Name: a wireless, bidirectional interface for in vivo recording and stimulation of neural activity in freely behaving rats
Uploaded: 2017-11-07T13:00:00
Duration: 10 min 41 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats at JoVE.com

Este trabajo fue financiado por una beca de investigación de la Federación alemana de asociaciones de investigación Industrial (AiF; número: KF2780403JL3).

todos los protocolos y los experimentos estaban de acuerdo con las actuales directrices europeas (2010/63/UE) y aprobado por las autoridades regionales (Regierungspräsidium Gießen, Sr. 20/35 Nr.25/2015).
 1. animales <ol><li>adulto ratas Wistar macho (200-250 g) en grupos de 3-4 bajo condiciones normales de laboratorio durante al menos una semana antes de la cirugía para permitir la aclimatación de la casa.</li>
	<li>Dos días después de la cirugía, las ratas de la casa en parejas. Cubre jaulas individuales con tapas de acrílico alta. Evitar las tapas convencionales hechas de rejilla metálica ya que pueden atascarse los implantes, aumentando el riesgo de que estén dañada o inestable en tiempo.</li>
</ol> 2. La cirugía estereotáctica <ol><li>antes de comenzar la cirugía, organizar y preparar los equipos y materiales siguientes: <ol><li>obtener equipo quirúrgico estéril formado por tijeras estériles, blunt end fórceps, espátulas quirúrgicos cortauñas, taladro dental y algodón brotes.</li> <li>obtener medicamentos y productos químicos incluyendo isoflurano, Xilocaína, clorhidrato de tramadol, ungüento de ojo de dexpantenol, peróxido de hidrógeno 3%, povidona yodo y el 70% de etanol.</li>
		<li>Obtener material de fijación como tornillos de acero inoxidable, resina de acrílico, pegamento ULTRAVIOLETA y casquillo protector.</li>
		<li>Obtener una unidad de microelectrodos, que consiste en (i) un electrodo único de registro (vidrio de cuarzo aislado microelectrodo tungsteno platino, con forma de punta cónica, diámetro externo: 80 μm, punta cónica, impedancia a 1 kHz: 500 kOhm) o un tetrodo (vidrio de cuarzo microelectrodo de platino/tungsteno 4 núcleos, diámetro exterior de aislamiento: 100 μm, punta cónica, impedancia a 1 kHz: 500-800 kOhm); (ii) un electrodo de estimulación (alambre de platino/iridio (90% platino, iridio del 10%), diámetro de 125μm, diámetro exterior 150 μm, impedancia de la base &#60; 10 kOhm) conectado a una placa de contacto y (iii) un electrodo de referencia de alambre de platino (diámetro del eje, 100 μm; figura 1A).</li>
		<li>Obtener porta electrodos pegados con pegamento soluble en agua a la unidad del microelectrodo y probado para la funcionalidad de al menos 2 h de antelación ( figura 1B).</li>
		<li>Obtener un sistema atado convencional que consiste en un diferencial preamplificador, un amplificador principal y un bandpass filtro amplificador para grabaciones.</li>
		<li>Obtener material adicional, tales como guantes, calefacción almohadilla, jeringas y suero fisiológico.</li>
		<li>Obtener jaulas hogar (L x W x H: 42 cm x 26 cm x 38 cm).</li>
	</ol></li> <li>Procedimiento Nota: implantación del electrodo se realiza durante una cirugía estereotáxica convencional bajo anestesia isoflurano.
	<ol><li>Asegurarse de que el experimentador es usar bata, guantes y mascarilla quirúrgica.</li>
		<li>Iniciar colocando el animal en una cámara de inducción de la anestesia (4-5% de isoflurano, flujo de oxígeno 1 L/min, duración ~ 5 min).</li>
		<li>Prueba para la pérdida de los reflejos (reflejos de cola y dedos) con pinzas para confirmar la anestesia profunda.</li>
		<li>Coloque la cabeza del animal en una máscara de anestesia fijada alrededor de la barra del incisivo superior del marco estereotáctico y ajuste anestesia (isoflurano 2-3%, flujo de oxígeno 0.7-0.8 L/min).</li>
		<li>Fijar y alinear horizontalmente el animal &#39; cabeza en el aparato estereotáctico usando barras de oído y bar incisivo superior</li>
		<li>Afeitar el campo quirúrgico con tijeras quirúrgicas o una tijera y esterilizar con yodo povidona.</li>
		<li>Colocar el animal sobre una almohada para prevenir la hipotermia y tratar los ojos con ungüento de ojo dexpantenol para evitar que seque.</li>
		<li>Inyectar xilocaína (0.3-0.4 mL por vía subcutánea, s.c.) en el centro del campo quirúrgico.</li>
		<li>Prueba para la pérdida de los reflejos otra vez.</li>
		<li>Hacer una incisión pequeña (1,5 cm) con un bisturí en el medio del campo quirúrgico para exponer el cráneo. Separar la piel suavemente y retirar con espátula, pinzas y tijera de tejido residual.</li>
		<li>Limpie cuidadosamente el cráneo con bastoncillos de algodón recubierto de peróxido de hidrógeno.</li>
		<li>Taladro 4-5 (4.7 mm) pequeños agujeros en el cráneo para la fijación de tornillos de acero inoxidable.</li>
		<li>Conectar el microelectrodo unidad/portaelectrodos al preamplificador y coloque en el micromanipulador estereotáctica ( figura 1B y 1 C).</li>
		<li>Haga un agujero (aproximadamente 7 mm) en el cráneo por encima del área de destino utilizando coordenadas de un atlas del cerebro según el animal utilizado. En el presente estudio, coloque las puntas de los electrodos hacia el colículo inferior con las siguientes coordenadas, con el vértice que sirve como referencia: anterior/posterior, &#8722; 8,8 mm; medial, lateral, 1,5 mm; y dorsal/ventral, 3.5 mm 14.</li>
		<li>Absorber la sangre con bastoncillos de algodón.</li>
		<li>Introducir verticalmente la unidad microelectrodo hasta las puntas de los electrodos la zona objetivo.</li>
		<li>Colocar el cable de tierra a lo largo de los tornillos de acero inoxidable y debajo de la piel.</li>
		<li>Monitor de actividad de spike y cuidadosamente ajustar la colocación de los electrodos con amalgamas dentales hasta llegar a una zona de neuronas activas en la estructura Diana y detectar la actividad de los nervios con una relación señal / ruido adecuada para clasificar el punto.</li>
		<li>Fijar la unidad de microelectrodo en el cráneo con el pegamento ULTRAVIOLETA y tornillos con resina acrílica y placa contacto.</li>
		<li>Inyectar suero fisiológico (1 mL i.p.) y tramadol (25 mg/kg, s.c.) para prevenir la deshidratación y asegurar analgesia postoperatoria, respectivamente.</li>
		<li>Desconecte la unidad del microelectrodo desde el sostenedor de electrodos con un cepillo humedecida en agua.</li>
		<li>Parada de anestesia, cuidadosamente Quite rata el marco estereotáctico. Desconecte el preamplificador el microelectrodo unidad.</li>
		<li>Conectar la protección tapa unidad de microelectrodos implantados y desconectar solamente durante los procedimientos experimentales.</li>
		<li>Mantener los animales en pares en la jaula de casa desde el segundo día después de la cirugía.</li>
		Animales de monitor <li>diario para posible de la herida infección, peso corporal, condición de salud y comportamiento general para un período de 7 días después de la cirugía. Después de este período de recuperación, realizar experimentos conductuales y electrofisiología en vivo. 
		Nota: El procedimiento quirúrgico dura entre 60-90 min. Durante la cirugía, deben controlarse continuamente cola película reflejos y ajustado de la anestesia, si es necesario.</li>
	</ol></li></ol> 3. En Vivo Electrofisiología <ol><li>equipos y procedimiento de Nota: las grabaciones electrofisiológicas y la estimulación se realizan con la TWS.
	<ol><li>Obtener un escenario principal con un preamplificador integrado y batería conectada (grabación de cuatro canales, rango de entrada de grabación analógica: 0-12 milivoltio pk-pk; salida de estimulación: ±625 μA; L x W x H: 24 x 22 x 12 mm; peso: 6 g sin la batería, 12 g con la batería; tiempo de batería hasta 1 hora). Esta etapa de cabeza es conveniente conectarse directamente a la unidad de microelectrodos implantados mediante un conector multipolar miniatura ( figura 2).</li>
		<li>Obtener una batería (acumulador de iones de litio, 3.7-4.2 V CC, 230 mAh, 27 mm x 20 mm x 6 mm, tiempo de operación de 1 h) en la parte superior de la etapa principal ( figura 2). Si es necesario utilice la batería recargable de recambio con capacidad de 450 mA aproximadamente tiempo de operación h 2,5. Asegúrese de que una luz verde se enciende en el escenario principal mientras que la batería está conectada a lo</li>
		<li>Obtener un transceptor (transmisor-receptor) conectado a un PC vía puerto USB estándar y permite el funcionamiento inalámbrico de hasta 5 m ( Figura 2E).</li>
		<li>Obtener un ordenador personal con software TWS para estimulación eléctrica y registro de la actividad neural ( figura 3 y figura 4 < / fuerte>).</li>
		<li>Obtener un preamplificador atado y un sistema de adquisición de datos utilizado durante la cirugía (ver punto 2.1.5) para las grabaciones y un generador de estímulo para la estimulación, con el fin de comparar la efficaciousness de la TWS en despierto ratas una semana después de la cirugía. 
		Nota: El estímulo eléctrico se proporciona y se registra actividad extracelular de las neuronas individuales de la misma unidad de microelectrodos implantados utilizando ambos sistemas. Los parámetros de estimulación (intensidad de corriente, pulso y frecuencia) deben ajustarse a cada animal según la región del cerebro dirigida. En el presente estudio, un 150-250 μA, 2500 Hz corriente fue utilizado para estimular el colliculus inferior.</li>
