Name: biomembrane fabrication by the solvent-assisted lipid bilayer (salb) method
Uploaded: 2015-12-01T13:00:00
Duration: 9 min 38 s
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Les auteurs tiennent à remercier le soutien de la National Research Foundation (NRF -NRFF2011-01 et NRF2015NRF-POC0001-19), le Conseil national de la recherche médicale (NMRC / CBRG / 0005/2012), et l&#39;Université technologique de Nanyang à CNM

1. Formation de prises en charge lipidique en deux couches sur un support solide hydrophile <ol><li> Préparer des solutions lipidique sous licence de 10 mg / ml de 1,2-dioleoyl- sn-glycéro-3-phosphocholine (DOPC) et 1 mg / ml de 1,2-dioleoyl- sn-glycéro-3-phosphoethanolamine- N - (lissamine rhodamine B sulfonyl) (Rh-PE) en dissolvant les poudres lipidiques respectifs (adéquatement pesé au préalable avec un bilan de masse analytique) dans une solution d&#39;isopropanol. </li><li> Diluer et mélanger les solutions d&#39;achat d&#39;actions à l&#39;isopropanol afin de préparer le mélange lipidique souhaité à la concentration finale. Pour les expériences de microscopie par fluorescence et FRAP, 0,5% en poids de Rh-PE doit être inclus dans le mélange de lipides. </li><li> Injecter le mélange de lipides dans de l&#39;isopropanol dans le canal microfluidique jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit rempli. </li><li> Incuber le mélange de lipides sur la surface en verre pendant environ 10 min. </li><li> Remplacer progressivement la solution lipidique avec une solution d&#39;eau ou un tampon en utilisant une pompe péristaltique à un débit très faible(10 à 50 pi / min). En variante, remplacer le mélange lipidique par pipetage répété. </li><li> Rincer le canal à fond avec le tampon en excès afin d&#39;éliminer l&#39;isopropanol résiduel. </li></ol> 2. Formation des membranes supportées enrichi en cholestérol Remarque: La surface solide (SiO 2) prend en charge la fusion des vésicules, mais la composition de la membrane (taux élevé de cholestérol) inhibe la fusion des vésicules parce vésicules enrichies en cholestérol ont haute rigidité à la flexion 30. <ol><li> Préparer une solution de réserve contenant 10 mg / ml DOPC lipides, 10 mg / ml de cholestérol, et de 1 mg / ml Rh-PE en dissolvant d&#39;abord les poudres respectives dans l&#39;isopropanol. </li><li> Répétez les étapes 1,2-1,6 en utilisant les solutions d&#39;achat d&#39;actions préparés à l&#39;étape 2.1. </li></ol> 3. Membrane Fluidity Assay <ol><li> Immerger la lame de verre dans du dodécyl sulfate (SDS) solution de sodium (1%) pendant 10 min. </li><li> Laver les lames avec de l&#39;eau déminéralisée et rincer l&#39;esprith éthanol. </li><li> Séchez diapositives à l&#39;aide d&#39;un faible courant d&#39;azote. </li><li> Exposer les lames à un plasma d&#39;oxygène pendant 30 secondes à la puissance maximale de radiofréquence dans la chambre à plasma d&#39;oxygène. </li><li> Retirez la pellicule protectrice du fond commerciale chambre microfluidique (figure 1A) en utilisant une pince à épiler et fixer la lame de verre sur le côté collant de la chambre (figure 1B). </li><li> Assembler les connecteurs et tubes dans les positions d&#39;entrée et de sortie de la chambre et les placer sur le canal microfluidique la platine du microscope (Figure 1C). </li><li> Former une bicouche lipidique marqué par fluorescence supporté dans le canal microfluidique [répétition de l&#39;étape 1 en utilisant la composition lipidique souhaité (par exemple, 0,5 