Name: dissection and immunofluorescent staining of mushroom body and photoreceptor neurons in adult drosophila melanogaster brains
Uploaded: 2017-11-06T16:45:00
Duration: 10 min 13 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains at JoVE.com

Gostaríamos de agradecer Changhui Pak e Jeferson Vrailas Mortimer inicialmente ensinando SMK a técnica de dissecação do cérebro. Agradecemos também a membros do grupo de Ken Moberg laboratório, especialmente Chris rodadas, para ler criticamente o manuscrito. Anticorpos reconhecendo Fas2 (1 4) e chaoptin (24B10) foram obtidos a partir do banco de hibridoma de estudos do desenvolvimento. Anticorpo 24B10 foi depositado para o DSHB por Seymour Benzer e Nansi Colley24,60,,61, anticorpo 1 4 foi depositado para o DSHB por Corey Goodman 22,23,56. Estoques de moscas foram obtidos a partir do centro de estoque de Bloomington. Gostaríamos também de agradecer a Ohio agrícola centro de pesquisa e desenvolvimento centro (OARDC) MCIC Imaging para uso do microscópio confocal a imagem do cérebro na figura 4A e B. SMK é suportado por um fundo de FORMULADORES (1 R15 HD084241-01A1).

Os autores declaram que eles têm não tem interesses financeiro concorrente.