	</ol></li> <li>Análisis de la conducta Nota: una vez ninguna barrera metálica se introduce entre el transceptor y la etapa animal de cabeza, la TWS es aplicable a un amplio conjunto de tareas conductuales. Como pruebas de comportamiento ejemplares, fue utilizado en el campo abierto para la medición de actividad conductual en general y en el elevado más laberinto, una prueba estándar para evaluar ansiedad-como comportamiento en roedores 15. Una cámara de vídeo fue colocada centralmente sobre campo abierto y elevada además de laberinto para grabaciones de comportamiento.
	<ol><li>Antes de la prueba conductual, manejar cada animal en tres días consecutivos (5 min cada día). Antes de cada período de manejo conectar el escenario principal con la batería a la unidad de microelectrodo implantada previamente. No realizar cualquier grabación o estimulación durante la dirección.</li>
		<li>Campa <ol><li>colocar la rata en el centro del campo abierto (40 cm x 40 cm x 40 cm, rojo ~ 30 Lux de luz) y permita que explore el aparato durante al menos 5 min bajo la grabación neural.</li>
			<li>Determinar el umbral de escape - intensidad de corriente mínima producción de correr o saltar. En el presente estudio, proporcionar una estimulación de alta frecuencia 2500Hz (anchura de pulso: 100 μs; intervalo de pulso: 100 μs) al colículo inferior en intervalos de 1 minuto, aumentando la intensidad de corriente por 20-50 μA pasos hasta ratas mostraron escapan comportamiento.</li>
			<li>Volver la rata a su jaula casa, limpiar el campo abierto (solución de ácido acético 0.1%) y seco lo 
			Nota: Para comparar la eficacia de la estimulación de la TWS con el sistema atado tradicional el procedimiento descrito se realizó con ambos sistemas.</li>
		</ol></li> <li>Elevados además de laberinto Nota: el laberinto más utilizado en estos experimentos fue de acrílico gris y consistió en dos brazos abiertos (50 cm largo x 10 cm de ancho) y dos brazos (50 cm largo x 10 cm de ancho, con altos muros de 40 cm) que se extendía desde una central pla TForm había elevada 50 cm sobre el piso 16.
		<ol><li>Colocar la rata en el centro de la frente de la plus-maze hacia un brazo abierto y permita que explore libremente el aparato bajo grabación continua durante 5 min.</li>
			<li>Anote el número de entradas, y el tiempo dedicado en los brazos abiertos y cerrados durante un período de 5 min.</li>
			<li>Volver a la rata a su jaula casera, limpio (solución de ácido acético 0.1%) y seco el laberinto antes de cada test.</li>
		</ol></li> <li>La perfusión y la histología <ol><li>anestesiar la rata con ketamina/xilacina (150 mg/kg y 100 mg/kg, i.p. respectivamente.).</li>
			<li>Conectar la unidad de electrodo implantado en el cable de estimulación y aplicar estimulación eléctrica (actual intensidad 50 μA, anchura de pulso: 100 μs; intervalo de pulso: 100 μs) durante 90 s para producir una pequeña lesión alrededor de la punta del electrodo.</li>
			<li>Desconecte el cable de estimulación y perfusión del animal a través del ventrículo izquierdo con suero fisiológico seguido de 200 mL de paraformaldehído al 4% en tampón de fosfato de sodio de 0,1 M, pH 7.3 (para una descripción detallada ver referencia 17 ).</li>
			<li>Quitar el cerebro y sumergirlo durante 4 horas en fijador fresco a 4 º C.</li>
			<li>Asegúrese de que la temperatura de la cámara principal del criostato es de-20 ° C.</li>
			<li>Congelar el cerebro en hielo seco y cortarlos a 50 μm de secciones coronales serial usando un criostato.</li>
			<li>Las secciones con cresylviolet de la mancha con el fin de localizar las posiciones de las puntas de los electrodos, según el atlas de Paxinos y Watson 14.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol>
	<li>Rao, R. P., Mielke, F., Bobrov, E., Brecht, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vocalization-whisking+coordination+and+multisensory+integration+of+social+signals+in+rat+auditory+cortex.">Vocalization-whisking coordination and multisensory integration of social signals in rat auditory cortex.</a> Elife. 3, e03185 (2014).</li><li>Tseng, W. T., Yen, C. T., Tsai, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+bundled+microwire+array+for+long-term+chronic+single-unit+recording+in+deep+brain+regions+of+behaving+rats.">A bundled microwire array for long-term chronic single-unit recording in deep brain regions of behaving rats.</a> J. Neurosci. Methods. 201 (2), 368-376 (2011).</li><li>Ball, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rodent+scope:+a+user-configurable+digital+wireless+telemetry+system+for+freely+behaving+animals.">Rodent scope: a user-configurable digital wireless telemetry system for freely behaving animals.</a> PLoS One. 9 (2), e89949 (2014).</li><li>Chien, C. N., Jaw, F. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Miniature+telemetry+system+for+the+recording+of+action+and+field+potentials.">Miniature telemetry system for the recording of action and field potentials.</a> J. Neurosci. Methods. 147 (1), 68-73 (2005).</li><li>Hawley, E. S., Hargreaves, E. L., Kubie, J. L., Rivard, B., Muller, R. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Telemetry+system+for+reliable+recording+of+action+potentials+from+freely+moving+rats.">Telemetry system for reliable recording of action potentials from freely moving rats.</a> Hippocampus. 12 (4), 505-513 (2002).</li><li>Alam, M., Chen, X., Fernandez, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+low-cost+multichannel+wireless+neural+stimulation+system+for+freely+roaming+animals.">A low-cost multichannel wireless neural stimulation system for freely roaming animals.</a> J. Neural. Eng. 10 (6), 066010 (2013).</li><li>Xu, S., Talwar, S. K., Hawley, E. S., Li, L., Chapin, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+multi-channel+telemetry+system+for+brain+microstimulation+in+freely+roaming+animals.">A multi-channel telemetry system for brain microstimulation in freely roaming animals.</a> J. Neurosci Methods. 133 (1-2), 57-63 (2004).</li><li>Angotzi, G. N., Boi, F., Zordan, S., Bonfanti, A., Vato, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+programmable+closed-loop+recording+and+stimulating+wireless+system+for+behaving+small+laboratory+animals.">A programmable closed-loop recording and stimulating wireless system for behaving small laboratory animals.</a> Sci. Rep. 4, 5963 (2014).</li><li>Ativanichayaphong, T., He, J. W., Hagains, C. E., Peng, Y. B., Chiao, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+combined+wireless+neural+stimulating+and+recording+system+for+study+of+pain+processing.">A combined wireless neural stimulating and recording system for study of pain processing.</a> J. Neurosci. Methods. 170 (1), 25-34 (2007).</li><li>Ye, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+portable+telemetry+system+for+brain+stimulation+and+neuronal+activity+recording+in+freely+behaving+small+animals.">A portable telemetry system for brain stimulation and neuronal activity recording in freely behaving small animals.</a> J. Neurosci. Methods. 174 (2), 186-193 (2008).</li><li>Brand&#227;o, M. L., Tomaz, C., Le&#227;o-Borges, P. C., Coimbra, N. C., Bagri, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Defense+reaction+induced+by+microinjections+of+bicuculline+into+the+inferior+colliculus.">Defense reaction induced by microinjections of bicuculline into the inferior colliculus.</a> Physiol Behav. 44, 361-365 (1988).</li><li>Brand&#227;o, M. L., Melo, L. L., Cardoso, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+defense+in+the+inferior+colliculus.">Mechanisms of defense in the inferior colliculus.</a> Behav Brain Res. 58, 49-55 (1993).</li><li>Melo, L. L., Cardoso, S. H., Brand&#227;o, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antiaversive+action+of+benzodiazepines+on+escape+behavior+induced+by+electrical+stimulation+of+the+inferior+colliculus.">Antiaversive action of benzodiazepines on escape behavior induced by electrical stimulation of the inferior colliculus.</a> Physiol Behav. 51, 557-562 (1992).</li><li>Paxinos, G., Watson, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The rat brain in stereotaxic coordinates. , (2007).</li><li>Walf, A. A., Frye, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+the+elevated+plus+maze+as+an+assay+of+anxiety-related+behavior+in+rodents.">The use of the elevated plus maze as an assay of anxiety-related behavior in rodents.</a> Nat. Protoc. 2 (2), 322-328 (2007).</li><li>Pellow, S., Chopin, P., File, S. E., Briley, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Validation+of+open:closed+arm+entries+in+an+elevated+plus-maze+as+a+measure+of+anxiety+in+the+rat.">Validation of open:closed arm entries in an elevated plus-maze as a measure of anxiety in the rat.</a> J Neurosci Methods. 14, 149-167 (1985).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> J. Vis. Exp. (65), e3564 (2012).</li><li>Merrill, D. R., Bikson, M., Jefferys, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+stimulation+of+excitable+tissue:+design+of+efficacious+and+safe+protocols.">Electrical stimulation of excitable tissue: design of efficacious and safe protocols.</a> J Neurosci Methods. 141, 171-198 (2005).</li><li>Ewing, S. G., Porr, B., Riddell, J., Winter, C., Grace, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SaBer+DBS:+A+fully+programmable,+rechargeable,+bilateral,+charge-balanced+preclinical+microstimulator+for+long-term+neural+stimulation.">SaBer DBS: A fully programmable, rechargeable, bilateral, charge-balanced preclinical microstimulator for long-term neural stimulation.</a> J Neurosci Methods. 213, 228-235 (2013).</li></ol>

