katheterschlauchs kann eventuell geringfügig angepasst werden (durch Probieren), bezogen auf den Stamm, der Größe und dem Alter der Mäuse. Vor dem Einführen wird die Spritze mit steriler Kochsalzlösung (Abschnitt 3.2) an den Katheter Kanüle befestigt ist, und der Katheter wird gespült und auf Dichtheit zu überprüfen. HaltenDiese Spritze an den Katheter während des chirurgischen Verfahrens befestigt. Es wird verwendet, um den Katheter spülen, und zurück Blut im Schritt 4,7 werden. </li><li> Nach der Sterilisation mit 70% Alkohol, wird eine 2 cm lange Inzision midscapular hergestellt ab der Mitte auf der Rückseite und endet knapp unterhalb des Halses, um die Basis des Katheters aufzunehmen. Bindegewebe sollte neben mit einer Pinzette gezwungen werden, um Platz für den Katheter Basis unter der Haut zu machen. </li><li> Platzieren das Tier auf dem Rücken, einen zweiten flachen 1 - 2 cm Diagonale Schnitt wird aus dem rechten Schlüsselbein gehen nach oben, um den Tieren Kiefers gemacht, nachdem das Gebiet mit 70% Alkohol abgetupft. Die Vena jugularis wird oberflächlich unter der Haut des Halses gefunden werden. In Vorbereitung für das Einführen des Katheters wird Schläuchen von der Basis des Katheters durch den Einschnitt an der Rückseite gezogen und brachte nahe der Jugularvene, indem der Schlauch unter der Haut nur über die rechte Schulter. Das Ende des Katheterschlauchs istdann zu einer Arterienklemme angebracht und platziert an der Seite des Tieres zu halten es fest. </li><li> Die rechte Jugularvene wird durch leichtes wegbewegt oberflächlichen Binde-und Fettgewebe aus dem Einschnitt um den Hals des Tieres befindet. Bindegewebe um die Vene wird neben den gebogenen Pinzette gebrochen und die Vene wird dann erhöht mit einer sterilen Kunststoff-bar. Lockeren, offenen Naht Knoten sind um jedes Ende der Vene vorgenommen und der Katheter-Schlauch wird über die obere Knoten eingefädelt und über das geschlungen Nahtfaden zu ruhen über die rechte Schulter ausgespannt. </li><li> Vor dem Einsetzen sowohl der nassen 20 Gauge Einführnadel und Vene mit einer sterilen Kochsalzlösung, um die Reibung zu reduzieren. Die Nadel wird parallel zu der Vene gehalten und vorsichtig in der Nähe der Unterseite des erhöhten Vene (Anmerkung: etwa 0,5 cm von der Nadelspitze braucht, um die Vene eintreten) eingesetzt ist. Mit einer Pinzette, schieben Katheterschlauch entlang der Schaft der Nadel in die Vene. Widerstand würde anzeigen, dass der Schlauch is innerhalb Bindegewebe und nicht innerhalb der Vene. Schieben 0,03 cc Kochsalzlösung durch die Vene um sicherzustellen, dass keine Lecks vorhanden sind. Leaks würde bedeuten, dass die Vene durchstochen werden oder dass der Katheterschlauch Platzierung muss justiert werden. Hinweis: Um zu überprüfen, ob der Schlauch in der Vene, versuchen Sie, ziehen Sie etwas Blut mit Hilfe des beiliegenden Kochsalzlösung Spritze. Wenn das Blut nicht sofort gezogen werden, so kann die Vene oder Herzwand werden Verschließen der Katheterspitze oder die Vene wurde nicht durchbrochen; stellen Sie die Schläuche und versuchen Sie es erneut. Needle Wiedereingliederung kann es notwendig sein, wenn Blut kann immer noch nicht aufgestellt werden. </li><li> Um den Katheter zu fixieren, drücken Sie den Katheter Glühlampe zum Einfügepunkt und entfernen Sie die Nadel. Binden Sie die unten Knoten und ziehen Sie dann den Katheter bündig an der Bar, bevor binden den zweiten Knoten direkt über der Lampe. Wiederholen Sie den Test, um zu