mg / ml DOPC) comprenant 0,5% en poids de Rh-PE dans un solvant organique]. </li><li> Localisez le plan de bicouche avec une immersion dans l&#39;huile objectif 60X (NA 1,49) afin de capturer des images. </li><li> Prenez deux images pré-blanchiment, puis de photo-301; m de large tache circulaire avec un faisceau de 532 nm, 100 mW laser. Avant photoblanchiment, réchauffer le laser jusqu&#39;à ce que son intensité est devenue stable. Immédiatement après photoblanchiment, capturer une série d&#39;images toutes les 1 sec pendant 2 minutes afin de suivre la reprise de l&#39;intensité de fluorescence à l&#39;endroit blanchi. </li></ol> 4. Cholestérol Quantification Assay <ol><li> Exposer la puce de capteur à cristal de quartz revêtu de dioxyde de silicium à un plasma d&#39;oxygène pendant 30 secondes à la puissance maximale de radiofréquence dans la chambre à plasma d&#39;oxygène. Retirez la puce de la chambre et montez immédiatement la puce dans la chambre de mesure. </li><li> Avant l&#39;expérience, la première fréquence d&#39;acquérir et de dissipation de la puce de capteur dans l&#39;air afin d&#39;assurer un montage correct. <ol><li> Pour l&#39;instrument Q-Sense E1 ou E4 QCM-D commerciale, exécutez le logiciel Q-Soft et cliquez sur &quot;Acquisition&quot; et sélectionnez &quot;Mesure de configuration&quot;. </li><li> Dans la nouvelle fenêtre qui apparaît, cochez la 3, 5, 7, 9, 11 et 13 harmoniques et puis cliquez sur Find and Run afin de vérifier les spectres de résonance. Réglez la température à 24 ° C. Si une ou plusieurs fréquences de résonance ne sont pas d&#39;accord avec les valeurs attendues, vérifiez la puce de montage et re-exécuter cette étape jusqu&#39;à ce qu&#39;un accord soit atteint. </li></ol></li><li> Démarrer la pompe péristaltique et le débit de solution tampon (Tris 10 mM, NaCl 150 mM, pH 7,5) dans la chambre de mesure à un débit de 100 ul / min. </li><li> Dans le logiciel, cliquez sur &quot;Acquisition&quot; et sélectionnez &quot;Redémarrer mesure&quot; afin d&#39;enregistrer les signaux de dissipation de la fréquence de résonance et de l&#39;énergie. Répétez cette étape jusqu&#39;à ce qu&#39;une ligne de base stable pour la fréquence et de dissipation des changements. Remarque: Pour les étapes ci-après, il y aura des décalages de fréquence et de dissipation supplémentaires qui peuvent être enregistrés en fonction du temps. </li><li> Injecter de l&#39;isopropanol (sans lipides) pendant 10 min. </li><li> Injecter le mélange de lipides DOPC / cholestérol aurapport molaire désiré avec une concentration totale en lipides de 0,5 mg / ml dans de l&#39;isopropanol pendant 10 min. </li><li> Injecter tampon pendant 20 min à un débit de 100 ul / min. </li><li> Injecter une solution de 1 mM de méthyl-β-cyclodextrine (MβCD) préparé dans un tampon (débit 100 pl / min) jusqu&#39;à ce que le signal de fréquence atteint une valeur stable. </li><li> Mesurer les décalages de fréquence positifs relatifs qui est causée par l&#39;étape de traitement MβCD et calculer la masse de cholestérol et DOPC lipides en convertissant les valeurs de Af cho et Af DOPC à des valeurs de masse à l&#39;aide de l&#39;équation Sauerbrey [Δm = - (C / N) × Af, où C = 17,7 ng / cm 2, n: harmonique]. </li><li> Calculer la fraction molaire de cholestérol dans le SLB, en prenant en compte les poids moléculaires des lipides DOPC (786,1 g / mol) et de cholestérol (386,6 g / mol). </li></ol>

The authors have no competing financial interests to disclose.

