Name: real-time measurement of epithelial barrier permeability in human intestinal organoids
Uploaded: 2017-12-18T15:00:00
Duration: 8 min 4 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Real-time Measurement of Epithelial Barrier Permeability in Human Intestinal Organoids at JoVE.com

Les auteurs tiens à remercier les Drs Stephanie Spohn et Abuaita de Bâle pour beaucoup des discussions fructueuses sur organoïde microinjection. JRS est pris en charge par le Consortium de cellules souches intestinales (U01DK103141), un projet de recherche financé par le National Institute of Diabetes et digestif et Kidney Diseases (NIDDK) et le National Institute of Allergy and Infectious Diseases (NIAID). JRS et VBY sont pris en charge par le roman de NIAID, Alternative Model Systems Consortium maladies entériques (NAMSED) (U19AI116482). DRH est pris en charge la subvention des mécanismes de la pathogénie microbienne de formation de la National Institute of Allergy et maladies infectieuses (NIAID, T32AI007528) et le prix de la clinique et translationnelle Science à l’Institut de Michigan de cliniques et de santé Recherche (UL1TR000433).
Les fichiers de données complet et le code d’analyse de données utilisées dans ce manuscrit sont disponibles à https://github.com/hilldr/HIO_microinjection.

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Les auteurs ont pas concurrentes d’intérêts financiers ou autres conflits d’intérêts de divulguer.

Ce protocole établit une méthode polyvalente pour la microinjection de HIOs dérivés hPSC et dérivé de tissu intestinal organoïdes et la mesure de la perméabilité de la barrière épithéliale en temps réel. Nous avons aussi démontré notre approche à l’analyse et l’interprétation des données obtenues à l’aide de ces méthodes. Compte tenu de l’adoption croissante d’organoïdes intestinale systèmes modèles16,20,21,28 et l’intérêt de longue date dans la perméabilité de la barrière intestinale comme un physiologiquement pertinents fonctionnelle résultat3,4,5,6, nous prévoyons que d’autres personnes travaillant dans ce domaine sera en mesure d’appliquer et de tirer parti de ces méthodes.
Il y a plusieurs étapes qui sont indispensables pour l’application de cette technique. Accès à hPSC de haute qualité - ou tissu dérivée HIO tissu devrait être établi avant une vaste expérimentation avec microinjection. HIO macrostructure peut être hétérogène, avec des variations en taille et en forme, bien que l’identité de tissu et de la morphologie cellulaire est hautement reproductible lors de l’utilisation d’une méthodologie éprouvée pour générer HIOs24. HIOs sphériques consistant en une simple lumière semi transparente et mesure environ 1 mm de diamètre sont idéales pour la microinjection et mesure de la fluorescence luminale en temps réel. Dans certains cas, microinjection échoue, entraînant l’effondrement de la HIO ou fuite évidente de substance injectée. HIOs défaillants peuvent être retirés de la culture bien à la discrétion de l’utilisateur à l’aide d’une micropipette standard. Envisagez les lentilles de l’objectif disponibles sur une plate-forme d’imagerie lors de la sélection HIOs pour microinjection et l’imagerie. En général, 2-4 X objectif objectifs sont idéales pour capter le signal fluorescent HIO complet, même si un objectif 10 X peut être utilisé si les lentilles de faible puissance ne sont pas disponibles ou si les HIOs disponibles sont &#60; 1 mm de diamètre. Logiciel d’imagerie doit permettre la capture automatique d’images fluorescentes à des moments définis dans le temps.
Plusieurs modifications du présent protocole sont possibles afin de répondre aux besoins expérimentaux. Par exemple, les résultats des tests de la fonction barrière pourraient dépendre de la taille moléculaire des composés à l’usage43 et il peut être approprié tester la préparation de dextran de différents poids moléculaires. En outre, l’imagerie fond clair peut être effectuée en plus de l’imagerie de fluorescence comme indicateur de l’intégrité structurale globale du tissu25. Lorsque vous effectuez la microinjection de bactéries vivantes25,28,31,32,33,44, il peut être nécessaire d’ajouter de la pénicilline et streptomycine ou gentamicine pour les milieux de culture HIO avant ou après la microinjection. L’extérieur de la microcapillaire va être contaminée au cours du remplissage avec la suspension de la culture bactérienne et cela peut être transféré dans les médias HIO. Alternativement, microinjection peut être effectuée sur HIOs suspendus dans la matrice extracellulaire (p. ex., Matrigel) sans les médias, ajoutant les médias après que la microinjection est terminée. Cela peut limiter la contamination à la matrice extracellulaire et la face externe de la HIO. Lors de la planification des essais de croissance microbienne, il peut être nécessaire d’enlever des antibiotiques dans les médias après 1-2 h pour éviter de ralentir ou d’empêcher le développement d’organismes microinjectés.
Enfin, reconnaissant que pas tous les chercheurs auront accès à l’équipement de microscopie adapté à l’imagerie de in vitro , il est important de souligner que les procédures décrites dans le présent protocole de collecte de données de fluorescence peuvent être appliquées aux images prises à intervalles fixes microscopie épifluorescente standard sans capture d’image automatisé ou contrôles environnementaux. Exemples de cette approche se trouvent dans les rapports de Leslie et Huang et al. 25, qui ont examiné l’activité toxine Clostridium organoïdes intestinale dérivée de hPSC, et Koenig et Odile et al. 44, qui ont examiné la perméabilité de la barrière épithéliale dans semblables dérivés hPSC organoïdes intestinale micro avec direct e. coli. Le fonctionnement manuel de matériel d’imagerie peut entraîner une plus grande variation et la difficulté en normalisant le signal fluorescent. Exécution manuelle d’imagerie du FITC-dextran injection HIOs, il est essentiel de maintenir le grossissement fixe, intensité d’excitation fluorescente et temps d’exposition tout au long de l’expérience pour ne pas fausser les mesures d’intensité de fluorescence.

