Name: dissection and immunofluorescent staining of mushroom body and photoreceptor neurons in adult drosophila melanogaster brains
Uploaded: 2017-11-06T16:45:00
Duration: 10 min 13 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains at JoVE.com

Vi vil gjerne takke Changhui Pak og Alysia Vrailas Mortimer for utgangspunktet undervisning SMK hjernen disseksjon teknikken. Vi takker også medlemmer av Ken Moberg lab, spesielt Chris runder, for kritisk lesing manuskriptet. Antistoffer gjenkjenne Fas2 (1 d-4) og chaoptin (24B10) ble innhentet fra utviklingsmessige studier Hybridoma banken. Antistoff 24B10 ble avsatt til DSHB med Seymour Benzer og Nansi Colley24,60,61, antistoff 1 d 4 ble avsatt til DSHB av Corey Goodman 22,23,56. Fly aksjer anskaffet fra Bloomington lager Center. Vi ønsker også å takke Ohio landbruket forskning og utvikling Center (OARDC) MCIC Imaging Center for bruk av AC confocal mikroskopet å image hjernen i figur 4A og B. SMK støttes av et stipend fra NICHD (1 R15 HD084241-01A1).

1. drosophila melanogaster genetikk og valgfrie varme sjokk prosedyrer
<ol><li>Når fluene har passert og F1 avkom er klekket, få kvinner og/eller menn av aktuelle genotype. Avhengig av regionen hjernen etterforsket, skal samles daglig og atskilt med sex slik at avhengig av alder og/eller dekket av hvit mønstre av hjernen kan lettere skilles. 
	Merk: Valgfritt: Hvis fluer brukes for mosaikk analyse med en Repressible celle markør (MARCM) analyse 12 , 47, embryoer larvene, eller pupae skal varme sjokkert over 37 ° C i 30-45 minutter til indusere mitotisk rekombinasjon. For å målrette bestemte regioner av sopp organer for MARCM analyse, bør varme sjokk være tidsbestemt Ifølge tidsplanen etter 12 og beskrevet i figur 5 B. Hvis bruker MARCM for å undersøke hjernen regioner enn sopp organer, skal piloten eksperimenter utføres for å fastslå den optimale fasen skal varme-sjokkert. Mens trinnene er skrevet i hensyn til eclosed flyr, pharate voksne kan også bli dissekert bruke fremgangsmåten når pupal saken er fjernet.</li>
</ol> 2. Disseksjon stasjon forberedelse <ol><li>posisjon stereomicroscope og lys kilde med tilknyttet fiber optisk goosenecks på en stor Borstemmaskin. Å fremme stødig håndbevegelser og redusere hånd &#34; riste &#34; mens dissekere, er det viktig at det finnes tilstrekkelig hånd og arm resten plass rundt mikroskopet. Kontroller at det er ca 8-10 inches på hver side av mikroskopet og 4-6 inches mellom foten av mikroskopet og kanten av benken.</li>
	<li>Fyll 2 eller 3 brønner i et glass 9-godt eller 3-vel parabolen med 1.0 mL PTN bufferen (0.1 M natrium fosfatbuffer pH 7.2, 0,1% ikke-ionisert surfactant, se materialer tabell for komplett buffer komponenter) og sted den dissecting ligger på is. Nylig dissekert hjernen vil bli overført til denne parabolen og lagret før fiksering trinnet.
	<ol><li>Merk: Hvis live bildebehandling, disseksjon bufferen skal 1 x fosfat bufret saltvann (PBS) eller HL3 buffer 48. Hvis intracellulær protein lokalisering, kan PBS også brukes som en alternativ buffer for disseksjon og fiksering. Etter fiksering, permeabilization av celle membraner skal deretter utføres med PTN vasker med 0,1% eller 0,3% ikke-ionisert vaskemiddel.</li>
		<li>Hvis PBS brukes for disseksjoner og fiksering, pipette-spisser skal skylles minst en gang med en detergent inneholder buffer (for eksempel PTN) slik at hjernen henger til plastikk pipe tips under overføring til microcentrifuge rør.</li>
	</ol></li> <li>Bruker en tom 35 mm glass eller plast Petriskål, konstruere en disseksjon parabol med en silikon-elastomer. Kort, bland elastomer komponentene ifølge produsenten &#39; s retninger, hell i 35 mm retter, og la den danner natten på en flat overflate. Elastomer inneholder disseksjon retter bør brukes til å beskytte fine tips av dissekere tang, som kan lett bli ødelagt hvis kontakt er gjort mellom tang og en hardere overflate, som et glass rett. Vi kjøper ofte kommersielt tilgjengelig silikon belagt retter fra nettforhandlere. For å øke kontrasten under disseksjoner, silikon elastomer disseksjon retter som inneholder deaktivert kull (og dermed farget svart) er spesielt nyttige.</li>
</ol> 3. Voksen hjernen disseksjon prosedyren <ol><li>Anesthetize 3-5 dagers gammel voksen D. melanogaster med CO 2 eller ved hjelp av is. Hvis bruker is, flyr plass ampullen inneholder flyr opp ned (plug slutt ned) i en isen bøtte for ~ 5 min. plassere ampullen oppned i isen hindrer bli lodged i maten. Når fluene har vært anesthetized, plassere fluene på et kaldt metall pute eller Petriskål sitter i isen eller på en CO 2 emitting fly pad. Hvis dissekere hjerner å analysere neurodegeneration, eldre fluer kan også brukes.</li>
	<li>Sted litt (150-200 µL) av PTN midt i disseksjon parabolen bruker en overføring pipette eller en p200 pipette for å opprette en &#34; boble &#34; av PTN. Plasser disseksjon rett under stereomicroscope og justere belysning og fokus slik at boblen av PTN fyller synsfelt og jevnt opplyst.</li>
	<li>Manipulere fluer slik at de &#34; buken opp &#34; (dvs., ventral side opp) mens du ligger på metall eller CO 2 pad.</li>
	<li>Bruke ett par #5 tang, forstå magen av en flue å være dissekert og holde tak i fly, helt senk det i PTN på disseksjon parabolen. 
	Merk: For resten av protokollen, alle trinnene bør utføres mens hodet er neddykket i PTN.</li>
	<li>Bruker et par #5 tang, forstå grunnlaget for den fly snabel og trekk på to par Tang fra hverandre koble fly hodet fra kroppen. Kast magen og brystkasse. I dette trinnet er det viktig at hodet ikke er utgitt og lov til å flyter på overflaten av PTN. Når hodet er flytende, kan det være svært vanskelig å forstå igjen uten å knuse hjernen. 