O método de dissecação e visualização descrito acima pode ser usado em uma ampla variedade de imunocoloração e vive aplicativos de imagem. Nós esboçamos um protocolo geral imunocoloração e evidenciaram uma maneira em que MARCM pode ser usado para visualizar axonal morfologia de neurônios individuais corpo cogumelo. Além disso, estes procedimentos gerais também podem ser usados para outras regiões do cérebro em fixo de imagem ou adulto recém dissecado cérebros48,65. Imagem ao vivo pode fornecer uma abordagem mais eficiente quando analisar padrões de expressão de armadilhas potenciador, genes repórter ou imitar linhas66, por exemplo. Para evitar a captura artefatos de morte celular durante a imagem latente ao vivo de GFP em tecido não fixado, cérebro deve ser dissecado em 1 x fosfato tamponado salino (PBS) ou HL3 mídia48, montado em lâminas de ponte em 1X PBS (ou HL3) e fotografado em menos de 15-20 min. cuidados também deve ser tomado para remover tanto a traqueia quanto possível do cérebro dissecado antes da imagem latente, uma vez que isso pode interferir na visualização da fluorescência de GFP.
Enquanto a coloração condições para avaliar a morfologia de neurônios corpo e fotoreceptor cogumelos são relativamente bem estabelecidos24,61,67, a localização de uma proteína específica de interesse destas células tipos podem exigir extensa de solução de problemas e otimização. Em particular, várias etapas críticas, incluindo diluição de anticorpo, bloqueio reserva componente concentração e fixação, devem ser otimizadas para gerar os resultados mais reprodutíveis e confiáveis. Em primeiro lugar, deve ser determinada a concentração ideal do anticorpo primário. Embora anticorpos comercialmente disponíveis têm frequentemente uma diluição sugerida (e muitas vezes inicialmente começamos usando essa concentração), esses valores raramente são determinados empiricamente sobre os tecidos da drosófila . Portanto, testando uma série de diluições de anticorpo primário que escala acima e abaixo a sugestão inicial do fabricante muitas vezes resulta em coloração mais específico. Enquanto a diluição do anticorpo primário pode ter um efeito significativo na coloração de precisão e deve ser precisamente determinada, o cérebro de tempo é incubado no anticorpo primário contendo soluções podem variar consideravelmente com pouco efeito sobre o resultado geral. Por exemplo, observamos resultados semelhantes quando incubando dissecou cérebros com o anticorpo primário do anticorpo Fas2 para dois, três, ou quatro dias a 4 ° C. Embora recomendamos pelo menos duas noites, temos também incubados cérebros em solução de anticorpo primário por uma noite e obteve coloração reprodutíveis. Importante, limitando a quantidade de tempo que cérebros são incubados no anticorpo secundário para 3h em temperatura ambiente (ou uma noite a 4 ° C) ajuda limite inespecificas de anticorpos secundários ao tecido cerebral.
Em segundo lugar, pode ser necessário usar reagentes adicionais de "bloqueio" para eliminar o sinal de fundo indesejado. Opções incluem o aumento da concentração de NGS para ~ 10%, a adição de 1-10% albumina de soro bovino (BSA) para o bloqueio e primário/secundário soluções do anticorpo ou pre-adsorção de anticorpos primários durante a noite a 4 ° C, com embriões da drosófila (ver referência68, seção 2.9, passo 3).
Enquanto escrevemos o protocolo acima usando PTN como o buffer sugerido para a fixação de todas, a lavagem e as etapas de incubação do anticorpo, fixação de tecidos em outros buffers (como PLP e PEM, listados na Tabela de materiais) pode resultar em profundas diferenças em a força do sinal. Por exemplo, estudos anteriores demonstraram que Cyclin E é indetectável em discos imaginária larvas, quando os tecidos são fixos no tradicional paraformaldeído 4%, diluído em PBS, mas é claramente visível quando os tecidos são fixos no buffer PLP (Ken Moberg, pessoal comunicação e referência69). Além das alterações no buffer de componentes, alterando o tempo e a temperatura, para fixação de tecido pode afetar também significativamente imunofluorescência mancha e pode ser determinados empiricamente, se necessário. Geralmente, tempo de fixação deve ser tempo suficiente para permitir a reticulação suficiente de componentes celulares, e a manutenção a longo prazo da morfologia geral celular estando limitado o suficiente para impedir over-reticulação e "enterrar" de epitopos de proteína. Portanto, quando inicialmente otimizando coloração condições para um anticorpo primário recém-adquiridas, geralmente limitar o tempo de fixação de aproximadamente 20 min e muitas vezes irá corrigir os tecidos em temperaturas mais frias.