Dans ce travail, un protocole solvant d&#39;échange est présenté dans laquelle les lipides dans de l&#39;alcool (isopropanol, l&#39;éthanol ou le n-propanol) sont incubées avec un support solide et ensuite l&#39;alcool est progressivement remplacé par une solution tampon aqueuse de manière à conduire une série des transitions de phase finalement produire des bicouches lipidiques de phases lamellaires-24. Il est démontré que le procédé permet la fabrication de bicouches lipidiques supportées sur des surfaces telles que l&#39;or, qui est insoluble à la vésicule procédé de fusion. Une plage optimale de la concentration de lipides (de 0,1 à 0,5 mg / ml) a été déterminé pour la formation de bicouche complète dans des formats standards expérimentaux testés jusqu&#39;à présent. A des concentrations inférieures à 0,1 lipidiques mg / ml, discrètes, des correctifs microscopiques de bicouches formé. D&#39;autre part, à des concentrations supérieures à 0,1 mg / ml et inférieure à 0,5 mg / ml, une bicouche complet et uniforme est formée. A des concentrations de lipides au-dessus de cette plage, une bicouche fluide a été formé comme toujours vérified par analyse de FRAP, cependant, la microscopie par fluorescence révèle la présence de structures lipidiques supplémentaires au-dessus de la bicouche. Frappant de constater que la morphologie de ces structures lipidiques supplémentaires, comme déterminé par analyse QCM-D, dépendait de l&#39;alcool qui a été utilisée lors de l&#39;étape d&#39;incubation. Dans le cas de l&#39;éthanol, les variations Δ f et D ô relativement élevées ressemblent à la signature QCM-D pour obtenir une couche de la vésicule adsorbé. Lorsque l&#39;isopropanol ou le n-propanol a été utilisé à la place, le Δ f est légèrement supérieure à la valeur attendue pour une bicouche (f Δ finale entre -30 à -40 Hz), tandis que le Δ D était sensiblement plus élevé. De telles réponses QCM-D seraient attendus pour de longues structures lipidiques (par exemple, des micelles en forme de vers en saillie vers l&#39;extérieur à partir de) la surface de la membrane (comme visible par microscopie de fluorescence dans certains cas). Le taux de change solvant est un autre paramètre important qui peut être critique, especially lorsque les concentrations de lipides inférieurs (par exemple, 0,1 mg / ml) sont utilisés. Rapid échange de solvant à faible concentration en lipides peut conduire à la formation de bicouches incomplets. Dans la chambre de mesure standard utilisée pour les mesures QCM-D dans le présent document (chambre de mesure Q-Sense E4), les taux de l&#39;ordre de 100 pi / min de débit, sont appropriés pour la formation de bicouche complète hautement reproductible. Pour les cellules d&#39;écoulement avec d&#39;autres geometries et le volume, le débit optimal peut varier et doit être déterminée empiriquement sur la base des étapes proposées ici. En plus de former des bicouches lipidiques supportées sur des surfaces qui sont insolubles à la fusion des vésicules, la SALB peut être utilisée pour contourner le besoin de vésicules lipidiques qui peuvent se rompre, ce qui ouvre la porte à la fabrication de membranes supportées par des compositions complexes. A titre d&#39;exemple illustratif de composition, des mélanges de lipides avec une fraction élevé de cholestérol ont été examinés. Le cholestérol est une composante importante de mammalian Les membranes cellulaires, et peuvent approcher sa fraction de 45 à 50% en moles de la composition lipidique membranaire (par exemple, dans les globules rouges). Ainsi, même un modèle simple d&#39;une bicouche lipidique qui représente une membrane cellulaire humaine devrait comprendre cholestérol. Bien que la fusion des vésicules peut être utilisé pour fabriquer des bicouches lipidiques fluides ne contenant que 10 à 15% de cholestérol, le procédé SALB permet la formation de bicouches lipidiques fluides contenant des fractions élevées de cholestérol (jusqu&#39;à 57% en moles, telle que quantifiée par des mesures QCM-D) 36. Toutefois, lorsque le taux de cholestérol a été encore élevée (jusqu&#39;à 63% en moles), en forme de bande domaines ont été observés 37. Les domaines de co-existantes étaient liquide, rappellent ceux observés dans la région de β dans le diagramme de phase du cholestérol / phospholipides monocouche à l&#39;interface air-eau. Dans l&#39;ensemble, la méthode SALB se révèle être une approche simple et efficace pour former des bicouches lipidiques supportées, notamment in cas au-delà du champ d&#39;application de la méthode de vésicule fusion classique. Jusqu&#39;à présent, la technique de microscopie par fluorescence et de QCM-D ont été principalement utilisées pour caractériser les bicouches lipidiques supportées formés par le procédé SALB. Pour l&#39;avenir, un large éventail de mesures analytiques techniques de surface sensible, y compris la résonance plasmonique de surface (SPR) 38, la microscopie à force atomique (AFM) 39,40, Fourier-spectroscopie infrarouge à transformée 41, X-ray 42 et réflectivité de neutrons 43, peut être utilisés pour caractériser et étudier les configurations de bicouches simples et complexes à préparer par le procédé SALB plus loin. Ces capacités émergentes ouvrent la porte à un plus grand nombre de scientifiques qui peuvent explorer les membranes cellulaires artificiels en profitant d&#39;un protocole expérimental simple et robuste.