	Merk: Bruker denne metoden, er forbindelser mellom hjernen og ventrale kuttet. Hvis intakt forbindelser mellom disse områdene av CNS, bør en alternativ disseksjon protokoll, for eksempel 49 , 50, følges. Hvis snabel løsner fra fly hodet før hodet fjernes, vil det være et hull der Snabel var. I dette tilfellet forstå fly hodet på kanten av hullet i nærheten ett øye. Deretter fjerne hodet med en moderat mengde kraft mens du trekker to par av Tang fra hverandre. Noen ganger når hodet fjernes fra kroppen, gut og/eller ventrale nerve ledningen restene knyttet til hodet og må fjernes før du fortsetter dissection.</li>
	<li>Mens ett par tang fatter på snabel, sekundet par bør forstå mediale kanten av høyre fly øyet. Sakte, trekke Tang fra hverandre. Dette trinnet skal utføres med en liten mengde jevn kraft. Som tang sakte flytte fra hverandre, bør snabel trekk fra hodet og opprette et sentralt hull i hodet cuticle. Forkaste Snabel med de første par tang uten å slippe den mediale delen av høyre øye fra de andre parene. 
	Merk: Voksen D. melanogaster hjernen er i den caudal (dvs. bakre/bak) regionen fly hodet. Dermed bør fatte regionen av hodet unngås. Ideelt sett bare de rostral (dvs., foran) del av hodet nær mediale netthinnen skal fattast direkte av tang. Hjernen og tilknyttede luftrøret skal nå vises gjennom sentrale hullet i cuticle. På denne tiden, alle trevlet tråder på luftrøret stikker fra hullet kan bli fjernet og forkastet.</li>
	<li>Med andre par pinsett, forstå mediale kanten av venstre netthinnen (på kanten av sentrale hullet i hodet cuticle). Hvis du vil fjerne Netthinne og tilknyttede cuticle, trekkes langsomt Tang fra hverandre i 180 ° vinkel. Som netthinnen dissociates fra den underliggende optikk lobe, bør du føle litt bedre spenning. Gå sakte å unngå å rive optikk lobe. 
	Merk: Skille tang for fort i dette trinnet kan føre de rev av the optikk lobe eller forstyrrelse av sopp kropp strukturer. Noen ganger, cuticle fjernes men stykker av netthinnen vil forbli knyttet til optikk lobe. Hvis imaging sopp organer, er det ikke helt nødvendig å fjerne hele netthinnen. Analyse av andre hjernen områder (for eksempel netthinnen Nevron innervering av fiberoptisk hjernen lobes) kan imidlertid kreve netthinnen fjernes helt som beskrevet av 48 , 51. 
	Merk: Som netthinnen er langsomt atskilt fra den underliggende optikk flik av hjernen, optikk lobe bør være observerbare som en ugjennomsiktig hvit struktur dekket med hvite, trevlet luftrøret. Når en netthinnen er fjernet, kan det bli forkastet. Når du analyserer pathfinding retinal neurons, bør bestemt forsiktighet utvises i dette trinnet for å hindre skade optikk lobe. En fokusert på disseksjon og live bildebehandling av photoreceptor neurons er også tilgjengelige 48.</li>
	<li>Nå nøye fjerne så mye av synlig luftrøret som mulig. Luftrøret kan allerede inneholde eller senere fylle med luft, forårsaker hjerner til å flyte, og muligens tapt under senere immunostai-trinn. Hvis du vil fjerne luftrøret, plukke den utenfor hjernen med en veldig skarp #5 tang.</li>
	<li>Fjern gjenværende netthinnen og omkringliggende cuticle ved begge par tang til å forstå den mediale delen av venstre fly netthinnen. Nøye rive netthinnen i to for å fjerne deler av netthinnen og cuticle. I noen tilfeller beviser fjerner gjenværende cuticle uten å knuse hjernen spesielt utfordrende. I disse tilfellene vi har funnet at de gjenværende trådene ventrale kan i stedet fattast av ett par tang mens andre par tang nøye fjerne sist av cuticle.</li>
	<li>Bruker en p200 pipette, flytte dissekert hjernen til en brønn på 9 - eller 3-godt parabolen med PTN. Hjernen til den likt anleggspreg skal være gruppert sammen i samme godt og holdt på is. Hjernevev rettes innen én time etter disseksjon. Hjernen kan være fast i små grupper og samlet hvis et større antall hjerner. I de fleste tilfeller, en erfaren forsker kan vanligvis dissekere en hjerne og overføre den til glass samling parabol på ca 3-5 min.</li>
</ol> 4. Fiksering og Immunofluorescent flekker prosedyre <ol><li>bruker en p200 pipette, overføre dissekert hjernen fra 9-vel rett til en 0,5 mL microcentrifuge rør fylt med 0,5 mL 4% paraformaldehyde fortynnet i PTN. Minst 10-15 hjernen til den likt anleggspreg kan kombineres i en microcentrifuge tube. Alle trinnene (til montering av hjernen på lysbilder) er fullført i 0,5 ml microcentrifuge rør. 
	Advarsel: Paraformaldehyde (PFA) skal håndteres i avtrekksvifte. PFA avfall skal lagres og spesialavfall. 20% paraformaldehyde kjøpt i glass ampuller kan aliquoted inn i microcentrifuge rør og lagret ved 20 ° C til nødvendig.</li>
	<li>i avtrekksvifte, ruge hjerner i 4% paraformaldehyde etter 20 min med langsom fart rocking ved romtemperatur.</li>
	<li>Etter fiksering, tillate hjerner til å bosette til bunnen av microcentrifuge rør av tyngdekraften. 
	Merk: Noen ganger hjernen kan holde til side av microcentrifuge røret. Hvis dette skjer, er det vanligvis nyttig å dreie sidelengs røret mellom pekefingeren og tommelen eller svært forsiktig trykke røret på benken å fremme senkingen av hjernen.</li>
	<li>Fjern bindemiddel bruker en p1000 Pipetter og utføre to &#34; rask &#34; vasker med 500 µL av PTN, slik at hjernen til å bosette til bunnen av microcentrifuge røret mellom vasker. Under disse rask vasker, når alle hjernen har avgjort av tyngdekraften til bunnen av microcentrifuge røret, kan PTN umiddelbart utskiftes frisk buffer; ingen ekstra vask tid kreves. 
	Merk: Vanligvis forlater ekstra buffer i røret er best å risikere hjernen fjerning. Nøye undersøkelse pipette tips er ofte nødvendig å sikre at ingen hjerner har blitt feilaktig fjernet fra røret. Hvis hjerner har vært ved et uhell pipetted i spissen, dispensere dem tilbake i microcentrifuge røret, venter hjerne til å bosette seg og deretter fortsette å fjerne alle ekstra PTN er.</li>
	<li>Etter siste rask vask, bruke en p1000 pipette til å utføre tre &#34; lang &#34; vasker: legge til 500 µL av PTN og vask for 20 min ved romtemperatur på en rocker/nutator. Alle fremtidige &#34; lang &#34; vasker bør være i 20 minutter. 