Vários controles devem ser incluídos em qualquer experimento de imunofluorescência para investigar a especificidade dos anticorpos primários e secundários, bem como o efeito de transgenes/genético sobre o fenótipo observado. Para verificar se o anticorpo primário sendo usado especificamente reconhece a proteína de interesse, tecido de moscas falta desta proteína ou tecido superexpressão da proteína deve ser incluído como controles. A adição de proteína antígeno purificado em excesso também pode ser incluída para determinar se o anticorpo primário reconhece outros resumos no cérebro voar. Finalmente, qualquer sinal fluorescente presente quando os anticorpos primários são omitidos representa o nível de ligação não-específica pelos anticorpos secundários selecionados.
Vários controles importantes também devem ser incluídos para avaliar a contribuição do fundo genético ou a presença de transgenes para coloração de intensidade ou morfologia neuronal. Por exemplo, as moscas usadas no experimento MARCM na Figura 5 contêm múltiplos transgenes (hsFLP, UAS-CD8-GFP, FRT82B, banheira &#62; GAL80 e OK107-GAL4), cada um dos quais deve ser analisado separadamente para efeitos na morfologia do corpo cogumelo. Em uma morfologia muito mínimo, cogumelo corpo de moscas contendo OK107-GAL4 e UAS-CD8-GFP deve ser analisada. Também pode ser necessário avaliar o efeito do choque térmico e produção de recombinase Flp no desenvolvimento do cogumelo corpo analisando voa contendo hsFLP e FRT82B. Embora MARCM pode fornecer informações sobre significativo se uma proteína dada forma autônoma controla a orientação axonal, o número de controles necessários para fazer com precisão esta conclusão pode ser uma limitação menor desta técnica. Em experiências menos complicadas, controles similares também são aplicáveis. Por exemplo, tome um experimento onde o sistema de GAL4/UAS está sendo usado em combinação com um transgene RNAi para "knockdown" expressão de uma proteína de interesse em todos os neurônios. Neste experimento, pelo menos dois transgenes estará presentes: um driver de GAL4 pan-neuronal, como DrosÃ-GAL4 e o transgene UAS-RNAi . A morfologia de neurônios do corpo cogumelo em moscas, contendo cada uma destas transgenes sozinhos deve ser investigada para além da condição experimental onde moscas abrigam ambos os transgenes na mosca da mesma.
Finalmente, para determinar se a proteína de interesse é expressa em neurônios do corpo cogumelo é geralmente necessário cérebros co mancha com anticorpos para Fas2. Alternativamente, proteínas fluorescentes, tais como a GFP, RFP ou a membrana vinculado CD8-GFP também podem ser expressas usando o sistema de GAL4/UAS e usado em combinação com anticorpos reconhecendo a proteína de interesse. Desde que Fas2 só reconhece os fasciculado axônios que formam os lóbulos de cogumelo corpo α e β, o uso de GAL4-driven, membrana-limite CD8-GFP tem sido particularmente útil para a marcação de cogumelo corpo neurônios.
Defeitos na orientação axonal muitas vezes não são 100% penetrante e até mesmo o cérebro com o mesmo genótipo pode mostrar alguma variabilidade. Portanto, quando analisando recém gerado alelos mutantes para defeitos no corpo cogumelo ou pathfinding fotoreceptor, deve ser utilizada uma combinação de abordagens e diferentes alelos. A maioria dos estudos na literatura usar várias abordagens diferentes para investigar se uma proteína desempenha um papel célula autónomos em controlar a orientação axonal: eu) análise de pathfinding defeitos em homozigotos moscas nulos (de preferência usando diferente nualelos de ll), ii) análise de pathfinding defeitos em moscas falta da proteína de interesse somente nos neurônios (geralmente via RNAi), iii) análise MARCM de pathfinding defeitos e iv) resgatar experiências onde o gene é re-expressado nos neurônios homozigotos NULL moscas. Idealmente, várias dezenas de cérebros por genótipo devem ser analisados para defeitos na morfologia neuronal.
Embora o protocolo descrito aqui centra-se principalmente na imunofluorescência localização das proteínas dentro do tecido fixo, várias aplicações futuras desta técnica estão sendo desenvolvidas para o tecido do cérebro ao vivo de imagem. Uma vez que os cérebros são dissecados (geralmente em meios de cultura de células), então podem ser cultivadas durante vários dias a 25 ° C. Esses ex vivo métodos de cultivo estão sendo desenvolvidos a fim de investigar uma ampla variedade de processos biológicos, tais como a atividade de proteína que promove a regeneração do axônio após lesão70,71, intracelular sinalização dinâmica72e desenvolvimento neuronal73.

