Name: a model of free tissue transfer: the rat epigastric free flap
Uploaded: 2017-01-15T15:00:00
Duration: 10 min 10 s
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Um dos autores (Diogo Casal) recebeu um subsídio do Programa de Formação Médica Avançada, que é patrocinado pela Fundação Calouste Gulbenkian, Fundação Champalimaud, Ministério da Saúde e Fundação para a Ciência e Tecnologia, Portugal. Os autores gostariam de agradecer a ajuda técnica do Sr. Alberto Severino em filmar e editar o vídeo. Os autores também são gratos ao Sr. Octávio Chaveiro, Sr. Marco Costa e Carlos Lopes pela sua ajuda na preparação dos espécimes animais apresentados neste trabalho. Finalmente, os autores gostariam de agradecer Ms. Gracinda Menezes por sua ajuda em todos os aspectos logísticos relativos à aquisição e manutenção dos animais.

Todos os procedimentos que envolvem indivíduos animais foram aprovados pelo Comitê Institucional de Animal Care and Use e Comissão de Ética na Nova University Medical School, em Lisboa, Portugal (08/2012 / CEFCM). 1. procedimento cirúrgico Set-up Notes <ol><li> Use ratos Wistar adultos, pesando 250 a 350 g. </li><li> Mantenha os ratos com comida e água ad libitum com 12 hr ciclos de luz-escuro 7 dias antes da cirurgia. </li><li> Pesa-se o rato a fim de determinar a quantidade de anestésico exigido. </li><li> Autoclave todos os instrumentos cirúrgicos antes da cirurgia. </li><li> Layout de todas as fontes e instrumentos cirúrgicos necessários para o procedimento (consulte a Tabela de Materiais). </li><li> Realizar a cirurgia sob um microscópio cirúrgico usando instrumentos convencionais e de microcirurgia. </li><li> Posicione o cobertor homeotérmicos, sonda retal, e lâmpada de calor. </li><li> Coloque um frasco de 20 ml esterilizado contendo 0,9% de soro fisiológico em um banho de água aquecida a37 ºC. </li><li> Usar luvas esterilizadas para desinfetar todas as superfícies do ambiente operacional com uma solução alcoólica. Retirar as luvas. </li><li> Coloque uma tampa de esfoliação e máscara. </li><li> Desinfectar as mãos com água e sabão e usar um outro par de luvas esterilizadas. </li><li> Usar um vestido cirúrgico estéril. </li></ol> 2. Anesthesia and Skin Preparação NOTA: Tenha uma ajuda assistente com as seguintes quatro etapas, como um avental estéril e luvas estão desgastados. <ol><li> Anestesiar ratos com uma mistura de cetamina e diazepam administrado intraperitonealmente. A dose é de 5 mg / kg de cetamina e 0,25 mg / kg de diazepam. Julgar a profundidade da anestesia por pitada dedo do pé e pela observância da taxa de respiração durante todo o procedimento 8,14,15,32. </li><li> Aplicar um gel oftálmico sobre a superfície anterior dos olhos, para evitar a abrasão da córnea. </li><li> Remover o cabelo sobre a superfície ventral do abdómen com um creme depilatório. Após remov cabeloal, remova o creme depilatório com solução salina morna. </li><li> Pulverizar uma quantidade substancial de solução alcoólica sobre o local da cirurgia. Deixe o produto no local da cirurgia e não limpá-lo. Espere pelo menos 15 segundos. Repita a aplicação 3 vezes. Deixar um tempo de contacto de pelo menos 2 min antes de prosseguir com a cirurgia. Outras unidades de investigação usar outros protocolos para prevenir a infecção de sítio cirúrgico. </li><li> O uso de luvas esterilizadas, coloque 2 campos cirúrgicos em ambos os lados do rato. </li></ol> 3. Doador de Procedimento Cirúrgico do Site <ol><li> Definir os limites de uma aba epigástrica que variam aproximadamente 5 cm de comprimento e 3 cm de largura. <ol><li> Usando um marcador pele cirúrgica, desenhar uma linha a partir do processo xifóide do esterno até a sínfise púbica, a fim de marcar a linha média sobre a superfície ventral do abdômen do rato. </li><li> No lado esquerdo do rato, usando um marcador de pele cirúrgico, extrair duas linhas perpendiculares à primeira linha: dee cruzando imediatamente caudal ao caixa torácica, e uma outra, paralelamente a estes últimos e apenas cranianos à prega da virilha (Figuras 3 e 6). </li><li> Marque a incisão lateral com um marcador cirúrgica da pele com uma linha paralela à linha média e cerca de 3 cm de distância da mesma. </li></ol></li><li> colheita Flap <ol><li> Faça uma incisão na pele com uma lâmina de bisturi número 15 até atingir a camada de panículo carnoso. </li><li> Deeper ao plano panículo carnoso, fazer a incisão com um bisturi elétrico até atingir a fáscia muscular. </li><li> Levante a aba de medial para lateral e de cranial para caudal, expondo pedículo do retalho. </li><li> Cuidadosamente ligar e dividir os vasos perfurantes chegando a