	Merk: Etter disse vasker, fast hjernen kan være lagret over natten ved 4 ° C i PTN.</li>
	<li>Fjerne siste vask med en p1000 pipette og Inkuber hjernen på en rocker eller nutator i romtemperatur i 0,5 mL blokkerer løsning [PTN + 5% normal geit serum (NGS)] for minst 30 min ved romtemperatur.
	<ol><li>Geit sekundære antistoffer brukes i påfølgende protokollen trinn. Hvis sekundære antistoffer fra en annen art vil bli brukt, normal serum fra at arter (snarere enn NGS) bør brukes i løsningene blokkerer og antistoff.</li>
	</ol></li> <li>Bruker en p1000 pipette, fjerne blokkering løsning og legge primære antistoffer fortynnet i PTN (PTN + 5% NGS + utvannet primære antistoff). Når du bruker en primær antistoff for første gang, den optimale fortynning som antistoff bør fastsettes empirisk. 
	Merk: For å visualisere sopp kroppen nerveceller, antistoffer gjenkjenne Fas2 blir vanligvis brukt. Disse antistoffene er tilgjengelige fra utviklingsmessige studier Hybridoma Bank (DSHB) som antistoff 1 d 4 og bør fortynnes 1:20 i PTN + 5% NGS. 
	Merk: For å visualisere photoreceptor nerveceller, antistoffer gjenkjenne chaoptin blir vanligvis brukt. Chaoptin antistoffer er tilgjengelige fra DSHB som antistoff 24B10 og bør fortynnes 1:20 i PTN + 5% NGS. 
	Merk: Fiksering prosessen vanligvis eliminerer fluorescens fra fluorescerende protein som grønne fluorescerende protein (GFP). Derfor, når du bruker MARCM til å analysere axonal veiledning av individuelle MB neurons, bruke et antistoff gjenkjenne GFP.</li>
	<li>Ruge hjerner i primære antistoff løsning på en rocker/nutator 2-3 netter på 4 ° C.</li>
	<li>Etter inkubasjon med primære antistoffer tillate hjerner til å bosette til bunnen av microcentrifuge rør og deretter fjerne den primære antistoff løsningen.</li>
	<li>Bruker en p1000 pipette, utføre 2 &#34; rask &#34; vasker og 3 &#34; lang &#34; 20 min vasker med 0,5 mL PTN som beskrevet ovenfor i trinn 4.4 og 4.5, nøye slik at hjernen for å slå av tyngdekraften til bunnen av microcentrifuge røret mellom hver Wash</li>
	<li>Incubate hjernen for 3t ved romtemperatur med riktig fluorescently-merket sekundære antistoffer. Sekundær antistoffer er vanligvis utvannet i 0,5 mL av PTN + 5% NGS i en konsentrasjon av 1:200. 
	Merk: Når fluorescerende sekundære antistoffer er lagt, hjernen bør holdes i mørket for resten av eksperimentet. 
	Merk: I tilfelle gjenværende GFP fluorescens gjenstår, når MARCM analyse det anbefales å bruke en sekundær antistoff merket med en fluorophore har lignende eksitasjon/utslipp bølgelengder som GFP (f.eks Fluoroscein isothyocyanate (FITC) eller Alexa488).</li>
	<li>Etter videregående antistoff inkubasjon tillate hjerner til å bosette til bunnen av microcentrifuge rør og fjerne sekundære antistoff løsningen.</li>
	<li>Utføre 2 &#34; rask &#34; vasker og 3 &#34; lang &#34; 20 min vasker med 0,5 mL PTN som beskrevet ovenfor i trinn 4.4 og 4.5, nøye slik at hjernen for å bosette til bunnen av microcentrifuge rør mellom hver Wash</li>
	<li>Etter tredje &#34; lang &#34; 20 min vask, bruk en p200 pipette fjerne så mye buffer som mulig.</li>
	<li>Legge til 75 µL av fluorescerende anti-fade montering middels til hjernen. Pipetter hjerner og montering medium i pipette spissen en gang å blande. Ikke invertere røret siden hjernen sitter fast på cap eller sider av microcentrifuge røret. 
	Merk: Etter suspensjon av hjernen i montering medium, rør kan innpakket i aluminiumsfolie å bremse fluorophore slukke og lagret på 4 ° C over natten. Hvis nødvendig, hjernen kan lagres i flere dager på 4 ° C, men bør ideelt monteres på lysbilder snarest.</li>
</ol> 5. Montering voksen D. melanogaster hjernen på mikroskopet lysbilder og bildebehandling <ol><li>bygge en &#34; bro &#34; lysbilde. Plasser to &#34; base &#34; coverslips ca 1 cm fra hverandre på et positivt ladet lysbilde. Kontroller at positivt ladede siden av lysbildet vender. Overholde coverslips til lysbildet som fingernegl polsk som vist i Figur 3 A. Det er vanligvis nyttig å forsegle hver base cover slip med negl polsk å sikre montering media ikke veken under disse base dekket slips tre ytterkant. La fingernegl polsk tørke (10-15 min) før du fortsetter.</li>
	<li>Plasser lysbildet under stereomicroscope og Pipetter montering media løsning som inneholder dissekert hjernen i mellomrommet mellom de to coverslips. For å gi mer kontrast, er det nyttig å manøvrere svanehals lysene slik at de er parallelle med benk toppen.</li>
	<li>Fjern ekstra montering media fra lysbildet med en pipette, være forsiktig med å Pipetter hjernen ut av lysbildet.</li>
	<li>Veken bort ekstra montering medier. Det gjør hjernen skal plasseres mer presist i neste trinn.</li>
	<li>Med et par pinsett og stereomicroscope, plassere hjernen på lysbildet i et rutenettmønster med antennal lobes vender opp.</li>
	<li>Plasserer en cover slip (den &#34; bro &#34;) over hjernen ( Figur 3 A). Bruke fingernegl polsk for å forsegle sidene av broen cover slip der de kontakte den &#34; base &#34; cover følgesedler.</li>
	<li>Bruker en p200 pipette, sakte fylle center hulrommet under broen med fersk monterer medier ( Figur 3 B). Plasser en dråpe om gangen i åpne utkanten av center dekkglassvæske og la montering media å veken under center bro dekkglassvæske. Fortsett til hele hulrommet er fylt med montering media, og forsegle toppen og bunnen med klart fingernegl polsk.</li>
	<li>Når den fingernegl polske er tørt, bilde lysbildene umiddelbart eller lagrer i en lystette stramt lysbildet på -20 ° C.</li>
	<li>Innen en uke, image hjernen ved hjelp av laser-skanning AC confocal mikroskop med eksitasjon lasere og filtrere kuber passer til valgt fluorescerende sekundære antistoffer. Z-stakk bilder av sopp kroppen nerveceller hentes vanligvis 20 X eller 40 X mål. Avbildning av netthinnen photoreceptor neurons kan kreve høyere forstørrelse.</li>
</ol>