La bicouche lipidique sur support solide 1 (SLB) est une plate-forme polyvalente qui conserve les caractéristiques de base des membranes biologiques tels que l&#39;épaisseur de la bicouche, diffusivité lipidique à deux dimensions, et la capacité d&#39;accueillir des biomolécules associées à la membrane. En raison de la complexité des membranes cellulaires naturelles, cette plate-forme simple a été montré pour fonctionner comme une plate-forme efficace pour les études in vitro de processus liés à la membrane tels que la formation radeau 2, protéine de liaison 3, virus et contraignant particules virus-like 4,5 , et la signalisation cellulaire 6. Formé à proximité à un support solide, la plate-forme SLB est compatible avec une gamme de techniques de mesure en surface sensible comme totale microscopie de réflexion interne (FRBR), microbalance à cristal de dissipation de quartz (QCM-D), et la spectroscopie d&#39;impédance. Plusieurs méthodes ont été développées pour produire différents types de SLBS, y compris bulle d&#39;aireffondrement 7 et dip-pen nanolithographie 8 pour les taches lipidiques submicroniques, spin-coating 9 pour les piles bicouches et de Langmuir-Blodgett (LB) 10 et la fusion des vésicules (VF) 11 pour l&#39;ensemble de découpage, simples revêtements bicouches lipidiques. Procédé VF consiste en l&#39;adsorption de petites vésicules unilamellaires à un support solide et la rupture spontanée subséquente et de fusion pour former une bicouche lipidique continue. Toutefois, dans des conditions physiologiques, vésicule rupture spontanée est principalement limitée à des matériaux à base de silicium tels que le dioxyde de silicium, le verre et le mica. En outre, les vésicules rupture ne se produit pas spontanément des vésicules lipidiques de compositions complexes, tels que ceux contenant des fractions ou élevés de cholestérol des lipides chargés négativement. Selon le système, vésicule rupture peut être provoquée par la couture en outre les conditions expérimentales telles que la température 12, pH de la solution 13, 14 et de la salinité, un choc osmotique 15 </sup&gt; ou pression 16, ou l&#39;ajout d&#39;ions divalents tels que Ca2 + 17. Alternativement, l&#39;AH peptide de membrane-actif peut être introduit dans le but de déstabiliser une couche de vésicules adsorbées, conduisant à des vésicules rupture et la formation de bicouche sur une gamme de surfaces 18-22. En outre, la formation de bicouche réussie nécessite la préparation d&#39;une population bien contrôlé de petites vésicules unilamellaires qui peut être fastidieuse et difficile à réaliser pour certaines compositions de membrane. Par conséquent, en dépit de sa grande efficacité dans le meilleur des cas (par exemple, après une vaste prétraitement de gel-dégel de vésicules 23), l&#39;application générale de la fusion des vésicules est limité par la portée des substrats appropriés et des compositions membranaires. Le procédé assisté par solvant-24-28 bicouche lipidique (SALB) est une technique de fabrication de rechange qui ne nécessite pas des vésicules lipidiques. Le procédé est basé sur le dépôt of molécules lipidiques sur une surface solide en présence d&#39;un solvant organique miscible à l&#39;eau suivi d&#39;un échange progressive de ce solvant avec une solution aqueuse de tampon afin de déclencher la formation SLB. Au cours de l&#39;étape de solvant échange, le mélange ternaire de lipides, de solvant organique et de l&#39;eau subit une phase de série de transitions avec l&#39;augmentation de la fraction d&#39;eau, ce qui conduit à la formation de structures de phases lamellaires dans la solution en vrac et une SLB sur le substrat solide. Fait important, cette voie d&#39;auto-assemblage contourne la nécessité d&#39;une rupture des vésicules, qui est habituellement l&#39;étape limitante pour la transformation de vésicules adsorbées dans un SLB. Le