sehen, ob Blut aufgestellt werden kann und lösen Sie die Knoten leicht, wenn nötig. Tuck die Katheterschlauchs unter der Haut und Nahtmaterialdas ventrale Schnitt um den Hals des Tieres. Anwenden Polysporin Heilen Schnelle mit einem sterilen Wattestäbchen oder andere antibiotische Salbe vorzugsweise etwas Analgetikums in die geschlossene Einschnitt. </li><li> Mit dem Tier auf seinen Bauch, den Katheter zu platzieren Basis unter der Haut des Rückens in den vorbereiteten Einschnitt. Stellen Sie sicher, dass das überschüssige Schlauch minimal geschlungen ist und gut unter dem Katheter Standfuß versteckt, um die Chancen des Tieres Kauen und Durchstechen zu minimieren. Vernähen den Einschnitt auf beiden Seiten des Katheters Base und gelten Polysporin Korrigieren Schnelle mit einem sterilen Wattestäbchen. </li><li> Spülen Sie den Katheter mit 0,03 cc des heparinisierten Ticarcillin Lösung mit der Spritze mit dem Schlauch versehen sein (siehe Abschnitt 3.2). Verschließen Sie die Kanüle mit dem Kunststoffkanüle Schutzkappe und Schraube auf dem weißen Katheter Abdeckung. In einigen Mäusen, die frisch aus Chirurgie sind, kann Blut austreten des Katheters vor der Kanüle begrenzt. Es ist wichtig, um wieder bündig das Tier und rapidly ersetzen die Kanüle ab, bevor Blut hat die Chance heraus zu fließen. Die Tiere müssen auf einer täglichen Basis, um Katheter Durchgängigkeit aufrechtzuerhalten gespült werden. </li><li> Nach Abwischen des Injektionsbereich zwischen den Tieren Hinterbeine mit 70% Ethanol, subkutan zu injizieren die analgetische Ketoprofen in einer Dosis von 5 mg / kg auf einer Seite, und das Antibiotikum amikicin bei einer Dosis von 10 mg / kg an der anderen Seite. </li><li> Nach der Narkose abgesetzt wird, werden die Tiere erlaubt, in einem sauberen Käfig mit einfachem Zugang zu Nahrung und Wasser für 5 bis 7 Tage erholen. Mäuse sollten in einem Wärmeschrank über Nacht zu postoperativen Hypothermie zu verhindern platziert werden. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/3739/3739step2.jpg" alt="Schritt 2" fo:content-width="4.75in" fo:src="/files/ftp_upload/3739/3739step2highres.jpg"/> 5. Behavioural testing - Intravenöse Selbstverwaltung <ol><li> Vor Verhaltenstests Katheter werden mit 0,9% sterile Kochsalzlösung gespült. Mäuse werden dann platzierend in den Kammern Operant ist und mit den Infusionsleitungen und Infusionspumpen. Aktive Hebelpressen führen in einem 3,2 sec 18 ul Arzneimittelinfusion mit der Beleuchtung eines Reizes Licht gekoppelt. Jeder Hebel Presse wird durch einen 8 sec. Auszeit Zeitraum, in dem der Reiz Licht bleibt gefolgt. </li><li> Nach der operante Sitzung werden die Mäuse Katheter mit dem heparinisierten Ticarcillin Lösung, bevor sie an ihrem eigenen Käfig wieder gespült. </li><li> Mäuse werden läßt 3 aufeinanderfolgenden 2-hr-Sitzungen für jede Dosierung selbst verabreichen. Die Dosen wurden in einer zufälligen Reihenfolge für jede Maus dargestellt, wie im folgenden Abschnitt gezeigt. </li><li> Katheter Durchgängigkeit wird täglich, indem sichergestellt wird, dass sowohl die Kochsalzlösung und Antibiotika-Lösung durch den Katheter gespült werden beurteilt. Darüber hinaus kann ein Ketamin / Midazolam Test durchgeführt wie in der beigefügten Referenz 5 beschrieben. Kurz gesagt, Anzeichen von Anästhesie wie Unbeweglichkeit innerhalb von 5 sec eines Aufgusses von 0,02-0,03 ml Ketamin (15 mg / ml),oder Midazolam (0,75 mg / ml) Midazolam ist ein Beweis für ein Patent Katheter 5. </li></ol>