Forfatterne erklærer at de har ingen konkurrerende økonomiske interesser.

Disseksjon og visualisering metoden beskrevet over kan brukes i en rekke immunostaining og live tenkelig søknadene. Vi har skissert en generell immunostai-protokoll og har fremhevet en måte der MARCM kan brukes til å visualisere axonal morfologi av individuelle sopp kroppen nerveceller. Dessuten, disse generelle framgangsmåtene kan også brukes for imaging andre hjernen regioner i fast eller nylig dissekert voksen hjerner48,65. Live bildebehandling kan gi en mer effektiv fremgangsmåte når analysere uttrykk mønstre enhancer feller, reporter gener eller etterligne linjer66, for eksempel. Å hindre fange gjenstander fra celledød under live bildebehandling av GFP i unfixed vev, hjernen bør være dissekert i 1 x fosfat bufret saltvann (PBS) eller HL3 media48montert på broen lysbilder i 1 x PBS (eller HL3) og fotografert i mindre enn 15-20 min. omsorg bør også tas å fjerne så mye luftrøret som mulig fra dissekert hjernen før bildebehandling, siden det kan forstyrre visualisering av GFP fluorescens.
Mens flekker betingelser for å vurdere morfologi av sopp kropp og photoreceptor neurons er relativt godt etablert24,61,67, lokalisering av et bestemt protein av interesse i disse celle kanskje krever omfattende feilsøking og optimalisering. Spesielt skal flere viktige tiltak, inkludert antistoff fortynning, blokkerer buffer komponent konsentrasjon og fiksering, være optimalisert for å generere mest reproduserbare og pålitelige resultater. Først bør den optimale konsentrasjonen av primære antistoff fastsettes. Selv om kommersielt tilgjengelig antistoffer ofte har en foreslått fortynning (og vi ofte først starte med den konsentrasjonen), disse verdiene avgjøres sjelden empirisk på Drosophila vev. Derfor teste en rekke primære antistoff fortynninger som rekkevidde over og under produsentens Start forslag ofte resulterer i mer spesifikk farging. Mens primære antistoff fortynning kan ha en betydelig effekt på flekker nøyaktighet og bør kan nettopp bestemmes, tid hjernen er ruges i primære antistoff som inneholder kan løsninger variere betydelig med liten effekt på det samlede resultatet. For eksempel har vi observert lignende resultater når rugende dissekert hjerne med Fas2 antistoffer primære antistoffer for to, tre eller enda fire dager på 4 ° C. Selv om vi anbefaler minst to netter, har vi også ruges hjerner i primære antistoff løsning for en enkelt natt og fått reproduserbar flekker. Viktigere, hjelper begrense tiden hjerner er ruges i sekundære antistoffer til 3t ved romtemperatur (eller en natt på 4 ° C) grense uspesifisert binding av sekundær antistoffer til hjernevev.
Andre, kan det være nødvendig å bruke flere "blocking" reagenser for å eliminere uønskede bakgrunn signal. Alternativene inkluderer øker konsentrasjonen av NGS ~ 10%, legge til 1-10% Bovine Serum Albumin (BSA) til blokkering og primær/sekundær antistoff løsninger eller før adsorpsjon av primære antistoffer overnatting på 4 ° C med Drosophila embryo (se Referanse68, avsnitt 2.9, trinn 3).
Mens vi har skrevet ovenfor protokollen bruker PTN som foreslåtte bufferen for alle fiksering, kan vask, og antistoff inkubasjon trinn, vev fiksering i andre buffere (som PLP og PEM, oppført i Materialer tabell) resultere i dype forskjeller i signalstyrken. For eksempel har tidligere studier vist at Cyclin E er undetectable i larver imaginal plater når vev er løst i tradisjonelle 4% paraformaldehyde fortynnet i PBS, men er klart synlig når vev er løst i PLP buffer (Ken Moberg, personlig kommunikasjon, og referanse69). Endringer i bufferen komponenter, endre klokkeslett og temperatur for vev fiksering kan også påvirke immunofluorescent flekker og kan bestemmes empirisk hvis nødvendig. Vanligvis fiksering tid skal være lang nok å tillate tilstrekkelig crosslinking av cellulære komponenter og langsiktig vedlikehold av samlet mobilnettet morfologi samtidig begrenset nok til å unngå over-crosslinking og "begrave" av protein epitopes. Derfor når utgangspunktet optimalisere flekker betingelsene for en nyervervede primære antistoff, vi vanligvis begrenser fiksering tid til ca 20 min og ofte løse vev på kaldere temperaturer.
Flere kontroller skal inkluderes i alle immunofluorescence eksperiment for å undersøke spesifisiteten av primære og sekundære antistoffer og effekten av effekter av transgener/genetisk bakgrunn på observerte fenotypen. For å fastslå om primære antistoffer brukes spesielt gjenkjenner protein av interesse, skal vev fra fluer mangler dette protein og/eller vev overexpressing proteinet inkluderes som kontroller. Tillegg av overflødig renset antigen protein kan også bli inkludert for å finne ut om det primære antistoffet gjenkjenner andre epitopes i fly hjernen. Til slutt, alle fluorescerende signal når primære antistoffer utelates representerer uspesifisert binding av valgte sekundære antistoffer.
Flere viktige kontroller bør også inkluderes for å vurdere bidrag av genetisk bakgrunn eller tilstedeværelse av effekter av transgener til farging intensitet eller neuronal morfologi. For eksempel fluene brukes i MARCM eksperimentet i figur 5 inneholder flere effekter av transgener (hsFLP, UAS-CD8-GFP, FRT82B, badekar &#62; GAL80 og OK107-GAL4), hver bør analyseres separat for effekter på sopp kroppen morfologi. På en aller minste, sjampinjong kropp morfologi av fluer bør som inneholder både OK107-GAL4 og UAS-CD8-GFP bli analysert. Det kan også være nødvendig å vurdere effekten av varme sjokk og Flp recombinase produksjon på sopp kropputvikling ved å analysere fluer som inneholder både hsFLP og FRT82B. Selv om MARCM kan gi betydelig innsikt om et bestemt protein selvstendig kontrollerer axonal veiledning, kan antall kontroller å nøyaktig denne konklusjonen være en mindre begrensninger av denne teknikken. Mindre komplisert eksperimenter gjelder også lignende kontroller. For eksempel tar et eksperiment der GAL4/UAS systemet brukes i kombinasjon med en RNAi transgene å pusse uttrykk for et protein av interesse for alle neurons. I dette eksperimentet, minst to effekter av transgener vil være til stede: en pan-nevrale GAL4-driver, for eksempel elav-GAL4, og UAS-RNAi transgene. Morfologi av sopp kroppen nerveceller i fluer som inneholder hvert av disse effekter av transgener alene bør undersøkes i tillegg til eksperimentelle tilstanden der flyr havn både effekter av transgener i samme fly.
Til slutt, for å avgjøre om protein av interesse uttrykt i sopp kroppen nerveceller er det vanligvis nødvendig å co flekken hjernen med antistoffer mot Fas2. Fluorescerende proteiner som GFP og RFP membranen bundet CD8-GFP kan eventuelt også uttrykkes ved hjelp av GAL4/UAS systemet og brukt i kombinasjon med antistoffer gjenkjenne protein av interesse. Siden Fas2 bare gjenkjenner fasciculated axons som sopp kroppen α og β lobes, har bruk av GAL4-drevet, membran-bundet CD8-GFP vært spesielt nyttig for merking sopp kroppen nerveceller.
Feil i axonal veiledning er ofte ikke 100% penetrant og selv hjernen til den likt anleggspreg kan vise noen variasjon. Derfor når analysere nylig generert mutant alleler feil i sopp kroppen eller photoreceptor pathfinding, skal en kombinasjon av forskjellige alleler og tilnærminger benyttes. De fleste studier i litteraturen bruker flere ulike tilnærminger til å undersøke om et protein spiller en celle autonome rolle i å kontrollere axonal veiledning: jeg) analyse av pathfinding mangler i homozygous null fluer (fortrinnsvis med forskjellige null alleler), ii) analyse av pathfinding mangler i fluer mangler protein bare interesse neurons (vanligvis via RNAi), iii) MARCM analyse av pathfinding feil og iv) redde eksperimenter der genet er nytt uttrykt i nervecellene i homozygous null flyr. Ideelt sett bør flere dusin hjerner per genotype bli analysert for feil i neuronal morfologi.
Selv om protokollen beskrevet her hovedsakelig fokuserer på immunofluorescent lokalisering av proteiner i fast vev, blir flere fremtidige anvendelser av denne teknikken utviklet til bildet live hjernevev. Når hjernen er dissekert (vanligvis i celle kultur medier), kan de deretter kultivert i flere dager på 25 ° C. Disse ex vivo culturing metoder blir utviklet for å undersøke en rekke biologiske prosesser, som protein aktivitet som fremmer axon regenerasjon etter skade70,71, intracellulær signalnettverk dynamics72, og nevrale utvikling73.