protocole est applicable à une grande variété de surfaces, y compris le dioxyde de silicium, l&#39;oxyde d&#39;aluminium, le chrome, l&#39;indium oxyde d&#39;étain, et l&#39;or. Dans le présent document et dans la vidéo d&#39;accompagnement, une comparaison de dépôt de lipides par la vésicule SALB et méthodes de fusion est présentée. En particulier, l&#39;influence de paramètres expérimentaux, y compris la concentration de lipides, Vitesse d&#39;écoulement, et le choix du solvant organique miscible à l&#39;eau, sur la qualité de la double couche formée par le procédé SALB sont discutés. Caractérisation analytique des SLBS fabriqués est effectuée par le QCM-D, de microscopie par fluorescence, et la récupération de fluorescence après photoblanchiment (FRAP) techniques. Suivi QCM-D est une technique de mesure de la masse de surface sensible qui, depuis le travail de pionnier réalisé par Keller et Kasemo 29, a été largement utilisé pour étudier quantitativement la formation de bicouche. La microscopie à fluorescence permet l&#39;inspection de l&#39;homogénéité de la membrane ainsi que la visualisation des domaines membranaires. La technique de FRAP est un outil standard pour déterminer la mobilité latérale de molécules lipidiques dans une SLB, qui est une propriété essentielle des membranes fluidiques. La première partie de cette étude consiste à analyser QCM-D de la SALB et des procédés de fusion des vésicules appliqué à la formation de bicouche tenter de dioxyde de silicium et d&#39;or. Dans la deuxième partie,la préparation et la caractérisation de membranes supportées contenant une gamme de concentrations de cholestérol avec le procédé SALB sont mises en évidence et les résultats sont comparés à ceux obtenus par la méthode de fusion de vésicules.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1459">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:719px;">QCM-D silicon dioxide-coated substrates</td>
			<td style="width:356px;">QSense AB,&#160; Sweden</td>
			<td style="width:217px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">QCM-D gold-coated substrates</td>
			<td style="width:356px;">QSense AB,&#160; Sweden</td>
			<td style="width:217px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Q-Sense E4 module</td>
			<td>QSense AB,&#160; Sweden</td>
			<td style="width:217px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Plasma Cleaner, PDC-32G</td>
			<td>Harrick Plasma, Ithaca, NY</td>
			<td>PDC-001 (115V)&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:719px;">1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DOPC)</td>
			<td>Avanti Polar Lipids</td>
			<td>850375P</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-(lissamine rhodamine B sulfonyl) (ammonium salt) (Rh-PE)</td>
			<td>Avanti Polar Lipids</td>
			<td>810150P</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">cholesterol</td>
			<td>Avanti Polar Lipids</td>
			<td style="width:217px;">700000P</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Methyl-&#946;-cyclodextrin</td>
			<td style="width:356px;">Sigma&#160;</td>
			<td style="width:217px;">C4555</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isopropanol</td>
			<td style="width:356px;">Sigma&#160;</td>
			<td align="right">673773</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:719px;">Ethanol</td>
			<td style="width:356px;">Sigma&#160;</td>
			<td align="right" style="width:217px;">459844</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:719px;">n-propanol</td>
			<td style="width:356px;">Sigma&#160;</td>
			<td align="right">279544</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:719px;">Sticky-Slide I 0.1 Luer</td>
			<td style="width:356px;">IBIDI</td>
			<td align="right" style="width:217px;">81128</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:719px;">Male elbow 1/8&#8221;</td>
