Name: using microfluidics chips for live imaging and study of injury responses in drosophila larvae
Uploaded: 2014-02-07T14:00:00
Duration: 11 min 46 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae at JoVE.com

وأيد هذا العمل من قبل مؤسسة العلوم الوطنية، (منحة رقم 0842701 لIOS-CAC)، والمعهد الوطني للصحة (R00MH080599 لBY، R21 NS062313 إلى NC، وNS069844 إلى CAC). نود أن نعترف جيمس شوت، إميلي هان، ويني ترونج للدعم التقني، ومركز الأسهم بلومنجتون لخطوط الطيران. ملفقة جميع رقائق في مرفق Nanofabrication لوري في جامعة ميشيغان.

1. جعل رقاقة PDMS لجعل شريحة PDMS من العفن SU-8، اتبع الخطوات 1،1-1،7. إذا كان هو رقاقة على يد، لكنه يحتاج إلى تجميعها لاستخدامها، انتقل إلى الخطوة 1.8. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خلط 45 غراما من قاعدة PDMS و 4.5 غرام من وكيل علاج (نسبة 10:1) من مجموعة PDMS في وعاء صغير من البلاستيك يمكن التخلص منها ومزجها جيدا باستخدام ضجة عصا من البلاستيك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الحاوية في وعاء فراغ (مثل مجفف) لمدة 10 دقيقة لإزالة أي فقاعات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع العفن SU-8 في الجزء السفلي من 150 ملم في القطر طبق من البلاستيك وتصب ببطء الخليط PDMS على القالب. والحرص على عدم توليد فقاعات في حين صب PDMS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> علاج PDMS في فرن (أو الحاضنة) في 650 درجة مئوية لمدة 4 ساعات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة العفن PDMS/SU-8 الشفاء من الفرن واتركها تبرد لبضع دقائق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام شفرة حلاقة، وقطع PDMS شفي على طول حافة القالب SU-8 وسلخه من SU-8 العفن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقسيم بلاطة PDMSفي PDMS الفردية رقائق باستخدام شفرة حلاقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام إبرة 21 G الاستغناء، كزة حفرة في ميناء فراغ (مبين في الشكل 1A) من رقاقة PDMS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اتخاذ الاستغناء إبرة 23 G وتحريف طرف الإبرة من قاعدتها عدة مرات لكسر إبرة تلميح الخروج من مركز القفل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج إبرة غيض 23 G إلى قطعة صغيرة من أنابيب البولي ايثيلين بحيث يغطي على الأقل أنابيب المليمتر من الإبرة. ثم استخدام شفرة حلاقة لقطع الأنابيب الزائدة بعيدا عن إبرة. وهذا يخلق حلقة بلاستيكية حول واحدة من نهاية الإبرة، الأمر الذي سيخلق ختم عند إدراجها في منفذ كمية فراغ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للاستخدام مع مجهر مقلوب (الأرقام 1B و 2A-B): إدراج إبرة غيض 23 G في حفرة من ميناء فراغ. للاستخدام مع المجهر تستقيم (أرقام 1C و2C-D): كزة حفرة الثاني على جانب رقاقة PDMS مع الدهانات 21 Gnsing إبرة؛ وهذا الثقب توفير الوصول إلى الفتحة الأولى من الجانب. ثم أدخل إبرة غيض 23 G مع عصابة أنابيب في حفرة جانبية. ضع قطعة من الشريط على الوجهين عبر الجزء العلوي من الشريحة PDMS لاغلاق الفتحة العلوية (الشكل 1C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأخذ قطعة من أنابيب البولي اثيلين أن ما يقرب من 20 سم في الطول. ربط جانب واحد من الأنابيب لطرف الإبرة التي يتم إدراجها في منفذ فراغ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط الجانب الآخر من الأنبوب إلى أحد موانئ صمام 3 الطريقة (انظر &#39;3 في اتجاه ومحبس &quot;في قائمة المواد) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نعلق حقنة 20 مل في واحدة من اثنين من الموانئ المتبقية. ميناء مشاركة مفتوحة للبيئة. </li></ol> 2. باستخدام رقاقة