Los co-autores Uwe Thomas y Sascha Thomas son los dueños de "Thomas grabación GmbH", que está desarrollando productos utilizados en este estudio y relacionadas con el tema general de investigación descrito en este documento. Además, el autor Dirk Hoehl recibe ingresos "Thomas grabación GmbH". Ellos pueden beneficiarse financieramente de esta circunstancia si la empresa tiene éxito en la comercialización de sus productos que están relacionados con esta investigación. El equipo de "Registro Thomas" utilizado en este estudio se dedicó al Departamento de Neurociencia del comportamiento, Experimental y psicología biológica - Philipps Universität Marburg sin ningún cargo.

Aquí, se presentó un sistema inalámbrico de registro y estimulación ampliamente accesible para estudios electrofisiológicos y conductuales en animales en libre movimiento. La TWS ha sido validado en ensayos conductuales con el colliculus inferior como una estructura de modelo. El enfoque TWS tiene varias ventajas sobre los ya existentes. En primer lugar, el sistema utiliza una único portátil TWS-etapa equipada con un preamplificador y un acumulador, permitiendo grabaciones estables a largo plazo por hasta 1 h con la misma batería y distancia de operaciones inalámbricas de hasta 5 m. en segundo lugar, es la etapa principal de TWS ligero y compacto, pesa 12 g incluyendo la batería y fue desarrollado para evitar que la rata de eliminación de la etapa principal y masticar los cables. Fue bien tolerado por los animales desde ningún impacto en el repertorio conductual de animal´s con y sin la TWS se observó fase principal, haciendo que el sistema sea aplicable a un amplio conjunto de tareas conductuales. En tercer lugar, el sistema transmite en tiempo real. En cuarto lugar, a través de grabación bidireccional simultánea y estimulación de la actividad de los nervios, el sistema proporciona una herramienta sofisticada para evaluar las relaciones causales entre patrones de activación cerebral específico y el comportamiento, superando así las deficiencias de sistemas unidireccionales. Esta característica hace que el método particularmente valioso para el campo de la estimulación cerebral profunda, que requiere generalmente precisa evaluación, seguimiento y ajuste de parámetros de estimulación durante experimentos conductuales a largo plazo. Finalmente, se desarrolló una unidad microelectrodo crónico implantable con grabación integrada, estimulación y el electrodo de referencia que se puede implantar fácilmente en una cirugía estereotáctica convencional. Desde este punto de vista, la TWS es un sistema inalámbrico integrado que aumenta la reproducibilidad de los experimentos de estimulación y registro. La calidad de la grabación de la TWS fue demostrada para ser similares a la calidad de grabación con un sistema de grabación por cable disponibles en el mercado (ver figura 5).
Es ampliamente conocido que la estimulación eléctrica del colliculus inferior en la rata provoca claro comportamiento del escape caracterizado por correr o saltar, que imita las reacciones al miedo sacados por desafíos medioambientales11,12, 13. Este comportamiento fue inducido en el presente estudio estimulando el colliculus inferior utilizando la TWS o el sistema atado tradicional. Para probar la eficacia de la estimulación de la TWS, se compararon los umbrales de escape – mínima intensidad de la corriente produciendo correr o saltar, usando ambos sistemas. Ratas con la etapa principal de TWS son capaces de correr rápido, saltar y salir a campo abierto, es decir, mostrar comportamiento del escape típico, con mayor libertad de movimiento. Lo importante, los umbrales de escape fueron similares en comparación con el sistema atado tradicional. Juntos, se utilizó un paradigma algo desafiante para poner a prueba la resistencia de la TWS, que domina de una manera sin complicaciones.
La TWS es también ideal para experimentos de estimulación eléctrica crónica desde la unidad de microelectrodo implantada permite el uso crónico. La TWS permite ajustar los parámetros actuales de estimulación muy precisamente en una manera de detectar con precisión la frecuencia y la cantidad de estimulación actual que es eficaz para provocar una respuesta conductual. Además, el mismo animal fue estimulado con el mismo umbral de corriente 3 días más tarde y fue sacada la misma respuesta conductual deseada. Esto sugiere que el tejido alrededor de la punta del electrodo de estimulación no fue dañado por la estimulación actual que generalmente requiere mayor estimulación actual amplitudes con estímulos repetidos con el fin de obtener la misma respuesta conductual.
Además, es posible reducir significativamente el tiempo experimental porque el TWS micro-estimulador actualiza los parámetros de estimulación en tiempo real cuando el experimentador los cambios en la interfaz gráfica de usuario. Otros estimuladores eléctricos19 utilizado para investigación preclínica necesidad ser reprogramado para la actualización de parámetros de estímulo. En esos casos, el dispositivo es programado por atar el animal mediante cable a una unidad de programación. Esto no es necesario cuando se utiliza la TWS.
Por último, la batería está fijada a la parte superior de la etapa principal de TWS y eléctricamente conectado al escenario principal a través de un conector de dos pines imán para fácil cambio de la batería. La ventaja es que durante el experimento es posible cambiar la batería sin desconectar la etapa principal de TWS de la unidad de electrodo implantado, que es mucho más cómoda para el animal. Durante el presente estudio se utilizó una batería cuyo tiempo de operación es sólo de 1 h. En caso de que la experimento dura más de 1 h, se recomienda tener una batería adicional cargada disponible. La TWS puede conectarse a pilas recargable con capacidad de (i) 230 mA para el tiempo de operación de 1 h o (ii) 450 mA aproximadamente tiempo de operación h 2,5. Ambos tipos de baterías pueden recargarse completamente en 15 minutos.
En Resumen, el presente estudio describe la operación de los TWS diseñado para la estimulación nerviosa y la grabación de comportarse libremente animales pequeños. Así se presenta un conjunto totalmente integrado de unidad implantable microelectrodo, escenario central, receptor y software. La calidad de la grabación sin hilos y la estimulación es similar a que del tethered grabando el sistema con la ventaja de ser más cómodo, ligero y seguro para el animal. Por lo tanto, TWS puede utilizarse para reemplazar el sistema tethered ya que no restringe la movilidad del animal y proporciona un método flexible para controlar la estimulación y registro neural bajo circunstancias donde otros enfoques sería difícil o imposible. Por lo tanto, TWS puede ser una herramienta importante para investigar la actividad como eléctrica en circuitos neurales definidos genera ciertas formas de comportamiento, una pregunta fundamental en Neurociencias.