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Keine Interessenskonflikte erklärt.

Tiermodelle von Drogenmissbrauch sind besonders nützlich für das Verständnis der genetischen Grundlagen der Drogenkriminalität Verhaltensweisen. Zum Beispiel, zeigen Mäuse mit unterschiedlichen genetischen Profile vererbbare Unterschiede in ihrer Empfindlichkeit gegenüber Kokain 6-8 und dazu beitragen, potenzielle Gen-Kandidaten vermitteln die phänotypische Variabilität beobachtet 9. Die intravenöse Katheter in diesem Papier beschrieben haben mit großem Erfolg verwendet worden, um Drogen IVSA in verschiedenen Stämmen von Mäusen sowie Mäuse von verschiedenen genetischen Hintergründen 10 zu untersuchen. Die Verfahren in diesem Video gezeigt markieren wichtige Faktoren zu konzentrieren, während und nach der Katheterisierung der Operation, um einen zuverlässigen intravenöse Selbstverwaltung zu erhalten. Erstens ist die Platzierung des Katheterschlauchs innerhalb des rechten Atriums vital, um Katheter Ausfall von Blutgerinnseln zu verhindern. Während der Operation ist es wichtig sicherzustellen, dass der KatheterEnde ungehindert und weder durch das Herz oder Vene Gewebe okkludiert. Zweitens wird täglich Katheters Spülung vor und nach operante Sitzungen erforderlich, um Verstopfungen zu vermeiden. Schließlich muss die Katheterkanüle ständig mit sowohl der Kanüle Kappen und Kristall abdeckt, wenn die Tiere in ihre Käfige sind abgedeckt, um den Eintritt von Schmutz zu verhindern. Minor Blockade des Katheters Kanüle verdrängt mit einem feinen 26-Gauge-Nadel jedoch täglichen Spülen mit der Heparin Antibiotika-Lösung erforderlich ist, insbesondere an den Tagen, wenn die Tiere nicht für IVSA getestet werden. Um das Überleben der Tiere Chirurgie, eine gute Kenntnis der aseptischen Techniken durchzuführen, ist Analgesie und Anästhesie erforderlich. Während dieses Video ersetzt nicht ordnungsgemäße chirurgische Ausbildung, kann es als Leitfaden für Forscher, die die Techniken, die für dieses Paradigma zu erwerben verwendet werden.

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare (optional) </td></tr><tr><td> Ticarcillin Disodium Salt </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> T5639-1G </td><td> 1 Gramm Flasche </td></tr><tr><td> Tears Naturale PM (Eye Schmiermittel) </td><td> Alcon </td><td> N / A </td><td> 3,5 Gramm Rohr Dieses Auge Schmiermittel kann in den meisten Apotheken zu finden. Jede ophthalmischen Schmiermittels Auges eingesetzt werden kann. </td></tr><tr><td> Kokain </td><td> Medisca Pharmaceutique </td><td> 0723-06 </td><td> 1 Gramm Flasche </td></tr><tr><td> Ketamin </td><td> Medisca Pharmaceutique </td><td> 1754-04 </td><td> 25 Gramm Flasche </td></tr><tr><td> Midazolam </td><td> Medisca Pharmaceutique </td><td> 2519-06 </td><td> 1 Gramm Flasche </td></tr><tr><td> Heparin Natriumsalz </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> H4784-250MG </td><td> 250 Gramm Flasche </td></tr><tr><td> Ketoprofen </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> K1751-1G </td><td> 1 Gramm Flasche </td></tr><tr><td> Amikicin Sulfat-Salz </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> A2324-5G </td><td> 5 Gramm Flasche </td></tr><tr><td> Saccharose ACS Reagenz </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> S5016-500G </td><td> 500 Gramm Flasche </td></tr><tr><td> Standard Maus Katheter mit weichem Mesh </td><td> CamCaths </td><td> MIVSA/20/26/BC-1S </td><td> Tubing Spezifikationen: 26SWG; 0,451; 0,254 </td></tr><tr><td> Kristall Cap Applikator </td><td> HRS Scientific </td><td> 313CAC </td><td> Dies ist der weiße Katheterkappe. </td></tr><tr><td> Tygon Micro Bore Tubing </td><td> Thomas Scientific </td><td> 9561S41 </td><td> Tubing Spezifikationen (Bohrung x od x Wanddicke in mm): 0,01 x 0,03 x 0,01 </td></tr>
 </tbody>
</table>