اليرقة للتصوير لايف <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف رقاقة PDMS مع شريط لاصق شفاف. نعلق قطعة من الشريط إلى أسفل الشريحة. تأكد من أن الشريط لمس سطح PDMS بأكمله، ثم انزع الشريط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوة أعلاه 2-3X للتأكد من عدملا توجد جزيئات أو زيت (المدورة من التجارب السابقة) على سطح الرقاقة PDMS. منذ رقاقة PDMS هي قابلة لإعادة الاستخدام، من المهم جدا لإزالة بقايا النفط لأنها يمكن أن تؤثر على التصاق PDMS على الزجاج ويؤدي إلى عدم كفاية الختم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل في وقت مبكر (أي تستخدم علفا) 3 اليرقات طور مرحلي الثالثة إلى طبق بتري تحتوي على الماء. (وتستخدم علفا 3 طور مرحلي الثالثة مرحلة اليرقات في الطعام، بدلا من الجانب من القارورة الثقافة). يستحم اليرقات في المياه لإزالة ثقافة المتوسط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اتخاذ ساترة الزجاج نظيفة ووضع قطرة صغيرة من النفط الهالوكربون 700 في وسطها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط، واختيار بلطف صعودا نظيفة، في وقت مبكر، نظموا 3 يرقة طور مرحلي الثالثة من الماء (ينبغي أن تكون اليرقة ~ 3.5-4 ملم في الطول). وضع الحيوان لفترة وجيزة على مسح خفيفة الوزن أو منشفة ورقية لإزالة الماء الزائد، ثم وضعه على انخفاض اسعار النفط. يجب أن يكون قطرة صغيرة بما فيه الكفاية بحيث القصبة الهوائية من اليرقات لا المغلفة. دعونا ستا يرقةy على انخفاض اسعار النفط لمدة 10 ثانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة اليرقة من انخفاض اسعار النفط ومن ثم وضعه على ساترة الزجاج نظيفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل اليرقة إلى ساترة الزجاج نظيف آخر. هذه الخطوة يزيل فائض المعروض النفطي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إيلاء الاهتمام لتوجه اليرقة. لتصوير النخاع والأعصاب قطعي العصبية، وينبغي أن الجانب البطنية من يرقة الجلوس على ساترة. في الجانب الظهري، وتتميز أنبوبين القصبة الهوائية الطولية، يجب أن تواجه صعودا. ملاحظة: هذا هو التوجه اليرقة يفضل بشكل طبيعي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع بلطف رقاقة PDMS على رأس اليرقة. يجب أن تكون محاذاة اليرقة إلى منتصف وسط microchamber، مع ذيله الموجهة نحو ميناء فراغ. كن حذرا أن اليرقة لا تلمس حواف الغرفة. هذا مهم خاصة بالنسبة للمحطات القصبة الهوائية الأمامية والخلفية. ملاحظة: من الأفضل القيام بهذه الخطوة تحت stereomicroscope. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> دفع رقاقة PDMS ضد ساترة الزجاج لتحقيق ختم جيدة. تأكد من أن اليرقة تماماالمغلقة من قبل microchamber عندما رقاقة PDMS لمس ساترة الزجاج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تبديل 3 الطريقة صمام على ان هذه الحقنة يمكن سحب الهواء من microchamber PDMS (من خلال أنابيب) لخلق فراغ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بيد واحدة، وعقد ساترة PDMS رقاقة / زجاج بحزم. استخدام اليد الأخرى لسحب المكبس المحاقن. سحب 2-2.5 مل من الهواء، حتى يشعر المقاومة في التعامل مع حقنة، لخلق فراغ. الفراغ تنتج ختم ضيق بين رقاقة PDMS، والنفط، واجهات ساترة ويحد من التنقل من اليرقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تبديل صمام قبالة بحيث رقاقة PDMS عزل من حقنة ومن البيئة. ونتيجة لذلك، يتم الحفاظ على مستوى مستقر نسبيا فراغ في microchamber دون الحاجة لعقد المكبس المحاقن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق اليرقة تحت المجسام للتأكد من أن جسم الحيوان كله يتم وضعها داخل microchamber، وهذا الحيوان غير متحرك. يجب أن تكون القصبة الهوائية مرئية. بقيةوينبغي أن يكون PDMS رقاقة في اتصال مع ساترة. ملاحظة: انظر الشكلين 2E و2F للحصول على أمثلة من الحيوانات يجمد بشكل صحيح في رقاقة. وتظهر بعض التوجهات غير صحيحة في أرقام 2G و 2H. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع رقاقة يرقة (PDMS رقاقة + الزجاج ساترة) على المجهر. وينبغي التعامل مع رقاقة يرقة، وأنابيب المحقنة بعناية لتجنب مفرزة من رقاقة من PDMS ساترة. لمجهر تستقيم، وتحديد الجانب &#39;رأس&#39; من الشريحة إلى مرحلة المجهر مع الوجهين الشريط (الشكل 1C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام هدفا عالية التكبير (النفط الغمر، فمن المستحسن 40-63X) لتحديد موقع هيكل الحيوان (ق) من الفائدة وإجراء التصوير. في بعض الحالات، قد تكون هناك حاجة إلى التكبير أقل لتحديد المنطقة المطلوب للتصوير قبل أن ينتقل إلى تضخم أعلى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عند اكتمال التصوير، وإطلاق سراح الفراغ عن طريق التحول صمام لموقفمنفتحة على البيئة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل رقاقة من PDMS ساترة. وينبغي أن تكون اليرقة متحركة على الفور. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ملقط لإزالة اليرقة من microchamber وبلطف وضع اليرقة على طبق أجار العنب عصير لتحقيق الانتعاش. </li></ol> 3. الأمر الذي أدى إلى إصابة العصب سحق إلى الأعصاب القطاعي اليرقات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اتبع الخطوة 2.3 أعلاه لعزل نظموا في وقت مبكر 3 اليرقات طور مرحلي الثالثة من النمط الجيني المطلوب. كما هو موضح في الخطوة 2.3 يستحم اليرقات في المياه لإزالة الطعام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام محطة التخدير القياسية ذبابة CO 2، CO أبقى مع 2 وسادة تحت stereomicroscope تشريح، لإخضاع اليرقات. ينبغي أن تصبح يرقات immotile بعد التنسيب على CO 2 وسادة لمدة 1-2 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الآن وضع اليرقة تخدير واحدة على عصير العنب لوحة آغار تحت stereomicroscope. بدوره الجانب البطني الحيوانية تصل إلى تصور الحبل البطني العصب والأعصاب قطعي من خلال بشرة ( <strأونج&gt; الشكل 3). تأكد من أن اليرقة هو immotile تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام عدد Dumostar-5 ملقط، قرصة الأعصاب قطعي بإحكام من خلال بشرة لمدة 5-10 ثانية. عندما يتم ذلك بشكل صحيح، يبقى بشرة سليمة وليس اخترقت جدار الجسم. ملاحظة: يمكن أن تتم الإصابة في مواقع مختلفة على طول محور الجسم الأمامي الخلفي، طالما أن الحبل البطني العصب، والغدد اللعابية، والأمعاء لا التالفة. الموقع الأكثر فعالية الإصابة في نهاية الجزء الثالث 3 في البطن، كما هو مبين في الشكل 3D. إصابة في هذا الموقع يضر معظم الأعصاب وأسهل لإعادة إنتاج من دون قتل الحيوان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الإصابة، وتحويل الحيوان بحيث الجانب البطني إلى أسفل على لوحة العنب. يجب أن تكون قادرة على التحرك رأسه وتناول الطعام. إذا كانت الاصابة ناجحة، ثم ستصاب بالشلل في النصف الخلفي من يرقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على الحيوانات المصابة على لوحة أجار عصير العنب في 25 و# 176؛ مئوية لمدة الوقت المطلوب وفقا للهدف التجريبية. لالعصبونات الحركية، ويبدأ الجذع الأقرب إلى تنبت في غضون 8-10 ساعة من إصابة 14، والجدعة البعيدة يبدأ تتحول في غضون 6-8 ساعة 15. لفئة IV دا الخلايا العصبية الحسية، ويبدأ الجذع الأقرب إلى تنبت في غضون 4-6 ساعة، وبدء الجدعة البعيدة لتتحول في غضون 3-4 ساعة بعد الاصابة. ملاحظة: مع السائقين GAL4 المناسبة وصحفيين الفلورسنت، وتنتشر وانحطاط يمكن ملاحظتها في رقاقة يرقة (على سبيل المثال، انظر الشكل 6). </li></ol>