Una pregunta fundamental en Neurociencias es actividad eléctrica como en los circuitos neuronales definidos genera ciertas formas de comportamiento. In vivo de electrofisiología es una técnica poderosa para abordar esta cuestión, proporcionando una herramienta para grabar o estimular la actividad eléctrica en el cerebro mientras que los animales realizan ciertas tareas conductuales. Sin embargo, los sistemas actuales con frecuencia dependen de cable atado grabaciones1,2, es probable que restringen la movilidad y prevenir la expresión completa del repertorio conductual de animal´s. Por otra parte, se utilizan sobre todo unidireccionales sistemas, lo que permite ya sea grabando3,4,5 o estimulación6,7 de actividad neuronal, pero no en el mismo tiempo o el mismo objetivo, lo que difícil de desenredar las relaciones de causalidad entre el comportamiento y patrones de activación cerebral específica. Sólo unos inalámbricos, sistemas bidireccionales para preparaciones en vivo están disponibles actualmente. Sin embargo, son generalmente pesados (40-50 g) y consisten en dos distintas unidades portátiles, es decir, una fase principal y una mochila conectada energía de batería fuente8,9,10, haciéndolas menos flexible y aumentando el riesgo de desconexiones de cable por ejemplo en comportamiento uno mismo-de la preparación. Ninguno de los mencionados sistemas inalámbricos ofrecen unidades de microelectrodo implantable para adquirir un completo concepto integrado de la actividad neuronal durante el comportamiento etológico válido completo con alta reproducibilidad de las condiciones experimentales.
Aquí, se introduce un nuevo móvil, dispositivo bidireccional para grabaciones en vivo y estimulación de la actividad neural en comportarse libremente las ratas. El sistema inalámbrico de Thomas (TWS) opera a través de una etapa de cabeza solo extraíble que puede transmitir actividad multicanal, con hasta cuatro canales de grabación independiente y puede orientarse para la estimulación eléctrica cerebral en tiempo real. Además, una unidad de microelectrodo crónico implantable compatible con el TWS fue desarrollada que permite la estimulación neural y grabación. También se presenta una interfaz gráfica de usuario TWS software, grabación y estimulación. Este estudio describe la implementación de validación y en vivo de todo el dispositivo.
Para validar el sistema TWS el colliculus inferior fue elegido como una estructura de nervios de destino porque una respuesta conductual abierta puede ser sacada por su estimulación eléctrica. Es ampliamente conocido que la estimulación eléctrica del colliculus inferior provoca incondicionadas 'miedo-como' las respuestas del comportamiento en ratas, tales como vigilancia, posturas hacia los lados, arqueamiento de la espalda, congelación y comportamiento del escape (vuelo). Este patrón de respuesta imita reacciones al miedo evocada por problemas ambientales, como hecho dañoso percibido, ataque o amenaza a la supervivencia11,12,13. Se suponía que ser capaz de generar un comportamiento tan claro e inequívoco proporcionaría un verdadero desafío a la TWS.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Thomas Wireless System (TWS) version 2.0</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>AN001165</td>
			<td>The Thomas Wireless System (TWS) version 2.0 is a portable multichannel telemetry system with laptop computer, a preinstalled Microsoft Windows operating system and TWS control software. The TWS includes: low noise 4 channel pre&#8211; and programmable main amplifier with fixed bandwidth, single channel constant&#8211;current stimulator for application of biphasic current pulses, software programmable micro stimulator, implantable connector system and a basic head stage unit for mounting to an animal. The system is delivered with a transceiver with USB port connection for laptops or desktop personal computers, the control software running under Microsoft operating system Windows. The TWS system can be used for extracellular neural stimulation and recording in freely behaving small animals (e.g. rats, guinea pigs). This system can be adapted to be used in larger animals (e.g. primates) as well.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Software for Thomas Wireless System (TWS)</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>inlcuded in AN001165</td>
			<td>The software for the Thomas wireless system is running under Microsoft Windows operating system and provides the graphical user interface (GUI) for the Thomas Wireless System (TWS). The TWS GUI offers complete control of the TWS functions 4 channel recording and 1 channel stimulation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Implantable tetrode for recording (4 channels) and stimulation (single channel)</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>AN001132</td>
			<td>Implantable tetrode for recording (4 channels) and stimulation (single channel) for use with Thomas Wireless Systems (TWS). 
			Recording tetrode specifications: tetrode fiber material: quartz glass insulated platinum tungsten fiber, tetrode fiber outer diameter: 100&#181;m, tip shape D, impedance 0.5-0.8MOHm; Reference electrode: tip shape: D; Impedance: 300-500kOhm; Material: quartzglass insulated platinum/tungsten; Stimulation electrode specification: fiber material: platinum/iridium, diameter: 125&#181;m, lacquer insulated, tip shape : D, impedance: &#60; 10kOhm, dimensions of the electrode can be specified by the end user</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Implantable microelectrode for recording (single channel) and stimulation (single channel)</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>AN001118</td>
			<td>Implantable microelectrode for recording (single channel) and stimulation (single channel) for use with Thomas Wireless Systems (TWS). 
			Recording electrode specifications: electrode fiber material: quartz glass insulated platinum tungsten fiber, electrode fiber outer diameter: 80&#181;m/250&#181;m (please specify), tip shape D, impedance 0.5-0.8MOHm; Reference electrode: tip shape: D; Impedance. 300-500kOhm; Material: quartzglass insulated platinum/tungsten; Stimulation electrode specification: fiber material: platinum/iridium, diameter: 125&#181;m, lacquer insulated, tip shape : D, impedance: &#60; 10kOhm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Holder for electrode implantation</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>AN000838</td>
			<td>Special bent metal rod for microelectrode implantation for standard electrode holders. The rod is used to hold an implantable electrode. The implantable electrode is fixed to the rod with special Thomas RECORDING water soluable glue (AN001080). (Electrode holder is not included)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Replacement accumulator power supply for the Thomas Wireless System (3,7V/230mAh)</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>AN001208</td>
			<td>Replacement rechargeable battery (accumulator) for Thomas Wireless System with a capacity of 230mA for approximately 1h operation time. (size: 27mm x 20mm x 6mm, weight app. 6g)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Replacement accumulator power supply for the Thomas Wireless System (3,7V/450mAh)</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>AN001209</td>
			<td>Replacement rechargeable battery (accumulator) for Thomas Wireless System with a capacity of 450mA for more than 1h operation time. (size: 48mm x 30mm x 4mm, weight app. 11g)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Accumulator charger for Thomas Wireless System (TWS) rechargable accumulator</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>AN001207</td>
			<td>Mains powered charger for the Thomas Wirless System (TWS) rechargable accumulators (AN001209 and AN001209)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water soluble glue</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>AN001080</td>