Selv om Drosophila nervesystemet er mindre enn mennesker og gnagere, gir sin kompleksitet en kraftig, imøtekommende modell for å forstå sine virveldyr kolleger. I mange tilfeller kode genomer virveldyr og fluer ligner proteiner som styrer mekanismer av nervesystemet utvikling. Faktisk, kreves mange av genene for neuronal utvikling i virveldyr har orthologs i fluer, inkludert de som er involvert i signalveier at kontroll mønstre, neurogenesis og axonal veiledning1,2,3 ,4,5. Netrin er for eksempel en ligand kreves for axonal veiledning i pattedyr og D. melanogaster6,7,8. Mens netrin var opprinnelig isolert fra embryonale chick hjernen vev6, har studier avdekket at netrin spiller en bevart rolle under utviklingen av embryonale sentralnervesystemet (CNS) i Drosophila8. Andre studier har brukt genetisk skjermer i embryonale Drosophila CNS for å identifisere bevarte ligander og reseptorer kreves for pathfinding i både Drosophila og virveldyr9.
Mens embryonale fly CNS har vært brukt mye i siste for å identifisere ligander reseptorer og intracellulær signalnettverk proteiner kreves for axonal veiledning8,9, har siste verk undersøkt måtene som mange av disse proteinene også styre pathfinding beslutninger under senere stadiene av utviklingen. Spesielt har sopp kroppen (MB) og retinal photoreceptor nervecellen utvikling (figur 1) gitt innsikt i mekanismer som kontroll pathfinding, synapse formasjon, axon beskjæring og flere andre aspekter av neuronal utvikling10,11,12,13,14,15,16,17. Photoreceptor neurons koble fly netthinnen til områder av voksen hjernen kalt lamina og forlengede og er avgjørende for videresending visuell informasjon til hjernen (anmeldt av18,19), mens sopp kroppen nerveceller sentralt ligger i fly hjernen og kreves for læring og hukommelse20,21. Både photoreceptor neurons og iboende neurons av sopp organer, kalt Kenyon celler, benytte evolusjonært bevarte diffusible og kontakt-avhengige axonal veiledning mekanismer for å finne sine etter synaptic mål. I tillegg til å være synlig i voksen fluer, kan photoreceptor og MB neurons også direkte visualiseres i larver og pupae antistoffer eller reporter, gener,22,,23,,24,,25. Muligheten til å enkelt visualisere disse to sett av neurons på ulike utviklingsmessige tidspunkt har fremmet bruken som suveren modeller for mange aspekter av neuronal utvikling.
I tillegg brukes som modell for å forstå mekanismene av normal nervesystemet utvikling, har nyere studier vist at fluer kan også tjene som nøyaktige modeller av en rekke menneskelige sykdommer, inkludert skjøre X syndrom (FXS)26 , Intellektuelle funksjonshemming (ID),27,,28,,29,,30,,31, og andre32. For eksempel for å studere molekylære funksjonen til ZC3H14, et gen nylig knyttet til menneskelige intellektuelle handikap, vi opprettet et fly modell av ID ved å bruke en null allelet fly ZC3H14 ortholog, kalt Nab230. Fluer mangler Nab2 har alvorlige minne impairments og utvidet poly(A) haler, recapitulating hva er observert i menneskelige pasienter eller pasienten avledet cellen linjer33,34. Viktigere, vise fluer mangler Nab2 også alvorlig hjernen morfologi defekter i deres voksen sopp organer34, analog med hva er observert i fluer mangler FXS syndrom genet, FMR135. Dermed kan fluer tjene som en viktig modell organisme både normale hjernens utvikling og sykdommer som forstyrrer den.
Til slutt, tilgjengelighet av høy gjennomstrømning metoder å overvåke atferd, kombinert med det store utvalget av tilgjengelige genetisk verktøy, gjør Drosophila en modell organisme valgfrihet for å identifisere områdene av hjernen som kontrollerer komplekse atferd, som læring og hukommelse, søvn, frieri, tørst og andre36,37,38,39. Et spesielt nyttig verktøy som er i midten av et fly genetiker "verktøykasse" er GAL4/UAS systemet (figur 2). Dette systemet40,41 bruker vev bestemte uttrykk for Gal4 transcriptional aktivator for å forhøye uttrykket av gener eller effekter av transgener nedstrøms av en oppstrøms aktivere sekvens (UAS). Modifikasjoner av dette systemet har tillatt forskere til, for eksempel kontroller nøyaktig excitability av bestemte neurons42,43, overexpress eller sammenleggbare bestemte gener rundt44, 45, analysere sanntid kalsium dynamikken i vivo46og express reporter gener merke neuronal overleveringslinjer41. Kombinasjonen av GAL4/UAS systemet med mitotisk rekombinasjon også tillatt for etableringen av mosaikk analysen med en Repressible celle markør (MARCM) system12,47. MARCM har blitt brukt mye i enkelt Nevron sporing for å identifisere mobilnettet signalnettverk komponenter kreves for axonal veiledning12,47. Selv om disse og andre teknikker har gitt en rekke verdifulle innsikt på cellulære mekanismer kreves for nervesystemet fungerer, krever de fleste at Drosophila hjernen først være dissekert; forsiktig fjerning av hjernen er nødvendig for å beholde riktig hjernen morfologi og tilkobling mønstre mellom områder av hjernen. Følgende protokollen bruker sopp kropp og photoreceptor nerveceller someksempel neuronal populasjoner som fører deg gjennom dissection og immunofluorescent flekker av voksen Drosophila hjerner.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Microdissection forceps/tweezers</td>
			<td>Ted Pella</td>
			<td>505-NM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard dishes</td>
			<td>Living Systems Instrumentation</td>
			<td>DD-50-S-BLK</td>
			<td>Available from amazon.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fas2 Antibody</td>
			<td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td>
			<td>1D4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chaoptin Antibody</td>
			<td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td>
			<td>24B10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GFP Antibody</td>
			<td>Aves Lab</td>
			<td>GFP-1010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa488 goat anti-mouse secondary antibody</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>A-11001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa488 goat anti-chicken secondary antibody</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>A-11039</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa647 goat anti-mouse secondary antibody</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>A-21236</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20% paraformaldehyde</td>