<ol>
	<li>Pilling, A. D., Horiuchi, D., Lively, C. M., Saxton, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinesin-1+and+Dynein+are+the+primary+motors+for+fast+transport+of+mitochondria+in+Drosophila+motor+axons.">Kinesin-1 and Dynein are the primary motors for fast transport of mitochondria in Drosophila motor axons.</a> Mol. Biol. Cell. 17, 2057-2068 (2006).</li><li>Gunawardena, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disruption+of+axonal+transport+by+loss+of+huntingtin+or+expression+of+pathogenic+polyQ+proteins+in+Drosophila.">Disruption of axonal transport by loss of huntingtin or expression of pathogenic polyQ proteins in Drosophila.</a> Neuron. 40, 25-40 (2003).</li><li>Miller, K. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+observation+demonstrates+that+Liprin-alpha+is+required+for+trafficking+of+synaptic+vesicles.">Direct observation demonstrates that Liprin-alpha is required for trafficking of synaptic vesicles.</a> Curr. Biol. 15, 684-689 (2005).</li><li>Zito, K., Parnas, D., Fetter, R. D., Isacoff, E. Y., Goodman, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Watching+a+synapse+grow:+noninvasive+confocal+imaging+of+synaptic+growth+in+Drosophila.">Watching a synapse grow: noninvasive confocal imaging of synaptic growth in Drosophila.</a> Neuron. 22, 719-729 (1999).</li><li>Fuger, P., Behrends, L. B., Mertel, S., Sigrist, S. J., Rasse, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+imaging+of+synapse+development+and+measuring+protein+dynamics+using+two-color+fluorescence+recovery+after+photo-bleaching+at+Drosophila+synapses.">Live imaging of synapse development and measuring protein dynamics using two-color fluorescence recovery after photo-bleaching at Drosophila synapses.</a> Nat. Protoc. 2, 3285-3298 (2007).</li><li>Schmid, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activity-dependent+site-specific+changes+of+glutamate+receptor+composition+in+vivo.">Activity-dependent site-specific changes of glutamate receptor composition in vivo.</a> Nat. Neurosci. 11, 659-666 (2008).</li><li>Fuentes-Medel, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glia+and+muscle+sculpt+neuromuscular+arbors+by+engulfing+destabilized+synaptic+boutons+and+shed+presynaptic+debris.">Glia and muscle sculpt neuromuscular arbors by engulfing destabilized synaptic boutons and shed presynaptic debris.</a> PLoS Biol. 7, (2009).</li><li>Andlauer, T. F., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Building an imaging chamber for in vivo imaging of Drosophila larvae. , 476-480 (2012).</li><li>Sandstrom, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+reduces+excitability+of+Drosophila+larval+motoneurons+by+activating+a+hyperpolarizing+leak+conductance.">Isoflurane reduces excitability of Drosophila larval motoneurons by activating a hyperpolarizing leak conductance.</a> Anesthesiology. 108, 434-446 (2008).</li><li>Sandstrom, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+depresses+glutamate+release+by+reducing+neuronal+excitability+at+the+Drosophila+neuromuscular+junction.">Isoflurane depresses glutamate release by reducing neuronal excitability at the Drosophila neuromuscular junction.</a> J. Physiol. 558, 489-502 (2004).</li><li>Mondal, S., Ahlawat, S., Rau, K., Venkataraman, V., Koushika, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+in+vivo+neuronal+transport+in+genetic+model+organisms+using+microfluidic+devices.">Imaging in vivo neuronal transport in genetic model organisms using microfluidic devices.</a> Traffic. 12, 372-385 (2011).</li><li>Ghannad-Rezaie, M., Wang, X., Mishra, B., Collins, C., Chronis, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+chips+for+in+vivo+imaging+of+cellular+responses+to+neural+injury+in+Drosophila+larvae.">Microfluidic chips for in vivo imaging of cellular responses to neural injury in Drosophila larvae.</a> PloS one. 7, (2012).</li><li>Schmid, A., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+neuromuscular+junctions:+histology+and+in+vivo+imaging.">Analysis of neuromuscular junctions: histology and in vivo imaging.</a> Methods Mol. Biol. 420, 239-251 (2008).</li><li>Xiong, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+turnover+of+the+Wallenda/DLK+kinase+regulates+a+retrograde+response+to+axonal+injury.">Protein turnover of the Wallenda/DLK kinase regulates a retrograde response to axonal injury.</a> J Cell Biol. 191, 211-223 (2010).</li><li>Xiong, X., Collins, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+conditioning+lesion+protects+axons+from+degeneration+via+the+Wallenda/DLK+MAP+kinase+signaling+cascade.">A conditioning lesion protects axons from degeneration via the Wallenda/DLK MAP kinase signaling cascade.</a> J. Neurosci. 32, 610-615 (2012).</li><li>Byrne, A. B., Edwards, T. J., Hammarlund, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+Laser+Axotomy+in+C.+elegans.">In vivo Laser Axotomy in C. elegans.</a> J. Vis. Exp. (51), (2011).</li><li>Williams, W., Nix, P., Bastiani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Constructing+a+Low-budget+Laser+Axotomy+System+to+Study+Axon+Regeneration+in+C.+elegans.">Constructing a Low-budget Laser Axotomy System to Study Axon Regeneration in C. elegans.</a> J. Vis. Exp. (57), (2011).</li><li>Tian, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+neural+activity+in+worms,+flies+and+mice+with+improved+GCaMP+calcium+indicators.">Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators.</a> Nat. Methods. 6, 875-881 (2009).</li><li>Chudakov, D. M., Lukyanov, S., Lukyanov, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracking+intracellular+protein+movements+using+photoswitchable+fluorescent+proteins+PS-CFP2.">Tracking intracellular protein movements using photoswitchable fluorescent proteins PS-CFP2.</a> 2, 2024-2032 (2007).</li><li>Gurskaya, N. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+of+a+monomeric+green-to-red+photoactivatable+fluorescent+protein+induced+by+blue+light.">Engineering of a monomeric green-to-red photoactivatable fluorescent protein induced by blue light.</a> Nat. Biotechnol. 24, 461-465 (2006).</li><li>Rao, S., Lang, C., Levitan, E. S., Deitcher, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+neuropeptide+expression,+transport,+and+exocytosis+in+Drosophila+melanogaster.">Visualization of neuropeptide expression, transport, and exocytosis in Drosophila melanogaster.</a> J. Neurobiol. 49, 159-172 (2001).</li><li>Fujioka, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Even-skipped,+acting+as+a+repressor,+regulates+axonal+projections+in+Drosophila.">Even-skipped, acting as a repressor, regulates axonal projections in Drosophila.</a> Development. 130, 5385-5400 (2003).</li><li>Rietdorf, J., Steitz, A., Heidelberg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Linear+unmixing+macro+for+ImageJ.">Linear unmixing macro for ImageJ.</a> European Advanced Light Microscopy Network. , (2004).</li><li>Koon, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Autoregulatory+and+paracrine+control+of+synaptic+and+behavioral+plasticity+by+octopaminergic+signaling.">Autoregulatory and paracrine control of synaptic and behavioral plasticity by octopaminergic signaling.</a> Nat. Neurosci. 14, 190-199 (2011).</li><li>Yarali, A., Gerber, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Neurogenetic+Dissociation+between+Punishment-,+Reward-,+and+Relief-Learning+in+Drosophila.">A Neurogenetic Dissociation between Punishment-, Reward-, and Relief-Learning in Drosophila.</a> Front. Behav. Neurosci. 4, (2010).</li><li>Kuo, C. T., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dendrite-specific+remodeling+of+Drosophila+sensory+neurons+requires+matrix+metalloproteases,+ubiquitin-proteasome,+and+ecdysone+signaling.">Dendrite-specific remodeling of Drosophila sensory neurons requires matrix metalloproteases, ubiquitin-proteasome, and ecdysone signaling.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102, 15230-15235 (2005).</li><li>Mondal, S., Ahlawat, S., Koushika, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+Microfluidic+Devices+for+in+vivo+Imaging+of+C.+elegans,+Drosophila.">Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila.</a> J. Vis. Exp. (67), (2012).</li><li>Xiong, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+highwire+ubiquitin+ligase+promotes+axonal+degeneration+by+tuning+levels+of+nmnat+protein.">The highwire ubiquitin ligase promotes axonal degeneration by tuning levels of nmnat protein.</a> PLoS Biol. 10, (2012).</li><li>Shin, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dual+leucine+zipper+kinase+is+required+for+retrograde+injury+signaling+and+axonal+regeneration.">Dual leucine zipper kinase is required for retrograde injury signaling and axonal regeneration.</a> Neuron. 74, 1015-1022 (2012).</li><li>Watkins, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DLK+initiates+a+transcriptional+program+that+couples+apoptotic+and+regenerative+responses+to+axonal+injury.">DLK initiates a transcriptional program that couples apoptotic and regenerative responses to axonal injury.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 110, 4039-4044 (2013).</li><li>Hammarlund, M., Nix, P., Hauth, L., Jorgensen, E. M., Bastiani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axon+regeneration+requires+a+conserved+MAP+kinase+pathway.">Axon regeneration requires a conserved MAP kinase pathway.</a> Science. 323, 802-806 (2009).</li><li>Guo, S. X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Femtosecond+laser+nanoaxotomy+lab-on-a-chip+for+in+vivo+nerve+regeneration+studies.">Femtosecond laser nanoaxotomy lab-on-a-chip for in vivo nerve regeneration studies.</a> Nat. Methods. 5, 531-533 (2008).</li><li>O'Brien, G. S., Rieger, S., Martin, S. M., Cavanaugh, A. M., Portera-Cailliau, C., Sagasti, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+axotomy+and+time-lapse+confocal+imaging+in+live+zebrafish+embryos.">Two-photon axotomy and time-lapse confocal imaging in live zebrafish embryos.</a> J. Vis. Exp. (24), (2009).</li><li>Stone, M. C., Nguyen, M. M., Tao, J., Allender, D. L., Rolls, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global+up-regulation+of+microtubule+dynamics+and+polarity+reversal+during+regeneration+of+an+axon+from+a+dendrite.">Global up-regulation of microtubule dynamics and polarity reversal during regeneration of an axon from a dendrite.</a> Mol. Biol. Cell. 21, 767-777 (2010).</li><li>Miller, D. L., Ballard, S. L., Ganetzky, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+synaptic+growth+and+function+in+Drosophila+with+an+extended+larval+stage.">Analysis of synaptic growth and function in Drosophila with an extended larval stage.</a> J. Neurosci. 32, 13776-13786 (2012).</li></ol>