			<td>Thomas RECORDING water soluble electrode glue is a specially selected product for use with implantable microelectrodes in neuroscientific research. Its unique properties ensure a rigid connection between electrode and mounting device although it is easily removable with warm water. The Thomas RECORDING water soluble electrode glue can be used out-of-the-box, without any time consuming preparation. Thomas RECORDING water soluble electrode glue is not harmful to humans, animals or the environment. Quantity: 1 box of 10 gramms</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Miniature differential preamplifier</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>AN000329</td>
			<td>The Miniature Differential Pre-Amplifier, Model MDPA-2 is a 2-channel, differential input preamplifier that is designed for low noise recordings from excitable tissue. It is intended for extracellular recording in conjunction with the implantation of implantable microelectrodes for freely moving animal appliactions with the Thomas Wireless System (TWS). The 2-Channel Miniature Differential Preamplifier (MDPA-2) is connected to the implantable microelectrodes for providing the initial tenfold amplification stage. Ideally Thomas RECORDING quartz glass insulated platinum/tungsten electrodes are used to yield optimal recording results with high signal amplitudes and low noise levels. The MDPA-2 has additional common ground and reference electrode inputs.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Connection cable</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>AN000330</td>
			<td>Connection cable to connect the Thomas Miniature differential preamplifier (MDPA-2) to a main amplifier and an accumulator power supply.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rechargeable power supply for the miniature preamplifier</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>AN000328</td>
			<td>Rechargeable accumulator power supply for the Miniature differential preamplifier (MDPA-2).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Accumulator charger (US)</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>AN000167</td>
			<td>Accumulator charger for the power supply AN000328 (US mains power outlet conenctor)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Accumulator charger (EU)</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>AN000168</td>
			<td>Accumulator charger for the power supply AN000328 (EU mains power outlet connector)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Differential preamplifier/main amplifier/bandpass filter</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>AN000677</td>
			<td>TREC AC Main Amplifier (LabAmp-03) is a single-channel, differential main amplifier for neurophysiological applications (e.g. extracellular recording with microelectrodes). This Instrument is designed to work with the miniature Differential Pre-Amplifier, Model MDPA-2. The single channel of the LabAmp-03 contains a high-gain, low-noise differential amplifier stage followed by low frequency and high-frequency filters. The amplifier has two different filter amplifiers, a single unit activity (SUA) filter &#8211;amplifier and a local field potential (LFP) filter amplifier, both are connected parallel in the signal path. Record Mode offers two levels of signal gain (x10, x100) in a first stage and 4 additional levels (x5, x10, x25 and x50) in a final amplifier stage. Each amplifier has different bandpass characteristics for single unit activity (SUA) 500Hz&#8230;20kHz and local field potentials (LFP) 0,1Hz&#8230;140Hz. An audio monitor and a window discriminator is integrated in the device. The LabAmp-03 has an integrated audio monitor with loudspeaker. This unit provides audio reproduction of electrophysiological signals. The unit combines an audio amplifier in a compact, rugged package. This is especially suited to monitoring neural firing and muscle contractions. The audio monitor input is internally connected to the SUA-Filter amplifier output. The LabAmp-03 is delivered with external power supply for a mains power operation voltage range of 100-240V AC/50-60Hz.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>USB Oscilloscope</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>AN001096</td>
			<td>USB PC Oszilloskop, 2 Kanal. This 2-channel PC oscilloscope is perfect suitable for mobile use on a laptop and permanent installation in control cabinets, industrial equipment and many other applications where a small, lightweight and powerful oscilloscope is required. This oscilloscope is connected to the signal output of the main amplifier is for display of recorded extracellular activity during the implanation of the implantable microelectrodes for the Thomas Wireless System (TWS). The user can acquire the measurement data over the several data-interfaces directly on the PC with includes PC software.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stimulus generator</td>
			<td>Multichannel Systems</td>
			<td>STG3008-FA</td>
			<td>Stimulus Generator for Current (STG) and Voltage Driven Stimulation fulfill three functions: current driven stimulation, voltage driven stimulation, controlling and timing. The STG is available with 2, 4 or 8 independet output channels. Featuring integrated isolation units for each output channel, the STG is able to provide any arbitrary waveform.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cap protector for the electrode</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>AN001193</td>
			<td>Protective cap for implantable electrode unit for the Thomas Wireless System</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Scissors, blunt-end forceps, spatulas, surgical clippers, dental drill, and cotton buds</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drugs and chemicals</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Isoflurane, xylocaine, tramadol hydrochloride (Tramadol-CT, AbZ-Pharma GmbH, Ulm, Germany), dexpantenol eye salve (Bepanthen, Bayer AG, Leverkusen, Germany), 3% hydrogen peroxide, povidone-Iodine (Betaisodona, Mundipharma GmbH, Limburg, Germany) and 70% ethanol;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fixation material including</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Stainless steel screws (BN650 M1.2x5; 4.7 mm ), acrylic resin (Paladur, Heraeus Holding GmbH, Hanau, Germany), ultraviolet glue (Cyberbond U3300, Cyberbond Europe GmbH, Germany) and cap protector (Thomas Recording GmbH, Giessen, Germany);</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Additional material</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Gloves, heating pad, syringes, and physiological saline.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small Animal Stereotaxic Instrument (SASI)</td>
			<td>Thomas RECORDING GmbH</td>
			<td>AN000287</td>
			<td>The model should be chosen according to the animal (rat, guinea pig, monkeys, etc) used in the study</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Video camera</td>
			<td>EverFocus</td>
			<td></td>
			<td>EverFocus, model: EQ150</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Open field</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Made of transparent or gray acrylic, having round shape measuring 40x40x40cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Elevated plus maze</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Made of gray acrylic and consisted of two open arms (50 cm long x 10 cm wide) and two closed arms (50 cm long x 10 cm wide, with 40 cm high walls) that extended from a central platform elevated 50 cm above the floor.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a wireless, bidirectional interface for in vivo recording and stimulation of neural activity in freely behaving rats