			<td>Electron Microscope Services</td>
			<td>RT15713</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VectaShield</td>
			<td>Vector Labs</td>
			<td>H-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SuperFrost Plus Slides</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>99-910-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverslips</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>12-553-454</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na Phosphate Buffer monobasic</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S3139</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na phosphate Buffer dibasic</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S3264</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X 100</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>X100-100ml</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fingernail polish</td>
			<td>Electron Microscope Services (EMS)</td>
			<td>72180</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>stereomicroscope</td>
			<td>Leica S6D with KL300 LED light source</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9-well dish (spot plate)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89090-482</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>nutator/rocker</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>22-363-152 or 88-861-041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35mm dish</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>32-103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>50-366-794</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipe</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>06-666</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potential Fixation Buffers</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PTN Buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>0.1M NaPhosphate, pH 7.2, 0.1% Triton-X-100, Typically make up 0.5 L of 0.1M NaPhosphate buffer and aliquote 50ml at a time as needed</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PLP buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>2% paraformaldehyde, 0.01M NaI04, 0.075M Lysine, 0.037M NaPO4, pH 7.2, Dissolve 0.36 g lysine in 10 ml H2O + 7.5 ml 0.1 M NaH2PO4 pH 7.2 + 2.5 ml 0.1 M Na2HPO4 on ice. Immediately before use, mix 15 ml of this buffered lysine solution with 50 mg NaIO4 (sodium periodate) + 2ml of the 20% high grade paraformaldehyde (EMS) + 3ml H2O</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PEM buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>0.1M PIPES pH 7.0, 2mM MgS04, 1mM EGTA, This buffer can be conveniently made as a 2x stock and diluted with 8% paraformaldehyde (PFA) to give a final concentration of 4% PFA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fly Stocks available from Bloomington</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>elav (c155)-GAL4</td>
			<td></td>
			<td>BL458</td>
			<td>Pan-neuronal GAL4 driver</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>w*;;;OK107-GAL4</td>
			<td></td>
			<td>BL 854</td>
			<td>GAL4 driver for all mushroom body neurons (OK107-GAL4 insertion is on the 4th chromosome)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w(67c23); c739-GAL4</td>
			<td></td>
			<td>BL 7362</td>
			<td>GAL4 driver for alpha and beta lobes (on 2nd chromosome)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w(67c23); c739-GAL4, UAS-CD8-GFP</td>
			<td></td>
			<td>BL 64305</td>
			<td>GAL4 driver for alpha and beta lobes, also contains UAS-CD8-GFP</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>w*; 201Y-GAL4</td>
			<td></td>
			<td>BL 4440</td>
			<td>GAL4 driver for primarily the gamma lobes of mushroom body (on 2nd chromosome)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w(67c23); 201Y-GAL4, UAS-CD8-GFP</td>
			<td></td>
			<td>BL 64296</td>
			<td>GAL4 driver for mushroom body gamma lobes, also contains UAS-CD8-GFP</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>w*, elav (c155)-GAL4, hsFLP; FRTG13, Tub&#62;Gal80/CyO</td>
			<td></td>
			<td>BL 5145</td>
			<td>MARCM stock, contains FRT site and GAL80 on 2nd chromosome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>w*, elav (c155)-GAL4, hsFLP, UAS-CD8-GFP</td>
			<td></td>
			<td>BL5146</td>
			<td>MARCM stock, contains hsFLP, pan-neuronal GAL4, and CD8-GFP on X chromosome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w*, hsFLP, UAS-CD8-GFP;;FRT82B, Tub&#62;GAL80/TM3, Sb(1);OK107-GAL4</td>
			<td></td>
			<td>BL 44408</td>
			<td>MARCM stock for flipping 3rd chromosome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w*, hsFLP, UAS-CD8-GFP;FRT40A, Tub&#62;GAL80;OK107-GAL4</td>
			<td></td>
			<td>BL44406</td>
			<td>MARCM stock for flipping 2nd chromosome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>w*, hsFLP, tub&#62;GAL80, FRT19A; UAS-CD8-GFP/CyO;;OK107-GAL4</td>
			<td></td>
			<td>BL 44407</td>
			<td>MARCM stock for flipping X chromosome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w*; UAS-CD8-GFP/CyO</td>
			<td></td>
			<td>BL 5137</td>
			<td>GFP labels cell surface (CD8 is a transmembrane protein)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w*; FRTG13, UAS-CD8-GFP</td>
			<td></td>
			<td>BL 5139</td>
			<td>MARCM stock, contains FRT site and CD8-GFP on 2nd chromosome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w*, hsFLP, UAS-CD8-GFP; Pin(1)/CyO</td>
			<td></td>
			<td>BL 28832</td>
			<td>MARCM stock, contains hsFLP and CD8-GFP on X chromosome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>w*; FRTG13, Tub&#62;GAL80</td>
			<td></td>
			<td>BL 5140</td>
			<td>MARCM stock, contains FRT site and GAL80 on 2nd chromosome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w*;; FRT82B, Tub&#62;GAL80</td>
			<td></td>
			<td>BL 5135</td>
			<td>MARCM stock, contains FRT site and GAL80 on 3rd chromosome</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