الكتاب تعلن أي المصالح المالية المتنافسة.

ذبابة الفاكهة، ذبابة الفاكهة السوداء البطن، وقد استخدمت بوصفها النموذج الحي لأكثر من 100 سنة، ولقد أثبتت تأثيرها الفعال في تحديد الإشارات الأساسية والمسارات التنموية التي يتم حفظها من اللافقاريات إلى الإنسان. التصوير الحي هو مدخلا مهما لدراسة الآليات الخلوية، والخطة بسيطة وبشرة الجسم الشفاف لليرقة ذبابة الفاكهة يجعلها جذابة للنظام التصوير الحية، لا سيما وأن هناك العديد من الأدوات الجينية المتاحة للتعبير عن البروتينات الموسومة fluorescently في أنواع معينة من الخلايا. تحديا هاما للتقنيات التصوير الحية يتمثل في شل noninvasively ووضع حيوان للفحص المجهري. وتشمل النهج الشلل التقليدية تشريح 1،2 أو استخدام الكلوروفورم، وكلاهما قتل الحيوان. والتخدير استخدمت أيضا الأثير 4 وisofluorane 5-8. بينما توفر العديد من المزايا التخدير، كما أنها تمنع النشاط العصبي وعلم وظائف الأعضاء الهامة (بما في ذلك ضربات القلب) 9-11، وبالتالي يمكن أن يؤثر على عملية دراسة وخلق الضغط على الحيوان. وهناك أيضا مخاوف تتعلق بالسلامة الإنسان للعمل مع الأثير، وisofluorane. قمنا بتطوير طريقة خالية من المخدرات لشل حركة يرقات ذبابة الفاكهة في طبقة PDMS الجهاز ميكروفلويديك واحد، والذي نسميه &#39;رقاقة اليرقة&#39; 12. وهذا البروتوكول تصف كيفية الحصول أو جعل رقاقة يرقة، وكيفية الاستفادة منه لتصوير حي في أوائل نظموا 3 طور مرحلي الثالثة اليرقات. تتألف الرقاقة من microchamber تركيب دافئ، والتي، بناء على طلب من فراغ عن طريق حقنة، يشل الحيوان عن طريق القوة الميكانيكية لطيف. طريقة تجميد يجلب هياكل بطني مثل الحبل العصبي والأعصاب قطعي، وعضلات جدار الجسم، على مقربة من ساترة الزجاج. وهذا يسمح لتصوير عالية الدقة من هذه الهياكل مع أبر العددية عاليةتلح (تضخم عالية) الأهداف. وتشمل المزايا التي تتمتع بها رقاقة اليرقة على التقنيات التقليدية الأخرى ما يلي: (ط) استخدام رقاقة يرقة يحل محل استخدام المواد الكيميائية، والسماح لفي الجسم الحي التصوير من الحيوانات unanesthetized. (ب) استعادة اليرقات على الفور بعد الافراج عن رقاقة (على النقيض من فترة نقاهة 2 ساعة لisofluorane 8،13). وهذا يسمح للتصوير على جداول زمنية واسعة، بدءا من ميلي ثانية إلى دقيقة، لساعات وأيام. (ج) استخدام PDMS، والذي هو مادة قابلة للاختراق الغاز، وتمكن لنشر المستمر من الأوكسجين / الهواء من البيئة إلى الجسم اليرقة. (د) رقاقة سهلة وآمنة للاستخدام، و (ت) هو قابل لإعادة الاستخدام، ويمكن تصنيعها بأقل تكلفة. بالإضافة إلى التعليمات الخاصة باستخدام رقاقة يرقة، وهذا البروتوكول تقديم عدة أمثلة لاستخدامه لدراسة الأحداث العصبية في 3 الثالثة طور مرحلي اليرقات. وتشمل هذه التصوير الحي من axonaالنقل لتر، الكالسيوم الاستجابات للإصابة، ودراسات الوقت الفاصل بين الاتجار وصور قابلة للتحويل البروتينات عبر مسافات طويلة وجداول زمنية. تطبيق آخر من الشريحة هو دراسة الاستجابات العصبية للإصابة محور عصبي. لهذا يوصف إجراء إضافية (في الجزء 3) لإصابة في الأعصاب الطرفية محاور عصبية من قبل سحق العصب قطعي. هذا الفحص بسيط يمكن أن يؤديها على حد سواء بسرعة وبتكاثر تحت stereomicroscope تشريح القياسية، والذي يسمح لكثير من الحيوانات التي سيتم تجهيزها في نفس الوقت. الاستجابات الخلوية إلى إصابة يمكن دراستها عن طريق التصوير الحي في رقاقة اليرقة.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1170">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:39px;width:259px;">0.5 mm Polyethylene tubing</td>
			<td style="width:171px;">Fisher scientific</td>
			<td style="width:291px;">14-170-11B</td>
			<td style="width:449px;">Polyethylene tubing, I.D. = 0.023&#8217;&#8217;, O.D. = 0.038&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">1 mm Polyurethane tubing</td>
			<td style="width:171px;">Fisher scientific</td>
			<td style="width:291px;">BB521-63</td>
			<td style="width:449px;">Polyurethane tubing, I.D. = 0.063&#8217;&#8217;,&#160; O.D. = 0.125&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">barb to barb connector</td>
			<td style="width:171px;">Bio Rad</td>
			<td style="width:291px;">732-8300</td>
			<td style="width:449px;">0.8 mm barb to barb connector</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">3-way stopcock valve</td>
			<td style="width:171px;">Bio Rad</td>
			<td style="width:291px;">732-8104</td>
			<td style="width:449px;">Screw on valve for the syringe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Syringe (20 ml)</td>
			<td style="width:171px;">Fisher scientific</td>
			<td style="width:291px;">14-817-33</td>
			<td style="width:449px;">Screw on 20 ml syringe for&#160; generating vacuum</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:259px;">Dispensing needles, 23 G (.4mm I.D., .6mm O.D.)</td>
			<td style="width:171px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:291px;">75165A684</td>
			<td style="width:449px;">Needle for outlet connection</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:259px;">Dispensing needles, 21 G, (.6mm I.D.,&#160; .8mm O.D.)</td>
			<td style="width:171px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:291px;"><a href="http://www.mcmaster.com/#75165A679" title="Close">75165A679</a></td>
			<td style="width:449px;">Needle for outlet connection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Halocarbon oil</td>
			<td style="width:171px;">Sigma</td>
			<td style="width:291px;">H8898</td>
			<td style="width:449px;">Halocarbon oil 700</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Dumostar Number 5 Forceps</td>
			<td style="width:171px;">Roboz</td>
			<td style="width:291px;">RS-498</td>
			<td style="width:449px;">For nerve crush</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:259px;">PDMS Kit (Base and curing agent)</td>
			<td style="width:171px;">Ellsworth</td>
			<td style="width:291px;">184 SIL ELAST KIT 0.5KG</td>
			<td style="width:449px;">Dow Corning Sylgard 184 Silicone Encapsulant 0.5 kg Kit Clear</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:259px;">Glass Coverslips</td>
			<td style="width:171px;">Fisher scientific</td>
			<td style="width:291px;">12-544-C</td>
			<td style="width:449px;">24 x 40 mm (thickness according to recommendation for your microscope objective)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Disposable Plastic Cup (9 oz.)</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:291px;"></td>
			<td style="width:449px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Plastic coffee stirrer stick</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:291px;"></td>
			<td style="width:449px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Razor Blade</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:291px;"></td>
			<td style="width:449px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:259px;">Grape juice agar plates</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:291px;"></td>
			<td style="width:449px;"><a href="http://cshprotocols.cshlp.org/content/2007/4/pdb.rec10925">See http://cshprotocols.cshlp.org/content/2007/4/pdb.rec10925 for recipe</a></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using microfluidics chips for live imaging and study of injury responses in drosophila larvae