Embora o sistema nervoso de Drosophila é menor do que os seres humanos e roedores, sua complexidade fornece um modelo poderoso, acessível para entender melhor suas contrapartes de vertebrados. Em muitos casos, os genomas de vertebrados e moscas codificam proteínas muito similares que ditam os mecanismos do desenvolvimento do sistema nervoso. Na verdade, muitos dos genes necessários para desenvolvimento neuronal em vertebrados orthologs em moscas, incluindo aqueles envolveram nas vias de sinalização que controle a padronização, neurogênese e orientação axonal1,2,3 ,4,5. Por exemplo, netrin é um ligante necessário para orientação axonal em mamíferos e d. melanogaster6,7,8. Embora netrin foi originalmente isolado de tecido de cérebro embrionário garota6, estudos posteriores revelaram que netrin desempenha um papel conservado durante o desenvolvimento embrionário sistema nervoso central (CNS) em Drosophila8. Outros estudos têm usado telas genéticas no embrionário Drosophila CNS para identificar conservadas ligantes e receptores necessários para pathfinding em ambos Drosophila e vertebrados9.
Enquanto a mosca embrionária CNS tem sido amplamente utilizada no passado para identificar ligantes, receptores e proteínas de sinalização intracelulares obrigatório para orientação axonal8,9, trabalho recente investigou as maneiras em que muitos de Estas proteínas também controlam as decisões pathfinding durante os estágios posteriores de desenvolvimento. Especificamente, investigação do corpo cogumelo (MB) e desenvolvimento de neurônio fotorreceptoras da retina (Figura 1) forneceu insights sobre os mecanismos que controle pathfinding, formação de sinapse, poda de axônio e vários outros aspectos da neuronal desenvolvimento de10,11,12,13,14,15,16,17. Neurônios fotorreceptoras conectem a retina voar para regiões do cérebro adulto chamado a lâmina e medula e são crítico para veicular a informação visual ao cérebro (revisto por18,,19), enquanto os neurônios de cogumelo corpo são Centralmente localizado no cérebro voar e são necessários para aprendizagem e memória de20,21. Tanto os neurônios fotoreceptor e os neurônios intrínsecos dos corpos cogumelos, chamados células de Kenyon, utilizam mecanismos evolutivamente conservada contato-dependente e diffusible axonal orientação para encontrar os alvos pós-sinápticos. Além de ser visível em moscas adultas, fotorreceptoras e neurônios MB podem também ser diretamente visualizados em larvas e pupas com anticorpos ou repórter genes22,23,24,25. A capacidade de facilmente visualizar estes dois conjuntos de neurônios em pontos diferentes do desenvolvimento tempo promoveu sua utilização como excelentes modelos para muitos aspectos do desenvolvimento neuronal.
Além de ser usado como um modelo para entender os mecanismos do desenvolvimento normal do sistema nervoso, estudos recentes têm demonstrado que moscas também podem servir como modelos precisos de uma grande variedade de doenças humanas, incluindo a síndrome de X frágil (FXS)26 , Deficiência intelectual (ID)27,28,29,30,31e outros32. Por exemplo, para estudar a função molecular de ZC3H14, um gene recentemente ligado à deficiência intelectual humana, criamos um modelo mosca de ID usando um alelo nulo da mosca ZC3H14 ortholog, chamado Nab230. Moscas, falta Nab2 têm deficiências graves de memória e estendidas caudas poli (a), sintetizando o que é observado em pacientes humanos ou paciente derivada de célula linhas33,34. Importante, moscas falta Nab2 também exibem defeitos de morfologia cerebral grave em seus corpos cogumelo adulto34, semelhante ao que é observado em moscas, falta o gene da síndrome FXS, FMR135. Assim, moscas podem servir como um organismo modelo importante para estudar tanto o desenvolvimento normal do cérebro e doenças que interrompem-lo.
Finalmente, a acessibilidade dos métodos de alto throughput para monitorar o comportamento, combinado com a vasta gama de ferramentas disponíveis e genéticas, fazer drosófila um organismo modelo de escolha para identificar as regiões do cérebro que controlam comportamentos complexos, tais como aprendizagem e memória, sono, namoro, sede e outros36,37,38,39. Uma ferramenta particularmente útil é o centro da "toolbox" mosca do geneticista é o sistema de GAL4/UAS (Figura 2). Este sistema de40,41 usa expressão específica de tecido do Gal4 ativador transcricional para aumentar a expressão de genes ou transgenes a jusante de um Upstream ativando sequência (UAS). Modificações deste sistema tem permitido aos pesquisadores, por exemplo, controlar com precisão a excitabilidade dos neurônios específicos42,43, overexpress ou batida para baixo genes específicos de interesse44, 45, analisar a dinâmica em tempo real de cálcio na vivo46e expressar genes repórter para marcar linhagens neuronal41. A combinação do sistema GAL4/UAS com recombinação mitótica também permitida a criação da análise de mosaico com um marcador de célula Repressible (MARCM) sistema12,47. MARCM tem sido amplamente utilizado no rastreamento único neurônio para identificar os componentes de sinalização celulares necessários para orientação axonal12,47. Embora estas e outras técnicas apresentaram uma série de informações valiosas sobre os mecanismos celulares necessários para o funcionamento do sistema nervoso, a maioria exige que o cérebro de Drosophila primeiro ser dissecado; remoção cuidadosa do cérebro é necessária para manter o cérebro correto padrões morfologia e conexão entre regiões do cérebro. O seguinte protocolo usa cogumelo corpo e fotoreceptor neurônios comopopulações neuronal de exemplo como ela orienta a dissecação e cérebros de Drosophila imunofluorescência de coloração de adulto.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Microdissection forceps/tweezers</td>
			<td>Ted Pella</td>
			<td>505-NM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard dishes</td>
			<td>Living Systems Instrumentation</td>
			<td>DD-50-S-BLK</td>
			<td>Available from amazon.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fas2 Antibody</td>
			<td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td>
			<td>1D4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chaoptin Antibody</td>
			<td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td>
			<td>24B10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GFP Antibody</td>
			<td>Aves Lab</td>
