Name: 2d and 3d echocardiography in the axolotl (ambystoma mexicanum)
Uploaded: 2018-11-29T12:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about 2D and 3D Echocardiography in the Axolotl Ambystoma Mexicanum at JoVE.com

Nous tenons à remercier Kasper Hansen, Institut des sciences biologiques, Université d’Aarhus pour fournir l’accès à et assistance avec le micromanipulateur électronique acquisition échocardiographique 3D.

Les procédures menées dans le présent protocole étaient conformes à la législation danoise nationale pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire et les expériences ont été approuvées par l’inspection d’expériences des animaux nationale danoise (protocole # 2015-15-0201-00615).
1. les préparatifs
<ol><li>Préparer l’axolotl moyen.<ol>
<li>Appliquer l’eau du robinet non chimiquement traitée de haute qualité comme support de l’axolotl. Si ce n’est pas di...

<ol>
	<li>Forouzanfar, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+the+Global+Burden+of+Ischemic+Heart+Disease.">Assessing the Global Burden of Ischemic Heart Disease.</a> Glob. Heart. 7, 331-342 (2012).</li><li>Go, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+Disease+and+Stroke+Statistics--2014+Update:+A+Report+From+the+American+Heart+Association.">Heart Disease and Stroke Statistics--2014 Update: A Report From the American Heart Association.</a> Circulation. 129, e28-e292 (2014).</li><li>Leferovich, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+regeneration+in+adult+MRL+mice.">Heart regeneration in adult MRL mice.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 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Biol. 354, 67-76 (2011).</li><li>Gressens, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+introduction+to+the+Mexican+axolotl+(Ambystoma+mexicanum).">An introduction to the Mexican axolotl (Ambystoma mexicanum).</a> Lab Animal. 33, 41-47 (2004).</li><li>Cano-Mart&#237;nez, A., Vargas-Gonz&#225;lez, A., Guarner-Lans, V., Prado-Zayago, E., Le&#243;n-Oleda, M., Nieto-Lima, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+and+structural+regeneration+in+the+axolotl+heart+(Ambystoma+mexicanum)+after+partial+ventricular+amputation.">Functional and structural regeneration in the axolotl heart (Ambystoma mexicanum) after partial ventricular amputation.</a> Arch. Cardiol. Mex. 80, 79-86 (2010).</li><li>McCusker, C., Gardiner, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+axolotl+model+for+regeneration+and+aging+research:+a+mini-review.">The axolotl model for regeneration and aging research: a mini-review.</a> Gerontology. 57, 565-571 (2011).</li><li>Khattak, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+axolotl+(Ambystoma+mexicanum)+husbandry,+breeding,+metamorphosis,+transgenesis+and+tamoxifen-mediated+recombination.">Optimized axolotl (Ambystoma mexicanum) husbandry, breeding, metamorphosis, transgenesis and tamoxifen-mediated recombination.</a> Nat. Protoc. 9, 529-540 (2014).</li><li>Nakamura, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+analysis+of+Baf60c+during+heart+regeneration+in+axolotls+and+neonatal+mice.">Expression analysis of Baf60c during heart regeneration in axolotls and neonatal mice.</a> Develop. Growth Differ. 58, 367-382 (2016).</li><li>Tan, G. X. Y., Jamil, M., Tee, N. G. Z., Zhong, L., Yap, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+Reconstruction+of+Chick+Embryo+Vascular+Geometry+Using+Non-Invasive+High-Frequency+Ultrasound+for+Computational+Fluid+Dynamics.">3D Reconstruction of Chick Embryo Vascular Geometry Using Non-Invasive High-Frequency Ultrasound for Computational Fluid Dynamics.</a> Ann. Biomed. Eng. 43, 2780-2793 (2015).</li><li>Ho, S., Tan, G. X. Y., Foo, T. J., Phan-Thien, N., Yap, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organ+Dynamics+and+Fluid+Dynamics+of+the+HH25+Chick+Embryonic+Cardiac+Ventricle+as+Revealed+by+a+Novel+4D+High-Frequency+Ultrasound+Imaging+Technique+and+Computational+Flow+Simulations.">Organ Dynamics and Fluid Dynamics of the HH25 Chick Embryonic Cardiac Ventricle as Revealed by a Novel 4D High-Frequency Ultrasound Imaging Technique and Computational Flow Simulations.</a> Ann. Biomed. Eng. , (2017).</li><li>Wasmeier, G. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reproducibility+of+transthoracic+echocardiography+in+small+animals+using+clinical+equipment.">Reproducibility of transthoracic echocardiography in small animals using clinical equipment.</a> Coron. Artery. Dis. 18, 283-291 (2007).</li><li>Thygesen, M. M., Rasmussen, M. M., Madsen, J. G., Pedersen, M., Lauridsen, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Propofol+(2,6-diisopropylphenol)+is+an+applicable+immersion+anesthetic+in+the+axolotl+with+potential+uses+in+hemodynamic+and+neurophysiological+experiments.">Propofol (2,6-diisopropylphenol) is an applicable immersion anesthetic in the axolotl with potential uses in hemodynamic and neurophysiological experiments.</a> Regeneration. 4 (3), (2017).</li></ol>