التصوير الحي هو أسلوب مهم لدراسة العمليات البيولوجية الخلية، ولكن هذا يمكن أن يكون تحديا في الحيوانات الحية. بشرة شفافة من يرقة ذبابة الفاكهة يجعلها كائن نموذجا جذابا للدراسات التصوير الحي. ومع ذلك، تحديا هاما للتقنيات التصوير الحية يتمثل في شل noninvasively ووضع حيوان على المجهر. ويعرض هذا البروتوكول طريقة بسيطة وسهلة الاستخدام للشل حركة والتصوير يرقات ذبابة الفاكهة على polydimethylsiloxane (PDMS) جهاز ميكروفلويديك، الذي نسميه &#39;رقاقة اليرقة&#39;. وتتألف الشريحة اليرقة من PDMS microchamber تركيب دافئ التي يتم تركيبها على الزجاج ساترة رقيقة، والتي، بناء على طلب من فراغ عن طريق حقنة، يشل الحيوان ويجلب هياكل بطني مثل الحبل العصبي والأعصاب قطعي، والجسم عضلات جدار، على مقربة من ساترة. وهذا يسمح لالتصوير ذات الدقة العالية، والأهم من ذلك، يتجنب استخدام انوsthetics والمواد الكيميائية، مما يسهل دراسة مجموعة واسعة من العمليات الفسيولوجية. منذ اليرقات بسهولة استعادة من الشلل، ويمكن أن تخضع بسهولة لجلسات التصوير متعددة. وهذا يسمح للدراسات طولية على دورات زمنية تتراوح بين ساعات إلى أيام. يصف هذا البروتوكول خطوة بخطوة كيفية إعداد شريحة وكيفية الاستفادة من رقاقة لتصوير حي للأحداث العصبية في 3 الثالثة طور مرحلي اليرقات. وتشمل هذه الأحداث في النقل السريع من العضيات في محاور عصبية، والاستجابات الكالسيوم إلى الإصابة، ودراسات الوقت الفاصل بين الاتجار وصور قابلة للتحويل البروتينات لمسافات طويلة وجداول زمنية. تطبيق آخر من الشريحة هو دراسة التجدد والاستجابات التنكسية للإصابة محور عصبي، وبالتالي فإن الجزء الثاني من هذا البروتوكول يصف الإجراء الجديد وبسيطة للإصابة محاور داخل الأعصاب الطرفية عن طريق سحق العصب قطعي.