partir da camada muscular profunda e entrar em superfície profunda do retalho. </li><li> Coloque um afastador no aspecto caudal do retalho e dissecar pedículo do retalho cautela por provocando suavementeembora os tecidos circundantes frouxa (Figura 7). </li><li> Ligadura e dividir a artéria circunflexa femoral lateral e veia usando 9/0 de nylon para as ligaduras. </li><li> Isolar a artéria e veia femoral. Quando presente, ligar (usando 9/0 Nylon) e dividir ramos desses navios para os músculos adjacentes. </li><li> Em primeiro lugar, utilizar uma pinça vascular dupla para fixar o aspecto proximal da veia femoral. Subsequentemente braçadeira seu aspecto distal. Em seguida, apertar o aspecto distal da artéria femoral e, finalmente, o seu aspecto proximal. </li><li> Prender o aspecto distal da artéria femoral e, finalmente, o seu aspecto proximal. </li><li> Coloque uma única pinça vascular na veia epigástrica superficial e outro na artéria epigástrica superficial. Use uma tesoura de microcirurgia em linha reta para cortar a artéria epigástrica superficial e veia na sua origem e terminação, respectivamente. </li><li> Copiosamente irrigar o lúmen dos vasos com soro fisiológico heparinizado de 10 UI / ml, Até que nenhum sangue ou detritos são vistos dentro do lúmen dos vasos 33. </li><li> Puxar e cortar um manguito de adventícia perto dos locais de seção vasculares. </li><li> Transferir a aba epigástrica ao pescoço utilizando uma pinça de Addison (Figura 8). </li><li> Feche a área doadora com subcuticular interrompido 5/0 pontos absorvíveis. </li><li> Feche a pele com interrompidos 5/0 pontos de nylon. </li></ol></li></ol> 4. Destinatário site Procedimento Cirúrgico <ol><li> A exposição das artérias do site Destinatário <ol><li> Usando um marcador pele cirúrgica, desenhe uma linha ao longo da borda medial do músculo esternocleidomastóideo esquerdo (SCM). </li><li> Usando um marcador pele cirúrgica, chamar uma outra linha imediatamente cranial, paralelos à clavícula esquerda. Estas duas linhas devem convergir na articulação esterno-clavicular esquerda. </li><li> Faça uma incisão na pele usando uma lâmina de bisturi número 15. </li><li> Use um bisturi elétrico para cortar o subcutaneous tecidos. </li><li> Utilizar um par de tesouras de dissecação para esqueletizar a veia jugular externa lateral ao músculo ECM. </li><li> Isolar e ligadura dos afluentes do jugular externa neste (Figura 9). </li><li> Ligadura da veia jugular externa logo abaixo da mandíbula com uma sutura de nylon 9/0. </li><li> Coloque um único grampo venosa abaixo da última ligação e cortar a jugular externa veia usando uma tesoura de microcirurgia retas. </li><li> Lava-se a luz da veia com soro fisiológico heparinizado em uma concentração de 10 Ul / ml. </li><li> Isolar a margem medial do músculo ECM e retrair este músculo lateralmente, expondo assim a artéria carótida e do nervo vago (Figura 10). </li><li> Faça uma incisão transversal no terço médio do músculo ECM usando o bisturi elétrico. </li><li> Coloque um afastador entre a superfície profunda do músculo ECM e os músculos da cinta. </li><li> Tease longe do nervo vago a partir da carótidaartéria, tomando cuidado para não danificar essas estruturas. </li></ol></li><li> anastomoses vasculares <ol><li> Coloque um grampo arterial dupla na artéria carótida. </li><li> Coloque um ponto de Nylon 9/0 no aspecto lateral da artéria carótida, e utilizar este ponto para puxar esta parte da parede do vaso. </li><li> Utilizar um par de tesouras microcirúrgicas retas para produzir uma abertura na região da parede do vaso. </li><li> Usando interrompida suturas de nylon 10/0 executar uma anastomose termino-lateral entre a artéria epigástrica superficial da aba e a artéria carótida ao nível da abertura recentemente criada carótida. </li><li> Aproxime-se do coto proximal da veia jugular externa e a veia epigástrica superficial e inspecionar o calibre destas duas veias. <ol><li> Se a discrepância no tamanho é ligeira a moderada, dilatar o lúmen da extremidade cortada da veia epigástrica superficial usando uma pinça de dilatação. </li><li> Se a diferença de calibre é muito pronounced, para além de uma pinça dilatação, bisel da extremidade da veia epigástrica superficial em um ângulo de 30 a 45 °. </li><li> Realização da anastomose venosa, usando interrompido 11/0 Nylon suturas. </li></ol></li><li> Remova os grampos individuais colocadas em vasos do retalho. </li><li> Remover o dispositivo de fixação duplo posicionado na veia femoral. </li><li> Remover o dispositivo de fixação duplo colocado na artéria femoral. </li></ol></li><li> Avaliar a permeabilidade e