In vivo de electrofisiología es una técnica poderosa para investigar la relación entre actividad cerebral y el comportamiento en una escala de milisegundos y micrómetro. Sin embargo, los métodos actuales dependen sobre todo de grabaciones de atado del cable o utilizan solamente sistemas unidireccionales, permitiendo grabar o estimulación de la actividad de los nervios, pero no en el mismo tiempo o el mismo objetivo. Aquí, un nuevo móvil, dispositivo bidireccional para grabación multicanal simultánea y estimulación de la actividad neural en comportarse libremente las ratas se describe. El sistema opera a través de una sola etapa cabeza portable que transmite la actividad grabada y puede orientarse en tiempo real para la estimulación del cerebro mediante un software multicanal basado en la telemetría. El escenario principal está equipado con un preamplificador y una batería recargable que permite grabaciones a largo plazo estables o estimulación de 1 h. lo importante, la etapa principal es compacta, pesa 12 g (batería incluyendo) y por lo tanto tiene un impacto mínimo en el animal´s repertorio conductual, lo que el método aplicable a un amplio conjunto de tareas conductuales. Por otra parte, el método tiene la gran ventaja que el efecto de la estimulación cerebral en actividad neuronal y el comportamiento puede medirse simultáneamente, proporcionando una herramienta para evaluar las relaciones de causalidad entre el comportamiento y patrones de activación cerebral específica. Esta característica hace que el método particularmente valioso para el campo de la estimulación cerebral profunda, que precisa evaluación, seguimiento y ajuste de parámetros de estimulación durante experimentos conductuales a largo plazo. La aplicabilidad del sistema ha sido validada utilizando el colliculus inferior como una estructura de modelo.