methods for intravenous self administration in a mouse model

Tiermodelle entwickelt worden, um die verstärkende Wirkung von Drogen, einschließlich der intravenösen Selbstverwaltung (IVSA) Paradigma zu studieren. Die Vorteile der Verwendung eines Paradigma IVSA die verstärkenden Eigenschaften von Drogen wie Kokain untersuchen umfassen die Tatsache, dass das Medikament statt Experimentator-verabreicht, den Zeitplan Armierung verändert werden selbst verabreicht wird, und eine genaue Messung der Mengen von Droge sowie der Zeitpunkt und Muster von IV Injektionen erhalten werden verbraucht. Darüber hinaus vermeidet die intravenöse Verabreichungsweg potenziellen confounds im Zusammenhang mit ersten Pass-Metabolismus oder Geschmack, und produziert einen schnellen Anstieg in Blut und Gehirn Wirkstoffspiegel. Wie in diesem Video erläutert, können intravenöse Selbstverwaltung ohne vorherige Lebensmitteln Einschränkung oder vor Drogen Ausbildung nach sorgfältiger Katheterplatzierung während der Operation und akribische täglichen Katheter Spülen und Wartung erzielt werden. Experimentelle Verfahren in diesem skizziertenPapier enthält eine Beschreibung der Tierhaltung und Akklimatisierung Methoden, operante Training mit gezuckerter Milch Lösungen und Katheterimplantation Chirurgie.

<img src="/files/ftp_upload/3739/3739fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1. Das Muster der Reaktion zur intravenösen Drogen Selbstverwaltung wird durch Drogenkonsum, Dosierungsbereich und Mausstamm eingesetzt variieren. Die Abbildung dargestellt zeigt Kokain Selbstverwaltung Daten nach erfolgreicher Katheterisierung Operationen unter Verwendung des Verfahrens in der Video beschrieben. Die Abbildung zeigt den Mittelwert (± SEM) Kokain Infusionen verdient und Mittelwert (± SEM) Kokain-Konsum (mg / kg Körpergewicht) über einen Bereich von 4 Kokain Dosen in einer zufälligen Reihenfolge auf einem FR1 Zeitplan der Bewehrung vorgestellt. Abszisse: Dosis von selbst verwalteten Droge pro Infusion. Linke Ordinate: Anzahl der Infusionen verdient während der 2-Stunden-operante Sitzung. Rechte Ordinate: total Kokain Einnahme in mg / kg während der 2-Stunden-Test-Session. Alle 13 Kathetern blieb Patent für die Dauer der Studie (4 Wochen). A one-way ANOVA der Dosis ergab, dass mice wurden Verabreichen Kokain in einer dosisabhängigen Weise [F (1,12) = 42,8, p &lt;0,05]. Es gibt eine Zunahme in Kokain-Konsum über die Dosis-Wirkungs-Kurve [F (3,36) = 29.6, p &lt;0,05] trotz eines Rückgangs im Hebel drücken bei den höheren Dosen. Jeder Datenpunkt stellt den Mittelwert von 3 Testfahrten an jedem Kokain Dosis (± SEM) in CD-1-Mäusen (n = 13 / Dosis, Männer und Frauen zusammen) gesammelt. Vergleiche der aktiven (drug-verstärkt) vs inaktiven Hebel reagiert über die Dosis-Wirkungs-Kurve wurden mit Zwei-Wege-ANOVA, um sicherzustellen, dass die Mäuse waren Unterscheidung zwischen den beiden Hebeln. Für die CD1-Mäusen zeigte die Analyse eine Präferenz für den aktiven Hebels [F (1,12) = 10,255, p &lt;0,05] über die gesamte Dosis-Wirkungs-Kurve (Daten hier nicht gezeigt).

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Methods for Intravenous Self Administration in a Mouse Model

Die intravenöse Selbstverwaltung (IVSA) Paradigma gilt als der Goldstandard bei der Prüfung der verstärkenden Eigenschaften von Drogen bei Nagern sein. Dieses Manuskript beschreibt die experimentellen Verfahren und chirurgische Techniken notwendig, um verlässliche IVSA Daten zu erhalten. Insbesondere werden akribische Katheterimplantation und Wartung hervorgehoben.