competência de anastomoses <ol><li> Verificar se a artéria e a veia da aba são totalmente dilatada e sem sangramento significativo é observado após 3 min de remoção das molas vasculares (Figura 11). <ol><li> Se houver sangramento durante este período colocar uma gaze salina úmida sobre a anastomose e aplicar pressão suave. </li><li> Se o sangramento de anastomoses não parar após 3 min, adicionar adicional 11/0 Nylon suturas interrompidas, após a colocação do grampo vascular, conforme necessário. </li></ol></li><li> Aguarde 10 min com a aba ligado aos vasos do pescoço e envolto por uma gaze umedecida em solução salina quente. </li><li> Avaliar a perfusão e pescoço ferida hemostasia da aba. Inspecionar as anastomoses para sinais de hemorragia, trombose ou tração excessiva. </li><li> Fixe a aba no local receptor começando com 5/0 subcuticulares suturas interrompidas. </li><li> Fechar a pele com nylon 5/0 suturas interrompidas (figura 12). </li></ol></li></ol> Cuidados 5. Pós-operatório <ol><li> Deixe o rato para se recuperar dentro da sua gaiola individual na posição de decúbito lateral direito. Mantenha a gaiola quente, colocando uma almofada de aquecimento elétrico definido em baixo por baixo. Coloque um pano de luz entre a gaiola e a almofada de aquecimento elétrico para evitar hipertermia. </li><li> Assista o animal girando continuamente-lo para o decúbito lateral oposta a cada 5 minutos, até que retoma decúbito esternal e é capaz de deambular. </li><li> Casa os ratos individualmente até remoção tele pontos cirúrgicos de duas semanas após o procedimento cirúrgico. </li><li> Dê um medicamento anti-inflamatório 1 mg / kg por via subcutânea uma vez por dia para os 3 dias após a cirurgia, para analgesia pós-operatória. </li></ol> 6. Avaliação Flap <ol><li> Apresentar um deleite do alimento sobre a cabeça do rato e avaliar a viabilidade do retalho por inspeção visual. </li><li> Se a exposição é insuficiente através do passo anterior, tem um assistente aplica toque suave sobre a região interescapular do rato, ao examinar a aba. </li><li> Use fotografia digital e software ImageJ para avaliar quantitativamente as áreas de deiscência da ferida, epidermólise retalho, hiperemia, congestão e / ou necrose, como explicado em detalhe por Trujillo et al. 15. </li></ol>

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M., Huff, W., Mancoll, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Rat+Rectus+Abdominis+Myocutaneous+Flap:+A+True+Myocutaneous+Flap+Model.">The Rat Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A True Myocutaneous Flap Model.</a> Ann Plast Surg. 31 (4), 352-357 (1993).</li><li>&#214;zkan, &. #. 2. 1. 4. ;., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+flap+model+in+rats:+iliac+osteomusculocutaneous+flap.">A new flap model in rats: iliac osteomusculocutaneous flap.</a> Ann Plast Surg. 47 (2), 161-167 (2001).</li><li>Ozkan, O., Koshima, I., Gonda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+supermicrosurgical+flap+model+in+the+rat:+a+free+true+abdominal+perforator+flap+with+a+short+pedicle.">A supermicrosurgical flap model in the rat: a free true abdominal perforator flap with a short pedicle.</a> Plast Reconstr Surg. 117 (2), 479-485 (2006).</li><li>Dorsett-Martin, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+models+of+skin+wound+healing:+a+review.">Rat models of skin wound healing: a review.</a> Wound Repair Regen. 12 (6), 591-599 (2004).</li><li>Ghali, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Treating+chronic+wound+infections+with+genetically+modified+free+flaps.">Treating chronic wound infections with genetically modified free flaps.</a> Plast Reconstr Surg. 123 (4), 1157-1168 (2009).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

The most important aspect to obtain consistent flap survival is paying attention to detail in various steps of the microsurgical technique. For example, to obtain good visualization of the vessels, of the surgical instruments and of the fine suture lines, it is very helpful to place underneath the vessels, a sterilized colored plastic background. As many researchers, we prefer to use sterilized fragments of yellow or green balloons (Figures 7 and 11). This background provides the additional advantage of minimizing adherence of suture lines to the adjacent structures, which sometimes leads to the need of pulling the suture line with too much tension, which may in turn lead to vascular tearing. Finally, the use of a background has the additional advantage of decreasing the probability of inadvertently dragging potential thrombogenic tissue debris to the anastomosis site.