Datos técnicos de TWS
El sistema inalámbrico ofrece 4 canales de grabación independiente y canal de 1 estimulación. Actividad extracelular fue recogido por el electrodo de un solo núcleo de grabación y pasó a la entrada de señal de alta impedancia del sistema inalámbrico. La señal grabada fue (x200) pre amplificado por un preamplificador de entrada diferencial, acoplado en CA y paso de banda filtrado (señal fija ancho de banda, 500 Hz... 5 kHz) para grabar sólo actividad de varias unidades, ya que en el presente estudio el principal interés de actividad la unidad de registro y los potenciales de campo local no. El principal amplificador de ganancia programable integrado ofrece software ajustable de ganancia para los cuatro canales de grabación (x1, x2, x4, x8, x16, x32, x64). La cadena de señal completa del sistema inalámbrico ofrece valores de ganancia general de x200, x400, x800, x1600, x 3200, x6400 y x12800. Después de la amplificación y filtrado, la señal analógica fue digitalizada por un convertidor analógico a digital, modulada en una portadora de alta frecuencia y transmitida por un transceptor de radio utilizando la banda ISM de 2.4-2.5 GHz. Se utilizó el mismo tipo de transceptor en el otro lado de la trayectoria de transmisión. Este segundo equipo estaba conectado a un ordenador mediante un puerto USB. La trayectoria de transmisión fue utilizada para la transmisión de datos bidireccional para enviar las señales grabadas extracelulares desde el animal al ordenador y viceversa los parámetros de control para la amplificación de la señal y el estímulo de la computadora al animal.
Usando la TWS, fue posible registrar la actividad cerebral de varias unidades y modificar el comportamiento del animal estimulando el colliculus inferior mientras que la rata se movía libremente en el campo Abrir con éxito. El transceptor se colocó a 5 metros del animal y fue conectado a la computadora por un USB puerto (véase figura 2). Una comparación de las cualidades de la señal grabada se rindió con el tethered y el sistema inalámbrico se demuestra en la figura 5. La TWS registra la actividad de varias unidades con una calidad de señal similar como un sistema de grabación por cable. El micro-estimulador es un verdadero estimulador inalámbrico que actualiza los parámetros de estimulación en tiempo real, es decir, la señal de estimulación, cuyos parámetros se definen con el software TWS se pasa al electrodo de estimulación conectados a la etapa principal en algunas milisegundos después de presionar el botón de estimulación. Por lo tanto, era posible cambiar los parámetros de estimulación sin sacar el animal de la jaula. Esta función tiene la ventaja que uno puede reducir al mínimo el tiempo para los experimentos de estimulación.
Un software TWS fue especialmente diseñado para permitir el control de todas las características del sistema inalámbrico (por ejemplo registro y estimulación) a través de la interfaz de usuario gráfica (figura 3 y figura 4). Para la estimulación de la micro, se utilizó una señal de estímulo que se ha desarrollado utilizando la interfaz gráfica de usuario del software TWS. El estimulador de la TWS fue utilizado en un modo de estimulación equilibrada de corriente constante de carga. El patrón de estimulación fue enviado inalámbricamente al estimulador de corriente constante integrado en la unidad inalámbrica de escenario principal. Se aplicó estimulación actual entre un microelectrodo de trabajo en blanco de interés (como por ejemplo el colículo inferior en el presente estudio) y un electrodo contador distante más grande que sirve como electrodo de tierra o referencia de la TWS. Dependiendo de la impedancia del electrodo de estimulación y tensión cumplimiento del estimulador de corriente constante, es posible utilizar una gama corriente de estimulación máxima de ±625 MA, aunque fue necesario un umbral actual mucho más bajo en los presentes experimentos. Aquí, carga bifásica equilibrada estimulación de corriente constante se utilizó con corrientes de pico hasta 300 mA. En caso de estimulación bifásica, el primer pulso se utiliza para provocar el efecto fisiológico y el segundo pulso generalmente invierte en procesos electroquímicos que ocurren durante el pulso de estimulación18. La etapa principal de TWS proporciona tiempo real patrones de estimulación establecido a través de la interfaz gráfica de usuario del software TWS (ver figura 4).
El software TWS se divide en tres secciones principales: (i) la ventana principal con controles para grabación y estimulación, una ventana de generador (ii) el estímulo con todas las opciones de configuración para los parámetros de la señal de estimulación y una ventana (iii) repetidor para reproducir la archivos de datos grabados. La ventana principal permite al usuario visualizar las señales registradas de hasta 4 canales de grabación, la ganancia para los canales y arranque/parada de grabación de las señales mostradas. Los datos de la señal se almacenan en un archivo en el disco duro del ordenador. La ruta del archivo se encuentra en el menú de configuración. Además de los parámetros de grabación, la ventana principal permite iniciar y detener el proceso de estimulación. La estimulación constante actual que atraviesa el electrodo de estimulación en el cerebro animal se muestra en tiempo real en la pantalla de la ventana principal. Los parámetros de la señal de estimulación están ajustados en la ventana de configuración de parámetros de estímulo. Es posible definir trenes de pulso de estimulación mono o bifásico y para todo estímulo utilizado parámetros de pulso como por ejemplo pulso, amplitud de pulso, el tiempo entre pulsos, etc. (para detalles vea figura 4). La función de pulso de estimulación que resulte de los valores de los parámetros previamente seleccionados se muestra en una pantalla gráfica en la ventana de generador de estimulación.
TWS se diseñó según aspectos de usabilidad. La usabilidad del software es un factor esencial para garantizar el avance suave de la experiencia de estimulación sin hilos/de la grabación y un entorno de trabajo seguro y cómodo. También ayuda a mejorar la reproducibilidad del experimento.
Datos de la grabación de una sola unidad y estimulación eléctrica
Actividad extracelular de varias unidades se registró sucesivamente en el colículo inferior desde el mismo electrodo implantado usando la TWS y un sistema de grabación atado convencional. La figura 5 muestra datos crudos representativos grabados con ambos sistemas mientras que el animal se estaba moviendo libremente en un campo abierto. Comparación directa de las señales sugiere similar espiga onda y ruido (figura 5A y 5B). Una demostración de la forma de espiga se representa en el A 'y B'.
Ya que las ratas no intente quitar la etapa principal de TWS después de la cirugía y durante los días posteriores, se suponía que no interfirió significativamente con sus movimientos y no causó malestar. Así, mediante el uso de la TWS, un problema común en las grabaciones atados de ratas fue evitado como retiro y masticación de los conectores y cables. De hecho, las ratas con la etapa principal de TWS fueron capaces de explorar el campo abierto y más laberinto (sEE 1 película) cruces normales expositoras, cría y preparación de comportamientos.
Además, los parámetros de estimulación utilizados con el convencional sistema tethered o TWS evocaban el mismo resultado conductual, aquí escapar de comportamiento. A partir de 100 mA, la amplitud actual de la estimulación aumentó gradualmente hasta que se alcanza el umbral de escape - mínima intensidad de la corriente produciendo correr o saltar - y el comportamiento del escape fue sacado. Los umbrales individuales de escape de 4 ratas fueron similares al usar ambos sistemas (figura 5).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56299/56299fig1.jpg"> 
Figura 1: Microelectrodo TWS unidad. (1) grabación solo electrodo/tetrodo, electrodo de estimulación (2), tablero de conexión de fibra (3) electrodo, cables de conexión (4) flexible, cable de tierra (5), tablero (6) conector, conector (7) hombre o mujer para sistema TWS (A); Unidad TWS microelectrodo conectado al preamplificador (8) y el soporte (9); (B) listo para acoplarse a un marco estereotáctica (C). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56299/56299fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56299/56299fig2.jpg"> 
Figura 2 : Vista superior de la etapa principal de TWS monta módulo (A) sin fuente de alimentación del acumulador. Total dimensiones: altura 12.5 m, profundidad 24 mm (19,3 mm + 4,7 mm), anchura 22,1 mm, peso: vista inferior g. 5.96 (B) muestra el conector de la unidad de electrodo; fuente de alimentación del acumulador, de altura 9 mm, profundidad 26 mm, ancho 20 mm, peso 6 g (C); un resumen de los componentes TWS utilizados para esta prueba: (1) cabeza de la etapa unidad con acumulador montado sobre el cráneo de animal´s, unidad de (2) transceptor conectado a la computadora puerto USB, software (3) TWS (D); Foto de una rata libremente moviendo y mostrando el escenario principal de TWS conectado a la unidad de microelectrodo implantado previamente (E) y software TWS mostrando señales grabadas ejemplares (F). La etapa principal de TWS proporciona tiempo real patrones de estimulación configura en la interfaz gráfica de usuario del software TWS. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56299/56299fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56299/56299fig3.jpg"> 
Figura 3: TWS software interfaz gráfico, grabar pantalla. El rendimiento de la grabación de la TWS con un electrodo bipolar única de la grabación, implantado en el colículo inferior, se representa en la pantalla. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56299/56299fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56299/56299fig4.jpg"> 
Figura 4: interfaz gráfica de usuario TWS software. pantalla de estímulo (A) y especificaciones de parámetro del estímulo (B). Parámetros de la señal de la estimulación (C) como el ancho de pulso (PxW), amplitud de pulso (PxA), entre el retardo del pulso (IPD), tiempo entre pulsos (PDD), pulso por tren (PPT) y el tiempo entre trenes (OTC) son ajustables a través de la interfaz gráfica de usuario TWS software. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56299/56299fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56299/56299fig5.jpg"> 
Figura 5 : Comparación cualitativa entre una señal multi-unit registrados extracelularmente con TWS (A) y una configuración de grabación por cable (B). Ambas grabaciones fueron obtenidas de la misma unidad de microelectrodo TWS (impedancia 0.5MOhm) implantada en el colículo inferior. La distancia axial entre los dos contactos de electrodos de grabación era aproximadamente de 400 μm. El ancho de banda de grabación del sistema por cable y el TWS eran idéntico (500 Hz... 5 kHz), las señales se muestrearon 40 kHz (sistema de cableado) y 32 kHz (TWS). Ambos sistemas registran actividad de varias unidades con una calidad de señal similar. No hay clara diferencia en las tarifas entre el TWS y grabaciones por cable de leña. Forma de onda del potencial de acción de la neurona de ambas grabaciones se muestran en el A 'y B'. Parámetros de estimulación similares eran necesarios para 4 ratas alcanzar el umbral de escape utilizando un sistema de anclado (TS) o TWS (C). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56299/56299fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Movie" src="/files/ftp_upload/56299/56299mov1.jpg"> 
Pelicula 1: Una rata ejemplar exhibir comportamiento exploratorio normal durante el plus test de laberinto. La TWS permite al animal a entrar en los brazos abiertos y cerrados sin cables consiguiendo enredado para arriba en el aparato de prueba, sin embargo, es pequeño y suficientemente liviana para que sólo mínimamente interfiere en la tarea misma. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56299/Movie_1_Exploratory_behavior_JoVE2017.mp4" target="_blank">Por favor haga clic aquí para ver este video. (Clic derecho para descargar)</a>