Methoden zur intravenösen Selbstverwaltung in einem Maus-Modell

Animal models have been developed to study the reinforcing effects of drugs, including the intravenous self-administration (IVSA) paradigm. The advantages ...

methods-for-intravenous-self-administration-in-a-mouse-model

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Assessment of Ultrasonic Vocalizations During Drug Self-administration in Rats

Drug self-administration procedures are commonly used to study behavioral and neurochemical changes associated with human drug abuse, addiction and relapse. Various types of behavioral activity are commonly utilized as measures of drug motivation in animals. However, a crucial component of drug abuse relapse in abstinent cocaine users is "drug craving", which is difficult to model in animals, as it often occurs in the absence of overt behaviors. Yet, it is possible that a class of ultrasonic vocalizations (USVs) in rats may be a useful marker for affective responses to drug administration, drug anticipation and even drug craving. Rats vocalize in ultrasonic frequencies that serve as a communicatory function and express subjective emotional states. Several studies have shown that different call frequency ranges are associated with negative and positive emotional states. For instance, high frequency calls ("50-kHz") are associated with positive affect, whereas low frequency calls ("22-kHz") represent a negative emotional state. This article describes a procedure to assess rat USVs associated with daily cocaine self-administration. For this procedure, we utilized standard single-lever operant chambers housed within sound-attenuating boxes for cocaine self-administration sessions and utilized ultrasonic microphones, multi-channel recording hardware and specialized software programs to detect and analyze USVs. USVs measurements reflect emotionality of rats before, during and after drug availability and can be correlated with commonly assessed drug self-administration behavioral data such lever responses, inter-response intervals and locomotor activity. Since USVs can be assessed during intervals prior to drug availability (e.g., anticipatory USVs) and during drug extinction trials, changes in affect associated with drug anticipation and drug abstinence can also be determined. In addition, determining USV changes over the course of short- and long-term drug exposure can provide a more detailed interpretation of drug exposure effects on affective functioning.

Drug self-administration and ultrasonic vocalizations (USV) are used as behavioral assessments in animal research, but rarely in combination. The purpose of this article is to describe the advantages of recording USVs during drug self-administration procedures to assess affective responses to drug experience.

Beurteilung der Ultraschall-Vocalizations Während Drug Selbstverwaltung in Ratten

Drug self-administration procedures are commonly used to study behavioral and neurochemical changes associated with human drug abuse, addiction and ...

Forschung

Neurowissenschaften

Multiple-mouse Neuroanatomical Magnetic Resonance Imaging

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and evaluating mouse models of human disease. MRI is an excellent modality for investigating genetically altered animals. It is capable of whole brain coverage, can be used in vivo, and provides multiple contrast mechanisms for investigating different aspects of neuranatomy and physiology. The advent of high-field scanners along with the ability to scan multiple mice simultaneously allows for rapid phenotyping of novel mutations.
Effective mouse MRI studies require attention to many aspects of experiment design. In this article, we will describe general methods to acquire quality images for mouse phenotyping using a system that images mice concurrently in shielded transmit/receive radio frequency (RF) coils in a common magnet (Bock et al., 2003). We focus particularly on anatomical phenotyping, an important and accessible application that has shown a high potential for impact in many mouse models at our imaging centre. Before we can provide the detailed steps to acquire such images, there are important practical considerations for both in vivo brain imaging (Dazai et al., 2004) and ex vivo brain imaging (Spring et al., 2007) that should be noted. These are discussed below.

Magnetic resonance imaging (MRI) has become an increasingly popular tool for examining the phenotype of genetically altered mice. This article illustrates the methods necessary to achieve high-throughput phenotyping of genetically altered mice using multiple-mouse MRI.

Multiple-Maus Neuroanatomische Magnetic Resonance Imaging

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and ...