Considering that the flap's vessels are very fine and fragile, it is important not to pinch the entire width of the vessels, in order to avoid intimal lesion that, in turn, will lead to intravascular thrombosis and flap failure. To prevent inadvertent injury to both the flap's vessels and to the recipient site's vessels, it is safer to liberally ligate and divide neighboring tributaries, which will allow an easier manipulation of these vessels.
Before starting the anastomoses, it is vital to place the vessels in their definitive position, striving to prevent vascular kinking or torsion of the flap's pedicle. Given the small caliber and delicate consistency of the vessels, these are often difficult to exclude unequivocally. One helpful trick is to secure the flap in its final position with 3 stitches placed away from the site of the anastomoses. Next, if in doubt, temporarily open the vascular clamps placed at the flap's pedicle, and fill the vessels' lumen with heparinized normal saline in a concentration of 10 IU/mL until they become engorged. This leads vessels to assume the configuration they will present after being perfused by blood, as when the clamps are removed after anastomoses completion.
Moreover, it is of paramount importance to detect any air bubbles, even if small, inside the vessels during the entire procedure and particularly before tying the final stitches. If these bubbles are distant from the vascular section, the vessels can be milked gently with microsurgical forceps. If they are located close to the anastomotic sites, simple irrigation leads the less dense bubbles to be easily expelled from the vascular lumen. Failure to acknowledge the presence of air bubbles can cause irreversible flap ischemia and necrosis, no doubt due to the fine caliber of the flap vessels. 
Additionally, it cannot be overemphasized the need for meticulous care while passing and tying the stitches, in order to: include the three layers of the vessels (intima, media and adventitia); obtain good vessel eversion to ensure adequate intimal contact, which is vital to anastomosis sealing and endothelial regrowth; avoid loose vascular contact, which will result in anastomotic incompetence, i.e., bleeding; and avoid grabbing too much vascular tissue, which will lead to anastomosis stenosis and proclivity to thrombosis, which in turn will result in venous congestion or poor flap perfusion, if the vein or artery are involved, respectively.
Finally, it is essential to ensure perfect hemostasis, during the entire procedure, especially when raising the flap in its deep surface. Otherwise hematoma formation and rat death are likely to ensue.
Modifications and troubleshooting of the technique
The authors observed that making a transverse incision in the middle portion of the SCM using an electric cautery, not only allows a better exposure of the carotid artery, but also minimizes the risk of undue tension over the future arterial anastomosis.
Another important technical tip is to start the anastomosis from the vessels' back wall, in order to minimize the risk of unwillingly catching this wall when placing the stitches in the more easily exposed front wall. If the back wall is sutured to the anterior aspect of the anastomosis, lack of vascular patency will almost invariably result either immediately due to mechanical reasons or after only a few hours as a result of thrombosis8. 
If the anastomoses of the epigastric vessels of the rat are considered too technically challenging due to the small caliber of these vessels, the femoral vessels can be ligated distal to the origin of the epigastric vessels and used as the vascular pedicle of the epigastric flap. In this way, larger vessels will be used (the femoral artery has a caliber of 1.0 to 1.2 mm; and the femoral vein has a caliber of 1.2 to 1.5 mm). Moreover, by dissecting and ligating the other tributaries of the femoral vessels, a vascular pedicle length of over 2 cm can be obtained, which will facilitate flap insetting18,34,35. 
Reproducibility
Our experience of more than ten years of using this flap for teaching and research purposes strongly suggests that the rat epigastric flap is a reproducible model of free tissue transfer11,13,17,18,26. It can be easily incorporated in microsurgical courses, as it is a good teaching and training model for microsurgery trainees11,13,17,18,26. In our experience, although technically challenging in the beginning for the novice in microsurgery, after some training, the free epigastric flap can be successfully transferred to the neck of the rat with minimal to no subsequent necrosis in 70 to 80% of cases. These results concur with those generally reported in the literature13,18,36. 
Significance with respect to existing methods
Numerous free flaps have been described in the rat10,16,18,37-39. The most commonly used for teaching and research purposes have been the transverse rectus abdominis myocutaneous flap, the latissimus dorsi and serratus anterior muscle flaps, the hind limb replantation model, and the epigastric (groin) flap18,35. These flaps have been favored, due to their consistent anatomy and sizeable vascular pedicle. The epigastric flap is arguably the one associated with lesser donor site morbidity, as it dissected above the muscle fascia18. Moreover, the epigastric flap, described in 1967, was the first flap to be described in rats34,35. This occurred only 4 years after the first description of an experimental flap in an animal by Goldwyn. Interestingly, this flap was a groin flap in the dog34. 