			<td>GFP-1010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa488 goat anti-mouse secondary antibody</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>A-11001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa488 goat anti-chicken secondary antibody</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>A-11039</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa647 goat anti-mouse secondary antibody</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>A-21236</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20% paraformaldehyde</td>
			<td>Electron Microscope Services</td>
			<td>RT15713</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VectaShield</td>
			<td>Vector Labs</td>
			<td>H-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SuperFrost Plus Slides</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>99-910-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverslips</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>12-553-454</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na Phosphate Buffer monobasic</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S3139</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na phosphate Buffer dibasic</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S3264</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X 100</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>X100-100ml</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fingernail polish</td>
			<td>Electron Microscope Services (EMS)</td>
			<td>72180</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>stereomicroscope</td>
			<td>Leica S6D with KL300 LED light source</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9-well dish (spot plate)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89090-482</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>nutator/rocker</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>22-363-152 or 88-861-041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35mm dish</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>32-103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>50-366-794</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipe</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>06-666</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potential Fixation Buffers</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PTN Buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>0.1M NaPhosphate, pH 7.2, 0.1% Triton-X-100, Typically make up 0.5 L of 0.1M NaPhosphate buffer and aliquote 50ml at a time as needed</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PLP buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>2% paraformaldehyde, 0.01M NaI04, 0.075M Lysine, 0.037M NaPO4, pH 7.2, Dissolve 0.36 g lysine in 10 ml H2O + 7.5 ml 0.1 M NaH2PO4 pH 7.2 + 2.5 ml 0.1 M Na2HPO4 on ice. Immediately before use, mix 15 ml of this buffered lysine solution with 50 mg NaIO4 (sodium periodate) + 2ml of the 20% high grade paraformaldehyde (EMS) + 3ml H2O</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PEM buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>0.1M PIPES pH 7.0, 2mM MgS04, 1mM EGTA, This buffer can be conveniently made as a 2x stock and diluted with 8% paraformaldehyde (PFA) to give a final concentration of 4% PFA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fly Stocks available from Bloomington</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>elav (c155)-GAL4</td>
			<td></td>
			<td>BL458</td>
			<td>Pan-neuronal GAL4 driver</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>w*;;;OK107-GAL4</td>
			<td></td>
			<td>BL 854</td>
			<td>GAL4 driver for all mushroom body neurons (OK107-GAL4 insertion is on the 4th chromosome)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w(67c23); c739-GAL4</td>
			<td></td>
			<td>BL 7362</td>
			<td>GAL4 driver for alpha and beta lobes (on 2nd chromosome)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w(67c23); c739-GAL4, UAS-CD8-GFP</td>
			<td></td>
			<td>BL 64305</td>
			<td>GAL4 driver for alpha and beta lobes, also contains UAS-CD8-GFP</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>w*; 201Y-GAL4</td>
			<td></td>
			<td>BL 4440</td>
			<td>GAL4 driver for primarily the gamma lobes of mushroom body (on 2nd chromosome)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w(67c23); 201Y-GAL4, UAS-CD8-GFP</td>
			<td></td>
			<td>BL 64296</td>
			<td>GAL4 driver for mushroom body gamma lobes, also contains UAS-CD8-GFP</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>w*, elav (c155)-GAL4, hsFLP; FRTG13, Tub&#62;Gal80/CyO</td>
			<td></td>
			<td>BL 5145</td>
			<td>MARCM stock, contains FRT site and GAL80 on 2nd chromosome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>w*, elav (c155)-GAL4, hsFLP, UAS-CD8-GFP</td>
			<td></td>
			<td>BL5146</td>
			<td>MARCM stock, contains hsFLP, pan-neuronal GAL4, and CD8-GFP on X chromosome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w*, hsFLP, UAS-CD8-GFP;;FRT82B, Tub&#62;GAL80/TM3, Sb(1);OK107-GAL4</td>
			<td></td>
			<td>BL 44408</td>
			<td>MARCM stock for flipping 3rd chromosome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w*, hsFLP, UAS-CD8-GFP;FRT40A, Tub&#62;GAL80;OK107-GAL4</td>
			<td></td>
			<td>BL44406</td>
			<td>MARCM stock for flipping 2nd chromosome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>w*, hsFLP, tub&#62;GAL80, FRT19A; UAS-CD8-GFP/CyO;;OK107-GAL4</td>
			<td></td>
			<td>BL 44407</td>
			<td>MARCM stock for flipping X chromosome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w*; UAS-CD8-GFP/CyO</td>
			<td></td>
			<td>BL 5137</td>
			<td>GFP labels cell surface (CD8 is a transmembrane protein)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w*; FRTG13, UAS-CD8-GFP</td>
			<td></td>
			<td>BL 5139</td>
			<td>MARCM stock, contains FRT site and CD8-GFP on 2nd chromosome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w*, hsFLP, UAS-CD8-GFP; Pin(1)/CyO</td>
			<td></td>
			<td>BL 28832</td>
			<td>MARCM stock, contains hsFLP and CD8-GFP on X chromosome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>w*; FRTG13, Tub&#62;GAL80</td>
			<td></td>
			<td>BL 5140</td>
			<td>MARCM stock, contains FRT site and GAL80 on 2nd chromosome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>y(1), w*;; FRT82B, Tub&#62;GAL80</td>
			<td></td>
			<td>BL 5135</td>
			<td>MARCM stock, contains FRT site and GAL80 on 3rd chromosome</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