L’épithélium intestinal constitue une barrière sélective qui intervient dans le transport directionnel de nutriments, H2O, des ions et des déchets produits tout en minimisant les non-spécifique échange induite par la diffusion d’autres particules entre la lumière et la mésenchymateuse tissu ou sang d’alimentation1,2. La perméabilité non spécifique de la barrière épithéliale intestinale a longtemps été considéré comme un paramètre clé fonctionnel à la fois la santé et la maladie3,4,5,6, qui reflète le taux de diffusion de petites molécules à travers l’épithélium via l’espace paracellulaire. Mesure de la perméabilité de la barrière épithéliale peut être effectuée en7 de modèles animaux et des patients humains8 par l’ingestion de lactulose, qui n’a aucun transporteur spécifique dans le tractus gastro-intestinal et la collecte ultérieure et la mesure des concentrations de lactulose dans le sang périphérique. Les marqueurs ingérés remplaçant de la fonction de barrière comme glucides fluorescent étiquetés sont également disponibles9,10. Cette approche a été adaptée pour les cultures de cellules épithéliales intestinales sur Transwell appuie11, une approche simplifiée qui permet un meilleur contrôle expérimental mais a aussi été critiquée comme un mauvais prédicteur de in vivo perméabilité en raison de l’absence de différenciation épithéliales sous-types et tissu structure12. Moyen de chambres représentent encore une autre approche et permettent la mesure de la fonction de barrière épithéliale muqueuse intestinale ensemble ex vivo13. Application de cette technique est souvent limitée par tissu disponibilité et condition13,14. Ainsi les nouvelles méthodes qui équilibre la reproductibilité et le débit avec pertinence physiologique sont nécessaires.
Développements récents en in vitro de l’organogenèse ont conduit à l’adoption de systèmes de modèles 3D de vitroplants dans une plateforme sophistiquée pour récapitulant la dynamique complexe de tissus15,16,17 ,18,19,20,21,22,23. En particulier, humains ou les cellules souches (hPSC) dérivé organoïdes intestinale humaine (HIOs)19,24 ont émergé comme un système modèle reproductible et expérimentalement tractable pour l’étude des interactions hôte-microbienne et barrière épithéliale dynamique25,26,27,28. De même, humaine dérivée de tissu organoïdes (également connu sous le nom enteroids) peuvent être dérivés d’une procédure de biopsie simple et utilisable comme un système souple d’étudier la physiologie humaine et la maladie15,29,30. La microinjection d’organoïdes intestinale humaine permet la prestation de composés expérimentaux25 ou vivre des microbes25,31,32,33 à l’apicale épithéliales surface de la lumière organoïde. Leslie et Huang et al. 25 a récemment adapté cette technique pour mesurer la perméabilité de la barrière à HIOs micro avec l’isothiocyanate de fluorescéine (FITC) étiqueté dextran après une exposition à des toxines bactériennes.
Ce protocole se veut un guide pour la mesure de la perméabilité de la barrière épithéliale en HIOs dérivés hPSC et HIOs dérivé de tissu par microscopie fluorescente. Avec des modifications mineures, il peut également servir une amorce générale sur microinjection de HIOs avec composés expérimentaux. Les utilisateurs peuvent compléter ce protocole avec supplémentaires ou autres applications en aval après microinjection.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>EGTA 0.5 M sterile (pH 8.0)</td>
			<td>Bioworld</td>
			<td>405200081</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell matrix solution (Matrigel)</td>
			<td>Corning</td>
			<td>354230</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deltavision RT live cell imaging system</td>
			<td>GE Life Sciences</td>
			<td>29065728</td>
			<td>http://www.gelifesciences.com/webapp/wcs/stores/servlet/catalog/en/GELifeSciences/brands/deltavision/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Camera</td>
			<td>GE Life Sciences</td>
			<td>29065728</td>
			<td>Included with Deltavision system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>softWoRx Imaging software</td>
			<td>GE Life Sciences</td>
			<td>29065728</td>
			<td>Included with Deltavision system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biosafety cabinet</td>
			<td>Labconco</td>
			<td>Cell Logic+</td>
			<td>http://www.labconco.com/product/purifier-cell-logic-class-ii-type-a2-biosafety-cabinets-2/4262</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1X PBS</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>10010-023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Advanced DMEM-F12</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>12634-010</td>
			<td>Component of ENR media; see McCraken et al. 24</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B27 supplement (50X)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>17504044</td>
			<td>Component of ENR media; see McCraken et al. 24</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-glutamine (100X)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>25030-081</td>
			<td>Component of ENR media; see McCraken et al. 24</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES buffer</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15630080</td>
			<td>Component of ENR media; see McCraken et al. 24</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Manipulator</td>
			<td>Narshge</td>
			<td>UM-3C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>Narshge</td>
			<td>UM-1PF</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette Holder</td>
			<td>Narshge</td>
			<td>UP-1</td>
			<td>Alternate to Xenoworks pipette holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnetic stand</td>
			<td>Narshge</td>
			<td>GJ-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting scope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SX61</td>
			<td>Recommended scope, although other models are likely compatible</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olympus IX71 Fluorescent microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>IX71</td>
			<td>Included with Deltavision system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CoolSNAP HQ2</td>
			<td>Photometrics</td>
			<td>29065728</td>
			<td>Included with Deltavision system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recombinant C. difficile Toxin A/TcdA Protein</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>8619-GT-020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EGF</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>236-EG</td>
			<td>Component of ENR media; see McCraken et al. 24</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>R-spondin 1</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>4645-RS</td>
			<td>Component of ENR media; see McCraken et al. 24</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Noggin</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>6057-NG</td>
			<td>Component of ENR media; see McCraken et al. 24</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral oil</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M8410</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC-dextran (4 kDa)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>46944</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipette puller</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>P-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nunc Lab-Tek II Chamber Slides</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>154526PK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass filaments</td>
			<td>WPI</td>
			<td>TW100F-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipette holder</td>
			<td>Xenoworks</td>
			<td>BR-MH2</td>
			<td>Preferred device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Analog Tubing kit</td>
			<td>Xenoworks</td>
			<td>BR-AT</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/16 in clear ferrule</td>
			<td>Xenoworks</td>
			<td>V001104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1-1.2 mm O-ring</td>
			<td>Xenoworks</td>
			<td>V300450</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