Limitations of the technique
The two main limitations of this model are the need for microsurgical skills in order to carry out the surgery, and the presence of significant necrosis in 20 to 25% of cases, according to different authors13,18,36. Another potential limitation of the model herein presented is the auto cannibalism of the flap. However, as the authors above, this is an infrequent finding that almost only occurs in cases of total flap necrosis.
Future applications of the technique
The rat epigastric free flap can be used in experimental studies of tissue perfusion, tissue repair and surgical wound infection40,41. Its nutrient vessels are particularly suitable for intravascular injection of solutions containing substances of interest, namely drugs, viral vectors or liposomes, that will mostly produce a local or regional effect30,31. In addition, beneath the flap, pathogens, foreign bodies, radioactive seeds or chemicals can also be placed, mimicking several disease processes and potential treatments30,31.

Transferência de tecido livre tem sido cada vez mais utilizado na prática clínica para reconstruir tecidos desaparecidas desde a década de 1970 1-5. Isto permitiu a reconstrução de defeitos complexos e de outra maneira intratáveis resultantes da extirpação do tumor, trauma, infecções, malformações ou queimaduras 1-7. Os retalhos livres deste tipo são particularmente úteis para a reconstrução das regiões anatómicas altamente complexos, como aqueles da cabeça e pescoço, da mão, do pé, e o períneo 1,4. No entanto, ainda hoje estagiários cirúrgicos são frequentemente intimidados pela complexidade das várias etapas envolvidas na obtenção, transferência e insetting uma aba livre com a utilização de técnicas e instrumentos de microcirurgia 8,9. Além disso, é largamente aceite que para se tornar um microsurgeon proficiente, extensa práticas experimentais num modelo animal é obrigatória 4,8-13. Além disso, a investigação básica e translacionalna área de transferência de tecido livre é de grande 8,14-16 potencial clínico. Não obstante, os investigadores são frequentemente impedidas de utilizar modelos de microcirurgia de transferência de tecido devido à falta de informação sobre os aspectos técnicos envolvidos nos procedimentos operativos 4,8-14. O rato é um bom modelo animal para pesquisa e treinamento microcirúrgico, como é relativamente barato, fácil de manter, e passíveis de manipulação freqüente 8,11,13,14,17,18. Apesar de vários retalhos ósseos livre, músculo e pele foram descritas no rato 18-24, o retalho fasciocutâneo epigástrica livre é o mais amplamente utilizado para fins de ensino 9,12,13,18,25. Este retalho livre foi descrita pela primeira vez em 1967 por Strauch e Murray e ganhou popularidade crescente desde então, devido a vários fatores, anatomia ou seja constante vascular, relativa facilidade de dissecção, vasos nutrientes consideráveis, e redundância de pele na zona doadora, which permite o fechamento primário do defeito resultante da elevação do retalho 4,9-11,13,17,18,25-28. Flap Anatomia e Histologia A aba epigástrica é fornecido pela artéria epigástrica superficial e veia (Figura 1). Estes navios são originários a partir de e drenar para dentro da artéria femoral e da veia, respectivamente. Em média, o calibre da veia epigástrica superficial é de 0,6 a 0,8 mM, em contraste com os 0,3 a 0,5 mm de comprimento da artéria epigástrica superficial (Figura 2) 17,18. A artéria epigástrica superficial emite dois ramos principais: um lateral e um ramo medial, que por sua vez, dividir várias vezes, originando redes capilares que fornecem a maior parte do tegumento da região epigástrica. Esses capilares drenam para os afluentes das veias epigástricas superficiais que têm um curso paralelo à árvore arterial (Figura 2) 13,17,18. O diagrama na Figura 3 reapresenta a região da parede abdominal ventrolateral fornecido pelos vasos epigástricos superficiais que podem ser mobilizados no retalho epigástrica. Esta aba pode ser de até 5 cm de comprimento e 3 cm de largura 13,17,18. Histologicamente, a aba é constituída por o tegumento que cobre os músculos da parede abdominal ventrolateral (Figura 4) 13,17,18. Ele contém uma camada superficial da pele, formado pela derme e epiderme. Debaixo da pele existe uma camada de tecido adiposo chamado panículo adiposo. Abaixo dessa camada há outra camada de músculo estriado conhecido como panículo carnoso 18,28,29. Abaixo do panículo carnoso há tecido areolar frouxo que é superficial à fáscia profunda que cobre os músculos abdominais maiores. Por isso, o retalho é um bloco composto de tecidos, contendo todas essas camadas, exceto para a fáscia muscular profunda (Figura 5) 13,17,18,27-31.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Skin Skribe Surgical Skin Marker</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>31456</td>
			<td>https://www.mooremedical.com/index.cfm?/Skin-Skribe-Surgical-Skin-Marker/ 
			&#38;PG=CTL&#38;CS= 
			HOM&#38;FN=ProductDetail&#38; 
			PID=1740&#38;spx=1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro retractor</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>RS-6540</td>
			<td>http://www.finescience.de</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graeffe forceps 0.8 mm tips curved</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11052-10</td>
			<td>http://www.finescience.de</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acland clamps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00398 V</td>
			<td>http://www.merciansurgical.com/aclandclamps.pdf</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clamp applicator</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>CAF-4</td>