Échocardiographie chez l’axolotl et autres espèces de non-mammifère donne des données fondamentalement différentes échocardiographie chez les mammifères en raison du caractère nucléé de globules rouges chez tous les vertébrés à l’exception des mammifères adultes. Il en résulte un signal sang prononcé et moins de sang-de-tissu contraste en images échocardiographiques axolotl par rapport à la souris par exemple, ou échocardiographie humaine. Cela peut rendre segmentation d’image sur les é...

Cardiopathie ischémique est des principales causes de décès dans le monde1,2. Bien que beaucoup survécu à un infarctus du myocarde en raison de l’intervention médicale rapide et adaptée, incident ischémique chez les humains conduire souvent à des cicatrices fibreuses associée à une hypertrophie, panne électrique et une moindre capacité fonctionnelle du coeur . Ce manque de potentiel de régénération du tissu cardiaque est partagé chez les mammifères, et même si les revendications controversées de mammifères régénération cardiaque ont été signalées, ceux-ci ont été limités à certaines souches murines3,4 et hypoxie traité souris5. Donc, le domaine de la biologie et la médecine régénérative cardiaque est généralement limité aux modèles animaux non-mammifère pour étudier les phénomènes de régénération cardiaque intrinsèque. Le poisson zèbre (Danio rerio) a été créé durant la dernière décennie que le modèle plus bien caractérisé pour coeur intrinsèque régénération6,7,8,9,10 . En raison de la maintenance de laboratoire simple, un temps de génération court et un large éventail d’outils moléculaires disponibles, le poisson-zèbre est bien adapté comme un modèle pour les mécanismes génétiques et moléculaires qui sous-tendent le développement cardiaque et la régénération. Toutefois, les dimensions infimes du poisson-zèbre-coeur rendent que moins adaptée pour évaluation fonctionnelle et des interventions chirurgicales complexes et la phylogénie de non-tétrapode du poisson-zèbre limite l’extrapolation raisonnable des résultats dans cette espèce, ainsi justifiant le recours à d’autres modèles plus grands tétrapodes. Un des premiers modèles de régénération de coeur vertébrés est un amphibien noyau caudé, le Triton (Notophthalmus viridescens)11, une espèce qui reste un modèle précieux12.
Ces dernières années un autre noyau caudé amphibiens, l’axolotl mexicain (a. mexicanum) apparaisse comme un grand (jusqu'à 100 g du corps de masse) et hautement adaptable animal modèle de laboratoire pour un large éventail de disciplines régénératrices s’étendant sur la régénération des membres, la moelle épinière et la régénération cardiaque13,14,15,16,17. L’axolotl est hautement susceptible de mesures fonctionnelles sur le cœur à l’aide d’échocardiographie de haute fréquence et de l’absence de structures calcifiées sur la face ventrale du coeur permet d’imagerie avec un niveau beaucoup plus faible d’artefacts d’image (acoustiques ultrasonore l’occultation et la réverbération en particulier) que celle observée chez d’autres animaux de modèle avec calcifiés sternum et côtes.
Le protocole suivant décrit plusieurs différentes méthodes et préparations (Figure 1, Figure 2) en vue d’acquérir des mesures échocardiographiques reproductibles sur le cœur de l’axolotl dans les deux anesthésiés (appliquer trois différents anesthésiques : benzocaïne, MS-222 et propofol) et non anesthésiés animaux en deux (Figure 3, Figure 4, Figure 5, Figure 6, Figure 7, Les fichiers supplémentaires 1-12) et trois (Figure 8, Figure 9, Fichiers supplémentaires 13-14) dimensions spatiales. Au cœur d’amphibien est trois chambres (deux oreillettes et un ventricule unique). Les oreillettes sont fournis par un grand sinus d’Arantius et le ventricule se jette dans le tube d’écoulement conus arteriosus (Figure 2). Étant donné que la plupart l’accent est traditionnellement placé sur la régénération ventriculaire et moins sur le recouvrement des oreillettes6,7,8,9,10,11 , 12 , 14 , 17, le présent Protocole se concentre principalement sur les mesures de la fonction ventriculaire.