real-time measurement of epithelial barrier permeability in human intestinal organoids

Avances dans la culture 3D des tissus intestinaux obtenus par biopsie ou générés à partir des cellules souches pluripotentes par différenciation dirigée, ont abouti à des modèles sophistiqués en vitro de la muqueuse intestinale. S’appuyant sur ces systèmes modèles émergents nécessitera l’adaptation d’outils et de techniques mises au point pour les animaux et les systèmes de culture 2D. Nous décrivons ici une technique pour mesurer la perméabilité de la barrière épithéliale dans une organoïdes intestinale humaine en temps réel. Ceci est accompli par microinjection de dextran fluorescent marqué et d’imagerie sur un microscope inversé muni de filtres épifluorescence. Mesure en temps réel de la perméabilité de la barrière en organoïdes intestinale facilite la génération de données temporelles à haute résolution dans le tissu épithélial intestinal humain, bien que cette technique peut également être appliquée à fixe validant des approches d’imagerie. Ce protocole est facilement adaptable pour la mesure de la perméabilité de la barrière épithéliale après une exposition à des agents pharmacologiques, des produits bactériens ou des toxines ou des micro-organismes vivants. Avec des modifications mineures, ce protocole peut servir aussi comme une amorce générale sur la microinjection d’organoïdes intestinale et utilisateurs peuvent souhaiter compléter ce protocole avec supplémentaires ou autres applications en aval après microinjection.

HIOs étaient différenciés de cellules souches pluripotentes humaines et mis en culture en solution à matrice cellulaire comme précédemment décrit19,24. Après 4 semaines de culture, les HIOs avaient élargi suffisamment pour permettre une microinjection. HIOs étaient micro avec 4 kDa conjugué FITC dextran suspendu dans PBS ou PBS contenant la toxine de Clostridium difficile TcdA. C. difficile est un pathogène opportuniste gastro-intestinal qui présente épithéliale toxicité induite par la toxine HIOs25. Comme témoin positif, EGTA a été ajouté pour les milieux de culture HIO dans un sous-ensemble de HIOs injecté avec PBS et FITC-dextran. EGTA est un chélateur du calcium qui provoque rapide la polymérisation de l’actine cytosquelette42. Fluorescence FITC a été suivie en temps réel sur un microscope d’imagerie live dans une chambre à environnement contrôlé et images ont été capturées dans des intervalles de 10 minutes.
Analyse a posteriori des données d’imagerie a révélé des différences substantielles dans la rétention de la fluorescence FITC (Figure 5). HIOs injectés avec du PBS conservé la quasi-totalité du signal fluorescent à t = 0, bien qu’HIOs qui ont été injectés également avec TcdA des traités avec l’EGTA présentaient une diminution sensible de l’intensité de fluorescence par microinjection après 8 heures (Figure 5 a). données d’imagerie ont été quantifiées pour HIOs tous à tous moments générer un dataset haute résolution représentant la variation relative de l’intensité de fluorescence au fil du temps dans chacune des conditions expérimentales (Figure 5 b). Les différences de perméabilité épithéliale ont été évaluées en calculant la durée moyenne d’élimination (t1/2 ) du FITC pour chaque groupe de traitement (tableau 1) et en comparant les différences en t t1/2 entre les groupes à l’aide de l’élève t-test. HIOs témoins traités retenus la majorité des signaux fluorescent FITC pendant plus de 16 heures (t1/2 = 17 ± 0,3 h). Traitement par EGTA considérablement réduit temps élimination FITC-dextran par rapport au témoin HIOs (t1/2 = 2,6 ± 0,2 h ; P = 1,3 x 10-8). Conformément aux résultats déjà publiés25, microinjection de TcdA a considérablement augmenté perméabilité de la barrière épithéliale par rapport au traitement témoin (t1/2 = 7,6 ± 0,6 h ; P = 5,4 x 10-4). Ainsi, aussi bien externes (EGTA) et microinjecté (TcdA) composés sont capables d’induire des changements significatifs dans la perméabilité de la barrière épithéliale à HIOs. Ces résultats suggèrent que les effets d’un large éventail d’agents pharmacologiques, métabolites, produits bactériens, cytokines, facteurs de croissance et d’autres composés sur la fonction barrière épithéliale peuvent être évaluées à l’aide de cette approche.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Traitement</td>