dissection and immunofluorescent staining of mushroom body and photoreceptor neurons in adult drosophila melanogaster brains

Desenvolvimento de sistema nervoso envolve uma série sequencial de eventos que são coordenados por diversas vias de sinalização e redes reguladoras. Muitas das proteínas envolvidas nestes caminhos são conservadas evolutivamente entre mamíferos e outras eucariotas, como a mosca de fruta Drosophila melanogaster, sugerindo que princípios organizadores semelhantes existem durante o desenvolvimento destes organismos. Importante, Drosophila tem sido amplamente utilizado para identificar mecanismos celulares e moleculares que regulam processos que são necessários em mamíferos, incluindo a neurogênese, diferenciação, orientação axonal e sinaptogênese. Moscas também têm sido utilizadas com sucesso para modelar uma variedade de doenças do desenvolvimento neurológico humano. Aqui descrevemos um protocolo para o passo a passo microdissection, fixação e imunofluorescência localização das proteínas dentro do cérebro adulto de Drosophila . Este protocolo centra-se em duas populações neuronal de exemplo, os neurônios do corpo cogumelo e fotorreceptores da retina e inclui etapas opcionais para rastrear os neurônios individuais corpo cogumelo usando análise de mosaico com uma técnica de marcador de célula Repressible (MARCM). Dados de exemplo do tipo selvagem e mutantes cérebros são mostrados juntamente com uma breve descrição dos critérios de Pontuação para orientação axonal defeitos. Enquanto este protocolo destaca dois anticorpos bem estabelecidos para investigar a morfologia do corpo cogumelo e neurônios fotoreceptor, outras regiões do cérebro de Drosophila e a localização de proteínas dentro de outras regiões do cérebro também podem ser investigada utilizando este protocolo.

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Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains

Este protocolo descreve a dissecção e imunocoloração de adultos Drosophila melanogaster tecidos do cérebro. Especificamente, este protocolo destaca o uso da Drosophila cogumelo corpo e fotoreceptor neurônios como subconjuntos neuronal de exemplo que podem ser usados com precisão para descobrir princípios gerais subjacentes a muitos aspectos do desenvolvimento neuronal.

Dissecção e imunofluorescência coloração de cogumelo corpo e fotoreceptor neurônios em cérebros adultos Drosophila melanogaster

Nervous system development involves a sequential series of events that are coordinated by several signaling pathways and regulatory networks. Many of the ...

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Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains

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