			<td style="width:356px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:217px;">30505-70</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:719px;">Silicon tubing 1.6mm ID</td>
			<td style="width:356px;">IBIDI</td>
			<td align="right" style="width:217px;">10842</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:719px;">Glass coverslip No. 1.5H, 25 mm x 75 mm</td>
			<td style="width:356px;">IBIDI</td>
			<td align="right" style="width:217px;">10812</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:719px;">Reglo Digital M2-2/12 Peristaltic Pump</td>
			<td style="width:356px;">Ismatec</td>
			<td style="width:217px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:719px;">Sodium dodecyl sulfate</td>
			<td style="width:356px;">Sigma&#160;</td>
			<td align="right" style="width:217px;">71725</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

biomembrane fabrication by the solvent-assisted lipid bilayer (salb) method

Afin d&#39;imiter les membranes cellulaires, la bicouche lipidique supportée (SLB) est une plate-forme qui permet attrayant dans l&#39;investigation in vitro des processus liés à la membrane, tout en conférant à la biocompatibilité et la biofonctionnalité des substrats solides. L&#39;adsorption spontanée et la rupture des vésicules de phospholipides est la méthode la plus couramment utilisée pour former SLBS. Toutefois, dans des conditions physiologiques, la fusion des vésicules (VF) est limitée à seulement un sous-ensemble de compositions lipidiques et des supports solides. Ici, nous décrivons un procédé général une étape appelée la méthode de formation assistée par solvant-lipide bicouche (SALB) afin de former SLBS qui ne nécessite pas de vésicules. Le procédé implique le dépôt SALB de molécules de lipides sur une surface solide en présence de solvants organiques miscibles à l&#39;eau (par exemple l&#39;isopropanol) et ultérieur solvant d&#39;échange avec une solution tampon aqueuse de manière à déclencher la formation SLB. L&#39;étape d&#39;échange de solvant continu permet l&#39;application de laProcédé selon une configuration d&#39;écoulement à travers convenant à la formation de la bicouche de surveillance et modification ultérieure en utilisant une large gamme de biocapteurs de surface sensible. La méthode SALB peut être utilisé pour fabriquer SLBS sur un large éventail de surfaces hydrophiles solides, y compris ceux qui sont insolubles à la fusion des vésicules. En outre, il permet la fabrication de composés de SLBS compositions lipidiques qui ne peuvent être préparés en utilisant le procédé de fusion de vésicules. Ici, l&#39;on compare les résultats obtenus avec les méthodes et la fusion des vésicules SALB classiques d&#39;illustration sur deux surfaces hydrophiles, du dioxyde de silicium et d&#39;or. Pour optimiser les conditions expérimentales pour la préparation de bicouches de bonne qualité préparés par le procédé SALB, l&#39;effet de divers paramètres, notamment le type de solvant organique dans l&#39;étape de dépôt, la vitesse d&#39;échange de solvant, et la concentration en lipides est traité en même temps que des conseils de dépannage . Formation des membranes supportées contenant fractions élevés de cholestérol est aussi démonstré avec la méthode SALB, soulignant les capacités techniques de la technique SALB pour une large gamme de configurations de membranes.

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Biomembrane Fabrication by the Solvent-assisted Lipid Bilayer SALB Method

Nous présentons un protocole expérimental pour former une bicouche lipidique supporté sur des substrats solides, sans utiliser des vésicules lipidiques. Nous démontrons un procédé en une étape pour former une bicouche lipidique de dioxyde de silicium et l&#39;or ainsi que des membranes supportées par domaine enrichi en cholestérol pour diverses applications biologiques.

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