Microdialysis of Ethanol During Operant Ethanol Self-administration and Ethanol Determination by Gas Chromatography

Operant self-administration methods are commonly used to study the behavioral and pharmacological effects of many drugs of abuse, including ethanol. However, ethanol is typically self-administered orally, rather than intravenously like many other drugs of abuse. The pharmacokinetics of orally administered drugs are more complex than intravenously administered drugs. Because understanding the relationship between the pharmacological and behavioral effects of ethanol requires knowledge of the time course of ethanol reaching the brain during and after drinking, we use in vivo microdialysis and gas chromatography with flame ionization detection to monitor brain dialysate ethanol concentrations over time. 
Combined microdialysis-behavioral experiments involve the use of several techniques. In this article, stereotaxic surgery, behavioral training and microdialysis, which can be adapted to test a multitude of self-administration and neurochemical centered hypotheses, are included only to illustrate how they relate to the subsequent phases of sample collection and dialysate ethanol analysis. Dialysate ethanol concentration analysis via gas chromatography with flame-ionization detection, which is specific to ethanol studies, is described in detail. Data produced by these methods reveal the pattern of ethanol reaching the brain during the self-administration procedure, and when paired with neurochemical analysis of the same dialysate samples, allows conclusions to be made regarding the pharmacological and behavioral effects of ethanol.

A method to determine the time course of ethanol concentration in the brains of rats during operant ethanol self-administration is described. Gas chromatography with flame ionization detection is used to quantify ethanol in the dialysate samples, because it has the sensitivity required for the small volumes that are generated.

Microdialysis Ethanol während operante Ethanol Selbstverwaltung und Ethanol Bestimmung durch Gaschromatographie

Operant self-administration methods are commonly used to study the behavioral and pharmacological effects of many drugs of abuse, including ethanol.  ...

Methods for Studying the Mechanisms of Action of Antipsychotic Drugs in Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is a simple genetic organism amenable to large-scale forward and reverse genetic screens and chemical genetic screens. The C. elegans genome includes potential antipsychotic drug (APD) targets conserved in humans, including genes encoding proteins required for neurotransmitter synthesis and for synaptic structure and function. APD exposure produces developmental delay and/or lethality in nematodes in a concentration-dependent manner. These phenotypes are caused, in part, by APD-induced inhibition of pharyngeal pumping1,2. Thus, the developmental phenotype has a neuromuscular basis, making it useful for pharmacogenetic studies of neuroleptics. Here we demonstrate detailed procedures for testing APD effects on nematode development and pharyngeal pumping. For the developmental assay, synchronized embryos are placed on nematode growth medium (NGM) plates containing APDs, and the stages of developing animals are then scored daily. For the pharyngeal pumping rate assay, staged young adult animals are tested on NGM plates containing APDs. The number of pharyngeal pumps per unit time is recorded, and the pumping rate is calculated. These assays can be used for studying many other types of small molecules or even large molecules.

Methods for Studying the Mechanisms of Action of Antipsychotic Drugs in Caenorhabditis elegans

Approaches for testing the effects of antipsychotic drugs (APDs) in Caenorhabditis elegans are demonstrated. Assays are described for testing drug effects on development and viability and on pharyngeal pumping rate. These methods are also applicable for pharmacogenetic experiments with drug classes other than APDs.

Methoden zur Untersuchung der Wirkmechanismen von Psychopharmaka in<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Caenorhabditis elegans is a simple genetic organism amenable to  large-scale forward and reverse genetic screens and chemical genetic screens. The C.  ...

The Corneal Micropocket Assay: A Model of Angiogenesis in the Mouse Eye

The mouse corneal micropocket assay is a robust and quantitative in vivo assay for evaluating angiogenesis. By using standardized slow-release pellets containing specific growth factors that trigger blood vessel growth throughout the naturally avascular cornea, angiogenesis can be measured and quantified. In this assay the angiogenic response is generated over the course of several days, depending on the type and dose of growth factor used. The induction of neovascularization is commonly triggered by either basic fibroblast growth factor (bFGF) or vascular endothelial growth factor (VEGF). By combining these growth factors with sucralfate and hydron (poly-HEMA (poly(2-hydroxyethyl methacrylate))) and casting the mixture into pellets, they can be surgically implanted in the mouse eye. These uniform pellets slowly-release the growth factors over five or six days (bFGF or VEGF respectively) enabling sufficient angiogenic response required for vessel area quantification using a slit lamp. This assay can be used for different applications, including the evaluation of angiogenic modulator drugs or treatments as well as comparison between different genetic backgrounds affecting angiogenesis. A skilled investigator after practicing this assay can implant a pellet in less than 5 min per eye.

The protocol describes the corneal micropocket assay as developed in mice.