Watch this Scientific Journal Video about A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats at JoVE.com

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

Se introduce un inalámbrico, sistema bidireccional de nervios grabaciones de canales múltiples y la estimulación en comportarse libremente las ratas. El sistema es ligero y compacto, teniendo así un impacto mínimo en el repertorio conductual de la animal´s. Por otra parte, este sistema bidireccional proporciona una sofisticada herramienta para evaluar las relaciones causales entre patrones de activación cerebral y el comportamiento.

Un inalámbrico, interfaz bidireccional para la grabación en Vivo y estimulación de la actividad Neural en comportarse libremente las ratas

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer ...

Research

JoVE Journal

Behavior

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

Construction of Microdrive Arrays for Chronic Neural Recordings in Awake Behaving Mice

Construcción de Matrices Microdrive para grabaciones neuronales crónicas en Awake Ratones Behaving

State-of-the-art electrophysiological recordings from the brains of freely behaving animals allow researchers to simultaneously examine local field ...

Investigación

Comportamiento

Simultaneous Scalp Electroencephalography (EEG), Electromyography (EMG), and Whole-body Segmental Inertial Recording for Multi-modal Neural Decoding

Simultaneous Scalp Electroencephalography EEG, Electromyography EMG, and Whole-body Segmental Inertial Recording for Multi-modal Neural Decoding

Electroencefalografía simultánea del cuero cabelludo (EEG), electromiografía (EMG) y de todo el cuerpo de grabación inercial segmentaria para Multi-modal Neural Decodificación

Recent  studies support the involvement of supraspinal networks in control of bipedal  human walking. Part of this evidence  encompasses studies, ...

Long-term Potentiation of Perforant Pathway-dentate Gyrus Synapse in Freely Behaving Mice

La potenciación a largo plazo de la Vía Perforante-giro dentado sinapsis en comportarse libremente Ratones

Studies of long-term potentiation of synaptic efficacy, an activity-dependent synaptic phenomenon having properties that make it attractive as a potential ...

A Procedure to Study the Effect of Prolonged Food Restriction on Heroin Seeking in Abstinent Rats

Un procedimiento para estudiar el efecto de la prolongada restricción de alimentos en heroína Buscando en ratas abstinentes

In human drug addicts, exposure to drug-associated cues or environments that were previously associated with drug taking can trigger relapse during ...

Automated Visual Cognitive Tasks for Recording Neural Activity Using a Floor Projection Maze

Tareas Cognitivas Visuales automatizadas para grabación Neural actividad utilizando una proyección del suelo Maze

Neuropsychological tasks used in primates to investigate mechanisms of learning and memory are typically visually guided cognitive tasks. We have ...

A Procedure to Observe Context-induced Renewal of Pavlovian-conditioned Alcohol-seeking Behavior in Rats

Un procedimiento para observar inducida Contexto-Renovación-pavloviano acondicionado Alcohol comportamiento de búsqueda en ratas

Environmental contexts in which drugs of abuse are consumed can trigger craving, a subjective Pavlovian-conditioned response that can facilitate ...

The Modified Hole Board - Measuring Behavior, Cognition and Social Interaction in Mice and Rats

La Junta Agujero Modificado - Medición de Comportamiento, Cognición e interacción social en ratones y ratas

This protocol describes the modified hole board (mHB), which combines features from a traditional hole board and open field and is designed to measure ...

A Method for Remotely Silencing Neural Activity in Rodents During Discrete Phases of Learning

Un método para Remotamente silenciamiento actividad neural en roedores Durante fases discretas de aprendizaje

This protocol describes how to temporarily and remotely silence neuronal activity in discrete brain regions while animals are engaged in learning and ...

Using the Activity-based Anorexia Rodent Model to Study the Neurobiological Basis of Anorexia Nervosa

Utilizando la anorexia Roedor modelo basado en actividades para el Estudio de las bases neurobiológicas de la anorexia nerviosa

Anorexia nervosa (AN) is a psychiatric illness characterized by excessively restricted caloric intake and abnormally high levels of physical activity. A ...

A Novel Experimental and Analytical Approach to the Multimodal Neural Decoding of Intent During Social Interaction in Freely-behaving Human Infants

Un nuevo enfoque experimental y analítico al Multimodal Neural Decodificación de Intención Durante interacción social en Libremente-comportarse Infantes Humanos

Understanding typical and atypical development remains one of the fundamental questions in developmental human neuroscience. Traditionally, experimental ...