			<td>http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High-Temperature Cautery</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>AA03</td>
			<td>http://www.boviemedical.com/products_aaroncauteries_high.asp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>D-5a.2</td>
			<td>http://www.merciansurgical.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>JFA-5b</td>
			<td>http://www.merciansurgical.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>JF-5</td>
			<td>http://www.merciansurgical.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acland Single Clamps B-1V (Pair)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>396</td>
			<td>&#160;http://www.merciansurgical.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>67</td>
			<td>&#160;http://www.merciansurgical.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>EA7613-11</td>
			<td>&#160;http://www.merciansurgical.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>EA7652-14</td>
			<td>&#160;http://www.merciansurgical.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Derf Needle Holders 12 cm TC</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>703DE12</td>
			<td>&#160;http://www.merciansurgical.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monosyn 5-0</td>
			<td>B.Braun</td>
			<td>15423BR</td>
			<td>http://www.mcfarlanemedical.com.au/ 
			15423BR/ 
			SUTURE-MONOSYN-5_or_0-16MM-70CM-(C0023423)-BOX_or_36/pd.php</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethilon 5-0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>W1618</td>
			<td>http://www.farlamedical.co.uk/category_Ethilon-Suture-1917/Ethilon-Sutures/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dafilon 10-0</td>
			<td>B.Braun</td>
			<td>G1118099</td>
			<td>http://www.bbraun.com/cps/rde/xchg/bbraun-com/hs.xsl/products.html?prid=PRID00000816</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Veet Sensitive Skin Hair Removal Cream Aloe Vera and Vitamin E 100 ml</td>
			<td>Veet</td>
			<td></td>
			<td>http://www.veet.co.uk/products/creams/creams/veet-hair-removal-cream-sensitive-skin/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>7973</td>
			<td>http://www.millermedicalsupplies.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo needle holders</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12565-14</td>
			<td>http://s-and-t.ne</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight mosquito forcep</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>91308-12</td>
			<td>http://www.finescience.de</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cutasept F skin disinfectant</td>
			<td>Bode Chemie</td>
			<td></td>
			<td>http://www.productcatalogue.bode-chemie.com/products/skin/cutasept_f.php</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lacri-lube Eye Ointment 5g</td>
			<td>Express Chemist</td>
			<td>LAC101F</td>
			<td>http://www.expresschemist.co.uk/lacri-lube-eye-ointment-5g.html</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normal saline for irrigation</td>
			<td>Hospira, Inc.</td>
			<td>0409-6138-22</td>
			<td>http://www.hospira.com/en/search?q=sodium+chloride+irrigation%2C+usp&#38;fq=contentType%3AProducts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin Sodium Solution (5000IU/ml)</td>
			<td>B.Braun</td>
			<td></td>
			<td>http://www.bbraunusa.com/products.html?prid=PRID00006982</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam Metacam</td>
			<td>Boehringer Ingelheim</td>
			<td></td>
			<td>http://www.bi-vetmedica.com/species/pet/products.html</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat Lamp HL-1</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>727562</td>
			<td>https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/ 
			haisku3_10001_11051_39108_-1_ 
			HAI_ProductDetail_N_ 
			37610_37611_37613</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homeothermic Blanket System with Flexible Probe</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>507220F</td>
			<td>https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/ 
			haisku3_10001_11051_39108_-1_ 
			HAI_ProductDetail_N_ 
			37610_37611_37613</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry heat sterilizer</td>
			<td>Quirumed</td>
			<td>2432</td>
			<td>http://www.quirumed.com/pt/material-de-esterilizac-o/esterilizadores</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drapes</td>
			<td>Barrier</td>
			<td>800430</td>
			<td>http://www.molnlycke.com/surgical-drapes/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biogel Surgical Gloves</td>
			<td>Medex Supply</td>
			<td>30465</td>
			<td>https://www.medexsupply.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operating microscope</td>
			<td>Leica Surgical Microsystems</td>
			<td>10445319</td>
			<td>http://www.leica-microsystems.com/products/surgical-microscopes/</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a model of free tissue transfer: the rat epigastric free flap

Free tissue transfer has been increasingly used in clinical practice since the 1970s, allowing reconstruction of complex and otherwise untreatable defects resulting from tumor extirpation, trauma, infections, malformations or burns. Free flaps are particularly useful for reconstructing highly complex anatomical regions, like those of the head and neck, the hand, the foot and the perineum. Moreover, basic and translational research in the area of free tissue transfer is of great clinical potential. Notwithstanding, surgical trainees and researchers are frequently deterred from using microsurgical models of tissue transfer, due to lack of information regarding the technical aspects involved in the operative procedures. The aim of this paper is to present the steps required to transfer a fasciocutaneous epigastric free flap to the neck in the rat.