Die Hornhaut-Mikrotest: Ein Modell der Angiogenese bei der Maus Augen

The mouse corneal micropocket assay is a robust and quantitative in vivo assay for evaluating angiogenesis. By using standardized slow-release pellets ...

Immunohistochemical and Calcium Imaging Methods in Wholemount Rat Retina

In this paper we describe the tools, reagents, and the practical steps that are needed for: 1) successful preparation of wholemount retinas for immunohistochemistry and, 2) calcium imaging for the study of voltage gated calcium channel (VGCC) mediated calcium signaling in retinal ganglion cells. The calcium imaging method we describe circumvents issues concerning non-specific loading of displaced amacrine cells in the ganglion cell layer.

Immunohistochemistry protocols are used to study the localization of a specific protein in the retina. Calcium imaging techniques are employed to study calcium dynamics in retinal ganglion cells and their axons.

Immunhistochemischen und Calcium Imaging Methoden in der Wholemount Rat Retina

In this paper we describe the tools, reagents, and the practical steps that are needed for: 1) successful preparation of wholemount retinas for ...

Methods for Cell-attached Capacitance Measurements in Mouse Adrenal Chromaffin Cell

Neuronal transmission is an integral part of cellular communication within the brain. Depolarization of the presynaptic membrane leads to vesicle fusion known as exocytosis that mediates synaptic transmission. Subsequent retrieval of synaptic vesicles is necessary to generate new neurotransmitter-filled vesicles in a process identified as endocytosis. During exocytosis, fusing vesicle membranes will result in an increase in surface area and subsequent endocytosis results in a decrease in the surface area. Here, our lab demonstrates a basic introduction to cell-attached capacitance recordings of single endocytic events in the mouse adrenal chromaffin cell. This type of electrical recording is useful for high-resolution recordings of exocytosis and endocytosis at the single vesicle level. While this technique can detect both vesicle exocytosis and endocytosis, the focus of our lab is vesicle endocytosis. Moreover, this technique allows us to analyze the kinetics of single endocytic events. Here the methods for mouse adrenal gland tissue dissection, chromaffin cell culture, basic cell-attached techniques, and subsequent examples of individual traces measuring singular endocytic event are described.

After exocytosis, fused plasma membrane is retrieved through a process known as endocytosis. This mechanism reforms new synaptic vesicles for the next round of release. Individual endocytic events are captured and analyzed through the use of the cell-attached capacitance recordings in mouse adrenal chromaffin cells.

Methoden für die Cell-Attached-Kapazitätsmessungen in Maus-chromaffinen Nebennierenzell

Neuronal transmission is an integral part of cellular communication within the brain. Depolarization of the presynaptic membrane leads to vesicle fusion ...

Neurobehavioral Assessments in a Mouse Model of Neonatal Hypoxic-ischemic Brain Injury

We performed unilateral carotid artery occlusion on CD-1 mice to create a neonatal hypoxic-ischemic (HI) model and investigated the effects of neonatal HI brain injury by studying neurobehavioral functions in these mice compared to non-operated (i.e., normal) mice. During the study, Rice-Vannucci&#39;s method was used to induce neonatal HI brain damage in postnatal day 7-10 (P7-10) mice. The HI operation was performed on the pups by unilateral carotid artery ligation and exposure to hypoxia (8% O2 and 92% N2 for 90 min). One week after the operation, the damaged brains were evaluated with the naked eye through the semi-transparent skull and were categorized into subgroups based on the absence (&#34;no cortical injury&#34; group) or presence (&#34;cortical injury&#34; group) of cortical injury, such as a lesion in the right hemisphere. On week 6, the following neurobehavioral tests were performed to evaluate the cognitive and motor functions: passive avoidance task (PAT), ladder walking test, and grip strength test. These behavioral tests are helpful in determining the effects of neonatal HI brain injury and are used in other mouse models of neurodegenerative diseases. In this study, neonatal HI brain injury mice showed motor deficits that corresponded to right hemisphere damage. The behavioral test results are relevant to the deficits observed in human neonatal HI patients, such as cerebral palsy or neonatal stroke patients. In this study, a mouse model of neonatal HI brain injury was established and showed different degrees of motor deficits and cognitive impairment compared to non-operated mice. This work provides basic information on the HI mouse model. MRI images demonstrate the different phenotypes, separated according to the severity of brain damage by motor and cognitive tests.