dissection and immunofluorescent staining of mushroom body and photoreceptor neurons in adult drosophila melanogaster brains

Nervesystemet utvikling omfatter en sekvensiell serie av hendelser som koordineres av flere signalveier og regulatoriske nettverk. Mange av proteiner involvert i disse baner er evolutionarily konservert mellom pattedyr og andre eukaryoter, for eksempel frukt fly Drosophila melanogaster, noe som tyder på at lignende organisering prinsipper finnes under utviklingen av disse organismer. Viktigere, har Drosophila vært brukt mye å identifisere cellulære og molekylære mekanismer regulere prosesser som kreves i pattedyr inkludert neurogenesis, differensiering, axonal veiledning og synaptogenesis. Fluer har også blitt brukt med hell å modellere en rekke menneskelige neurodevelopmental sykdommer. Her beskriver vi en protokoll for trinnvis microdissection, fiksering og immunofluorescent lokalisering av proteiner i voksen Drosophila hjernen. Denne protokollen fokuserer på to eksempel neuronal bestander, sjampinjong kroppen nerveceller og retinal fotoreseptorer, og inkluderer valgfrie trinnene for å spore individuelle sopp kroppen nerveceller med mosaikk analyse med en Repressible celle markør (MARCM)-teknikk. Eksempeldata fra både vill-type og mutant hjerner vises sammen med en kort beskrivelse av en kriteriene for axonal veiledning mangler. Mens denne protokollen høydepunkter to veletablerte antistoffer for å undersøke morfologi av sopp kropp og photoreceptor nerveceller, andre Drosophila hjernen regioner og lokalisering av proteiner i andre områder av hjernen kan også være undersøkt bruker denne protokollen.