			<td>Demi-vie (h)</td>
			<td>SEM (h)</td>
			<td>Bas 95 % IC (h)</td>
			<td>Haut 95 % IC (h)</td>
			<td>n</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Contrôle</td>
			<td>17.11</td>
			<td>0,3</td>
			<td>16 h 45</td>
			<td>17,78</td>
			<td>11</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EGTA</td>
			<td>2,58</td>
			<td>0,19</td>
			<td>1,78</td>
			<td>3.38</td>
			<td>3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TcdA</td>
			<td>7.56</td>
			<td>0,63</td>
			<td>5.93</td>
			<td>9.18</td>
			<td>6</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tableau 1 : élimination de temps moyen (t1/2) pour FITC-dextran à HIOs traités par EGTA ou TcdA. Les unités sont microinjection après heures.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56960/56960fig1.jpg"> 
Figure 1 : agencement de base d’un microinjector et un micromanipulateur pour microinjection HIO. Cette image montre l’effectif complet de l’équipement utilisé pour l’exécution de microinjection de HIOs. Composantes clés sont étiquetés et informations de commande se trouvent dans la table des matières. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56960/56960fig1large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56960/56960fig2.jpg"> 
Figure 2 : micropipettes. Le cuivre chauffage bobine SC, bride supérieure c1, collier bas (c2), bras de l’extracteur (pa), activer/désactiver sélection de chaleur (ht) sont identifiés par les flèches. Le réglage correct pour 1 chaleur et PULL sont indiqués en rouge. L’encart montre un filament de verre correctement monté prêt pour le chauffage. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56960/56960fig2large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56960/56960fig3.jpg"> 
Figure 3 : images représentatives d’une HIO dérivé de tissu injecté avec FITC-dextran. (A) Image de montrant le positionnement de la microcapillaire verre juste avant l’insertion dans le HIO et microinjection. (B) image de fond clair d’une organoïdes intestinale humaine dérivée de tissu après microinjection de FITC-dextran. Notez que le signal de fluorescence est apparent même sans l’utilisation d’un ensemble de filtres spécifique. Cette coloration facilite la précision de microinjection. Grossissement de X 3 <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56960/56960fig3large.jpg" target="_blank">s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56960/56960fig4.jpg"> 
Figure 4 : Live de flux de travail d’imagerie. (A) capture d’écran illustrant les étapes nécessaires pour définir les paramètres de microscope, trouver les HIOs sur la diapositive et enregistrer la position de l’étape pour chaque HIO être photographié. (B) les paramètres de l’imagerie pré pour capturer le canal FITC à intervalles réguliers à chacune des positions spécifiés dans exportation post-imagerie A. (C) des données au format DV fichiers sous forme d’images TIFF avec une image TIFF par HIO par point dans le temps.<a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56960/56960fig4large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56960/56960fig5.jpg"> 
Figure 5 : résultats représentatifs. (A) les cellules souches dérivées des organoïdes intestinales humaines (HIO) micro avec 2 mg/mL FITC-dextran (4 kDa) photographié pendant 20 heures. HIOs étaient également micro avec PBS (contrôle) ou de la toxine de Clostridium difficile TcdA (12,8 ng/µL) ou traités avec 2 mM EGTA ajoute le support de culture externe. Grossissement de X 4. (B) parcelle de moyenne intensité normalisée de FITC au fil du temps à HIOs traités avec PBS (contrôle), TcdA ou EGTA. Barres d’erreur représentent S.E.M. et n = 11 HIOs (contrôle), 3 HIOs (EGTA), 6 HIOs (TcdA). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56960/56960fig5large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>