We performed unilateral carotid artery occlusion on postnatal day 7-10 CD-1 mouse pups to create a neonatal hypoxic-ischemic (HI) model and investigated the effects of HI brain injury. We studied neurobehavioral functions in these mice compared to non-operated normal mice.

Neurobehavioral Bewertungen in einem Mausmodell der Neugeborenen hypoxisch-ischämische Hirnschädigung

We performed unilateral carotid artery occlusion on CD-1 mice to create a neonatal hypoxic-ischemic (HI) model and investigated the effects of neonatal HI ...

Methods and Tips for Intravenous Administration of Adeno-associated Virus to Rats and Evaluation of Central Nervous System Transduction

Adeno-associated virus (AAV) vectors are a key reagent in the neurosciences for clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR), optogenetics, cre-lox targeting, etc. The purpose of this manuscript is to aid the investigator attempting expansive central nervous system (CNS) gene transfer in the rat via tail vein injection of AAV. Wide-scale expression is relevant for conditions with widespread pathology, and a rat model is significant due to its greater size and physiologic similarities to humans compared to mice. In this example application, a wide-scale neuronal transduction is used to mimic a neurodegenerative disease that affects the entire spinal cord, amyotrophic lateral sclerosis (ALS). The efficient wide-scale CNS transduction can also be used to deliver therapeutic protein factors in pre-clinical studies. After a post-injection expression interval of several weeks, the effects of the transduction are evaluated. For a green fluorescent protein (GFP) control vector, the amount of GFP in the cerebellum is estimated quickly and reliably by a basic imaging program. For motor disease phenotypes that are induced by the ALS related protein transactive response DNA-binding protein of 43 kDa (TDP-43), the deficits are scored by escape reflex and rotarod. Beyond disease modeling and gene therapy, there are diverse potential applications for the wide-scale gene targeting described here. The expanded use of this method will aid in expediting hypothesis testing in the neurosciences and neurogenetics.

Methods for a wide-scale central nervous system gene delivery in the rat are covered. In this example, the purpose is to mimic a disease that affects the entire spinal cord. The widespread transduction can be used to deliver a therapeutic protein to the CNS from a one-time, peripheral administration.

Methoden und Tipps für die intravenöse Gabe von Adeno-assoziierten Virus an Ratten und Bewertung des zentralen Nervensystems Transduktion

Adeno-associated virus (AAV) vectors are a key reagent in the neurosciences for clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR), ...

Assessment of Blood-brain Barrier Permeability by Intravenous Infusion of FITC-labeled Albumin in a Mouse Model of Neurodegenerative Disease

Disruption of blood-brain barrier (BBB) integrity is a common feature for different neurological and neurodegenerative diseases. Although the interplay between perturbed BBB homeostasis and the pathogenesis of brain disorders needs further investigation, the development and validation of a reliable procedure to accurately detect BBB alterations may be crucial and represent a useful tool for potentially predicting disease progression and developing targeted therapeutic strategies.
Here, we present an easy and efficient procedure for evaluating BBB leakage in a neurodegenerative condition like that occurring in a preclinical mouse model of Huntington disease, in which defects in the permeability of BBB are clearly detectable precociously in the disease. Specifically, the high molecular weight fluorescein isothiocyanate labelled (FITC)-albumin, which is able to cross the BBB only when the latter is impaired, is acutely infused into a mouse jugular vein and its distribution in the vascular or parenchymal districts is then determined by fluorescence microscopy.
Accumulation of green fluorescent-albumin in the brain parenchyma functions as an index of aberrant BBB permeability and, when quantitated by using Image J processing software, is reported as Green Fluorescence Intensity.

In this study, we present an easy and efficient procedure for evaluating the disruption of the blood-brain barrier under neurodegenerative conditions. To achieve our objective, we infused high molecular weight fluorescein isothiocyanate labelled (FITC)-albumin into mouse jugular vein and evaluated its leakage into the brain parenchyma by fluorescence microscopy.

Beurteilung der Durchlässigkeit der Blut - Hirn-Schranke durch intravenöse Infusion von FITC-markierte Albumin in einem Mausmodell der Neurodegenerative Erkrankung

Disruption of blood-brain barrier (BBB) integrity is a common feature for different neurological and neurodegenerative diseases. Although the interplay ...