This flap is based on the superficial epigastric artery and vein, which originates from and drain into the femoral artery and vein, respectively. On average the caliber of the superficial epigastric vein is 0.6 to 0.8 mm, contrasting with the 0.3 to 0.5 mm of the superficial epigastric artery. Histologically, the flap is a composite block of tissues, containing skin (epidermis and dermis), a layer of fat tissue (panniculus adiposus), a layer of striated muscle (panniculus carnosus), and a layer of loose areolar tissue.
Succinctly, the epigastric flap is raised on its pedicle vessels that are then anastomosed to the external jugular vein and to the carotid artery on the ventral surface of the rat's neck. According to our experience, this model guarantees the complete survival of approximately 70 to 80% of epigastric flaps transferred to the neck region. The flap can be evaluated whenever needed by visual inspection. Hence, the authors believe this is a good experimental model for microsurgical research and training.

De acordo com a experiência dos autores de mais de dez anos usando o retalho livre epigástrica como um modelo de transporte gratuito tecido tanto no contexto de cursos de microcirurgia e para fins de pesquisa, a taxa de sobrevida do retalho depende um pouco sobre a destreza e experiência do cirurgião . De um modo geral, se os aspectos técnicos acima descritos são tomados em consideração, uma taxa de sobrevivência quase completo (&lt;10% de área de necrose) de cerca de 70% das abas é de se esperar. Cerca de 10% das abas apresentam necrose parcial (10-50%). Cerca de 20% das abas sofrem necrose completa. Uma taxa de sobrevivência quase completa a 80% foi obtida nos últimos 20 procedimentos realizados pelo primeiro autor (DC) (Figura 13). Durante os dois primeiros dias de pós-operatório, o retalho epigástrica livre é muitas vezes edematoso e apresenta algum grau de congestão venosa. Estes geralmente both subside gradualmente entre 3 e 5 dias após a cirurgia. Normalmente, durante a primeira semana, o rato remove a maioria dos pontos externos e parte das suturas subcuticulares, muitas vezes resultando em áreas dispersas de pequena deiscência da ferida (Figura 14). Após 10 dias, o cabelo lentamente começa a crescer sobre a superfície da aba. No final do primeiro mês após a cirurgia, a aba é geralmente coberta com cabelos ligeiramente mais curto do que a pele adjacente. Dois meses após a cirurgia, a presença do retalho é anunciado por uma pequena protuberância, e por uma cicatriz relativamente discretos em torno margens do retalho (Figura 14). canibalismo Auto do retalho é um achado raro que, na experiência dos autores, ocorre quase exclusivamente em casos de necrose total do retalho. <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig1.jpg" /> Figura 1: anatomia vascular do fla livre epigástricap. Esta fotografia mostra a região epigástrica esquerda de um rato previamente injectado com uma solução de vermelho do látex no sistema arterial e com uma solução de látex azul no sistema venoso. É possível observar que a região epigástrica recebe um suprimento de sangue axial da artéria epigástrica superficial e veia. Estes navios são originários a partir de e drenar para dentro da artéria femoral e da veia, respectivamente. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig1large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig2.jpg" /> Figura 2: Imagem de microscopia eletrônica de varredura de um elenco corrosão dos vasos epigástricos superficiais mostrando o fornecimento de sangue vascular microscópica para o retalho livre epigástrica. Esta imagem de microscopia eletrônica de varredura de um elenco corrosão da superfivasos epigástricos oficiais do rato mostra que a veia tem um calibre maior que a artéria. Em média, o calibre da veia epigástrica superficial é de 0,6 a 0,8 mM, em comparação com os 0,3 a 0,5 mm de comprimento da artéria epigástrica superficial. Esta imagem mostra também que a artéria epigástrica superficial origina dois ramos principais: um lateral e um ramo medial, que por sua vez, dividir várias vezes, originando redes capilares que fornecem a maior parte da região epigástrica. Esses capilares drenam para as tributárias da veia epigástrica superficial que têm um curso paralelo à árvore arterial. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig3.jpg" /> Figura 3: área potencial de uma aba livre epigástrica esquerda no rato. Este repre diagramaSents a região da parede abdominal fornecidos pelos vasos epigástrica superficial e que pode ser mobilizado na aba epigástrica. Esta aba pode ser de até 5 cm de comprimento e 3 cm de largura. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig3large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig4.jpg" /> Figura 4: A fotografia de uma seção manchada-eosina hematoxilina do retalho epigástrica. Esta secção corada hematoxilina-eosina da região epigástrica mostra que a aba epigástrica é composto do tegumento da região que abrange os músculos da parede abdominal. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig4large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> Figura 5: composição histológica do retalho epigástrica. A fotografia no lado esquerdo representa um corte manchado-eosina hematoxilina de uma aba epigástrica, ao passo que a fotografia no lado direito foi obtido a partir seção trichrome um Masson deste retalho. Estas duas figuras ilustram que a aba epigástrica do rato é um bloco composto, de tecidos. Ele contém uma camada superficial da pele, formado pela derme e epiderme. Debaixo da pele existe uma camada de tecido adiposo chamado panículo adiposo. Abaixo dessa camada há camada de músculo estriado conhecido como panículo carnoso. Abaixo do panículo carnoso existe uma fáscia profunda que cobre os músculos abdominais maiores e mais profundos. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig5large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura</a>. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig6.jpg" /> Figura 6. marcações de pele pré-operatórias na superfície ventral do rato antes da cirurgia. Esta fotografia ilustra as marcas na pele para as incisões utilizadas para levantar a aba epigástrica esquerda e, posteriormente, para inserir este retalho no aspecto ventral da região cervical esquerda. <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig7.jpg" /> Figura 7. Anatomia cirúrgica dos vasos nutrientes do retalho epigástrica sob o microscópio de funcionamento (aumento de 10x). Esta fotografia mostra a artéria epigástrica superficial e veia proveniente de drenagem e na artéria e veia femorais, respectivamente. A artéria circunflexa femoral lateral geralmente surge a partir do aspecto caudal do epi superficialartéria gástrica. A veia circunflexa femoral lateral tem um caminho semelhante e, geralmente, termina na veia epigástrica superficial. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig7large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig8.jpg" /> Figura 8. A aba epigástrica ex vivo de pedículo em seus vasos de nutrientes (a artéria epigástrica superficial e veia - A, V, respectivamente). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig8large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 9" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig9.jpg" /> Figura 9. vista operacional dadissecção da veia receptor, ou seja, a veia jugular externa, do lado esquerdo do pescoço (ampliação 6x). É possível observar o curso subcutânea das laterais da veia jugular externa para o esternocleidomastoideu. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig9large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 10" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig10.jpg" /> Figura 10. Visão de funcionamento da dissecção da artéria dador, ou seja, a carótida comum, no lado esquerdo do pescoço (10x). A artéria e nervo vago que o acompanha são expostas depois retraindo o esternocleidomastóideo e os músculos infra-hióideos, como mostrado. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig10large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão ampliada da t</a>sua figura. <img alt="Figura 11" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig11.jpg" /> Figura 11. Fotografia das anastomoses vasculares entre navios da aba e os vasos de destinatários no pescoço, como pode ser visto sob o microscópio cirúrgico (10x). Esta fotografia mostra a anastomose termino-lateral entre a carótida comum e as artérias epigástricas superficiais. Também é possível observar a anastomose término-terminal entre a epigástrica superficial e as veias jugulares externas. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig11large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 12" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig12.jpg" /> Figura 12. Fotografia da face ventral do ime rato<html> mente após a cirurgia. Observe que a zona doadora é facilmente fechada primariamente. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig12large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 13" src="/files/ftp_upload/55281/55281fig13.jpg" /> Figura 13. epigástrica sobrevivência retalho livre em 20 ratos operados consecutivamente, pelo primeiro autor (DC). Cinco ratos (20%) apresentaram necrose dos retalhos completa (casos 1, 4, 8, 13 e 15, representados pelos pontos vermelhos). Áreas de necrose dos retalhos foram determinadas usando o ImageJ software livre, como explicado em detalhe por Trujillo et al. 15. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig13large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> 14 &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 55281 / 55281fig14.jpg &quot;/&gt; Figura 14. Fotografias da aba epigástrica colocada no aspecto ventral do pescoço 4, 14 e 60 dias de pós-operatório. Quatro dias após a cirurgia, não é tipicamente alguns deiscência da ferida, como o rato retira os pontos. No entanto, a aba geralmente permanece no lugar. É possível analisar a aba diariamente por simples inspecção visual. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55281/55281fig14large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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