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Real-time Measurement of Epithelial Barrier Permeability in Human Intestinal Organoids

Ce protocole décrit la mesure de la perméabilité de la barrière épithéliale dans en temps réel suite à un traitement pharmacologique en humain organoïdes intestinale à l’aide de la microscopie fluorescente et microscopie des cellules en direct.

Mesure en temps réel de la perméabilité de la barrière épithéliale dans organoïdes intestinale humaine

Advances in 3D culture of intestinal tissues obtained through biopsy or generated from pluripotent stem cells via directed differentiation, have resulted ...

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Kinetic Measurement and Real Time Visualization of Somatic Reprogramming

Kinetic Mesure et visualisation en temps réel de Reprogrammation somatique

Somatic reprogramming has enabled the conversion of adult cells to induced pluripotent stem cells (iPSC) from diverse genetic backgrounds and disease ...

Recherche

Biologie du développement

Generation of iPSC-derived Human Brain Organoids to Model Early Neurodevelopmental Disorders

Génération de iPSC dérivés du cerveau humain organites au Modèle des troubles du développement neurologique précoce

The restricted availability of suitable in vitro models that can reliably represent complex human brain development is a significant bottleneck that ...

Immuno-fluorescent Labeling of Microtubules and Centrosomal Proteins in Ex Vivo Intestinal Tissue and 3D In Vitro Intestinal Organoids

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Immuno-fluorescence étiquetage des Microtubules et des centrosomes protéines dans les tissus intestinaux Ex Vivo et 3D In Vitro intestinale organoïdes

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