Watch this Scientific Journal Video about Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains at JoVE.com

Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains

Denne protokollen beskriver disseksjon og immunostai-av voksen Drosophila melanogaster hjernen vev. Spesielt fremhever denne protokollen bruken av Drosophila sopp kropp og photoreceptor nerveceller som eksempel neuronal delsett som nøyaktig kan brukes å avdekke generelle prinsipper mange aspekter av neuronal utvikling.

Disseksjon og Immunofluorescent flekker av sopp kropp og Photoreceptor Neurons i voksen Drosophila melanogaster hjernen

Nervous system development involves a sequential series of events that are coordinated by several signaling pathways and regulatory networks. Many of the ...

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains

Assaying Blood Cell Populations of the Drosophila melanogaster Larva

Assaying Blood Cell Populations of the Drosophila melanogaster Larva

Analyse av blodcellepopulasjoner i<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Larva

In vertebrates, hematopoiesis is regulated by inductive microenvironments (niches). Likewise, in the invertebrate model organism&#160;Drosophila ...

Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

Oppdragelse bananflue<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Under Axenic og gnotobiotiske betingelser

The influence of microbes on myriad animal traits and behaviors has been increasingly recognized in recent years. The fruit fly Drosophila melanogaster is ...

Dissection and Staining of Drosophila Pupal Ovaries

Dissection and Staining of Drosophila Pupal Ovaries

Disseksjon og flekker av Drosophila Pupal eggstokkene

Unlike adult Drosophila ovaries, pupal ovaries are relatively difficult to access and examine due to their small size, translucence, and encasing within a ...

Thawing, Culturing, and Cryopreserving Drosophila Cell Lines

Thawing, Culturing, and Cryopreserving Drosophila Cell Lines

Tiner dyrking og Cryopreserving Drosophila linjer

There are currently over 160 distinct Drosophila cell lines distributed by the Drosophila Genomics Resource Center (DGRC). With genome engineering, the ...

Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster

Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster

Metoder for å teste endokrine forstyrrelser i Drosophila melanogaster

In recent years there has been growing evidence that all organisms and the environment are exposed to hormone-like chemicals, known as endocrine disruptor ...

Assay for Blood-brain Barrier Integrity in Drosophila melanogaster

Assay for Blood-brain Barrier Integrity in Drosophila melanogaster

Analysen for Blood-Brain Barrier integritet i Drosophila melanogaster

Proper nervous system development includes the formation of the blood-brain barrier, the diffusion barrier that tightly regulates access to the nervous ...

Dissection and Live-Imaging of the Late Embryonic Drosophila Gonad

Dissection and Live-Imaging of the Late Embryonic Drosophila Gonad

Disseksjon og live-imaging av sen embryonal drosophila Gonad

The Drosophila melanogaster male embryonic gonad is an advantageous model to study various aspects of developmental biology including, but not limited to, ...

Imaging Live Brain Explants from Drosophila melanogaster Third Instar Larvae

Live-Cell Imaging of Drosophila melanogaster Third Instar Larval Brains

Investigating Asymmetric Cell Division Dynamics: A Protocol for Live-Imaging of Drosophila Larval Brain Explants (Video) | JoVE

Live-Cell Imaging av Drosophila melanogaster Tredje Instar Larval Brains

Drosophila neural stem cells (neuroblasts, NBs hereafter) undergo asymmetric divisions, regenerating the self-renewing neuroblast, while also forming a ...

Detection and Quantification of Single mRNA Molecules in Drosophila

Studying Muscle Transcriptional Dynamics at Single-molecule Scales in Drosophila

Investigating mRNA Spatial Distribution in Drosophila Muscle Tissue (Video) | JoVE

Studerer muskeltranskripsjonsdynamikk ved enkeltmolekylskalaer i Drosophila

Skeletal muscles are large syncytia made up of many bundled myofibers that produce forces and enable body motion. Drosophila is a classical model to study ...

﻿Staging and Collecting Drosophila melanogaster Third Instar Larvae

ï»¿Staging and Collecting Drosophila melanogaster Third Instar Larvae (Video) | JoVE 

Iscenesettelse og innsamling av Drosophila melanogaster Tredje instar larver