Watch this Scientific Journal Video about Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae at JoVE.com

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

يرقات ذبابة الفاكهة هي نظام نموذجا جذابا للتصوير الحية نظرا لبشرة شفافة وعلم الوراثة الخاصة بهم قوية. يصف هذا البروتوكول كيفية الاستفادة من جهاز PDMS طبقة واحدة، ودعا &#39;رقاقة اليرقة&#39; للتصوير حية من العمليات الخلوية داخل الخلايا العصبية من 3 طور مرحلي الثالثة يرقات ذبابة الفاكهة.

باستخدام رقائق الموائع الدقيقة للتصوير لايف ودراسة الردود الإصابات في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Bioluminescence Imaging for Assessment of Immune Responses Following Implantation of Engineered Heart Tissue (EHT)

Bioluminescence Imaging for Assessment of Immune Responses Following Implantation of Engineered Heart Tissue EHT

التصوير تلألؤ بيولوجي لتقييم الاستجابات المناعية عقب زرع أنسجة القلب المهندسة (EHT)

Various techniques of cardiac tissue engineering have been pursued in the past decades including scaffolding strategies using either native or ...

Impulsive Pressurization of Neuronal Cells for Traumatic Brain Injury Study

التسرع الضغط من الخلايا العصبية في الدماغ الرضية لدراسة الإصابات

A novel impulsive cell pressurization experiment has been developed using a Kolsky bar device to investigate blast-induced traumatic brain injury (TBI). ...

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

ميكروفلويديك أجهزة بسيطة لل<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; التصوير من<em&gt; C. ايليجانس</em&gt;،<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; واسماك الزرد

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are ...

Endothelialized Microfluidics for Studying Microvascular Interactions in Hematologic Diseases

Endothelialized على microfluidics لدراسة التفاعلات الاوعية الدموية الدقيقة في الأمراض الدموية

Advances in  microfabrication techniques have enabled the production of inexpensive and  reproducible microfluidic systems for conducting biological and ...

The Submerged Printing of Cells onto a Modified Surface Using a Continuous Flow Microspotter

الطباعة المغمورة من خلايا على سطح معدلة باستخدام التدفق المستمر Microspotter

The printing of cells for microarray applications possesses significant challenges including the problem of maintaining physiologically relevant cell ...

Using Cell-substrate Impedance and Live Cell Imaging to Measure Real-time Changes in Cellular Adhesion and De-adhesion Induced by Matrix Modification

باستخدام الممانعة الخلوي الركيزة ويعيش التصوير خلية قياس التغييرات في الوقت الحقيقي في التصاق الخلوية ودي التصاق المستحث بواسطة مصفوفة تعديل

Cell-matrix adhesion plays a key role in controlling cell morphology and signaling. Stimuli that disrupt cell-matrix adhesion (e.g., myeloperoxidase and ...

Electrotaxis Studies of Lung Cancer Cells using a Multichannel Dual-electric-field Microfluidic Chip

الدراسات انجذاب كهربي من الرئة خلايا سرطان باستخدام القنوات المتعددة ثنائي الكهربائية الميدان ميكروفلويديك رقاقة

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of ...

Multicolor Fluorescence Detection for Droplet Microfluidics Using Optical Fibers

متعدد الألوان كشف الإسفار عن القطرة على microfluidics عن طريق الألياف البصرية

Fluorescence assays are the most common readouts used in droplet microfluidics due to their bright signals and fast time response. Applications such as ...

Training Persons with Spinal Cord Injury to Ambulate Using a Powered Exoskeleton

تدريب الأشخاص ذوي إصابة الحبل الشوكي لAmbulate باستخدام الهيكل الخارجي بالطاقة

Powered exoskeletons have become available for overground ambulation in persons with paralyses due to spinal cord injury (SCI) who have intact upper ...

Melt Electrospinning Writing of Three-dimensional Poly(&#949;-caprolactone) Scaffolds with Controllable Morphologies for Tissue Engineering Applications

Melt Electrospinning Writing of Three-dimensional PolyÃƒÆ’Ã…Â½Ãƒâ€šÃ‚Âµ-caprolactone Scaffolds with Controllable Morphologies for Tissue Engineering Applications

تذوب الكتابة اليكتروسبينينج من السقالات Poly(ε-caprolactone) ثلاثي الأبعاد مع مورفولوجيس يمكن السيطرة عليها لتطبيقات هندسة الأنسجة

This tutorial reflects on the fundamental principles and guidelines for electrospinning writing with polymer melts, an additive manufacturing technology ...