Échocardiographie amphibien n’est pas bien décrit dans la littérature, et le développement des méthodes 2D décrites dans le présent document ont été chassés par la nécessité de mieux représenter les fonctionnalités du cœur battant axolotl à un moment donné et le paramètre expérimental. Ainsi, les méthodes décrites ici sont appliquent dans les expériences régénératrice de cœur où fonction cardiaque peut être surveillée de façon répétée au cours d’un processus de régénération. En outre, les méthodes peuvent être appliqués dans des expériences de cardiophysiological sur l’axolotl en général ou légèrement modifiées pour couvrir d’autres modèles d’amphibiens anoures ou de noyau caudés (e.g.,Xenopus). L’axolotl existe dans plusieurs différentes souches et les variations de couleur (par exemple, type sauvage, mélanoïde, blanc, albino, transgénique blanc avec l’expression de la protéine fluorescence verte), cependant, ces caractéristiques n’affectent pas la compatibilité de la axolotl avec le protocole décrit. La méthode décrite ici pour acquérir des données échocardiographiques 3D est une version modifiée de la technique de corrélation (STIC) image spatio-temporelle développée pour l’échographie clinique et la quadratique moyenne méthode décrite précédemment dans le poulet en développement à améliorer le signal de taches de sang dans les tissus mous chez les espèces contenant des hématies nucléées18,19. Cette méthode permet la modélisation avancée des contraction cardiaque et la dynamique des fluides calculée dans le coeur de l’axolotl.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1230">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Axolotl (Ambystoma mexicanum)</td>
			<td style="width:147px;">Exoterra GmbH</td>
			<td style="width:103px;">N/A</td>
			<td style="width:765px;">All strains (wildtype, melanoid, white, albino, transgenic white with GFP) can be applied for echocardiography</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Vevo 2100</td>
			<td style="width:147px;">Fujifilm, Visualsonics</td>
			<td style="width:103px;">Vevo 2100</td>
			<td>High frequency ultrasound system</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">MS700</td>
			<td style="width:147px;">Fujifilm, Visualsonics</td>
			<td style="width:103px;">MS700</td>
			<td>50 MHz center frequency, transducer</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">MS550s</td>
			<td style="width:147px;">Fujifilm, Visualsonics</td>
			<td>MS550s</td>
			<td>40 MHz center frequency, transducer</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micromanipulator</td>
			<td style="width:147px;">Zeiss</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Benzocain</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>94-09-7</td>
			<td>ethyl 4-aminobenzoate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">MS-222</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>886-86-2</td>
			<td>ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonic acid</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Propofol</td>
			<td>B. Braun Medical A/S</td>
			<td style="width:103px;">NA</td>
			<td>2,6-diisopropylphenol</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sodium chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:103px;">&#160;7647-14-5&#160;</td>
			<td>NaCl</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:216px;">Calcium chloride dihydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:103px;">10035-04-8</td>
			<td>CaCl2&#183;2H2O</td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:216px;">Magnesium sulfate heptahydrate&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:103px;">&#160;10034-99-8&#160;</td>
			<td>MgSO4&#183;7H2O</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Potassium chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:103px;">&#160;7447-40-7</td>
			<td>KCl</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Acetone</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:103px;">&#160;67-64-1&#160;</td>
			<td>Propanone</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Soft cloth</td>
			<td style="width:147px;">N/A</td>
			<td style="width:103px;">N/A</td>
			<td>Any piece of soft cloth measuring appromixately 70 x 55 cm^2 e.g. a dish towel</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Styrofoam block</td>
			<td style="width:147px;">N/A</td>
			<td style="width:103px;">N/A</td>
			<td>Any piece of Styrofoam block measuring approximately 33 x 27 x 5 cm^3 e.g. a medium sized Styrofoam cooler lid</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Plastic wrap</td>
			<td style="width:147px;">N/A</td>
			<td style="width:103px;">N/A</td>
			<td>Any piece of plastic wrap e.g. food wrap</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Tape</td>
			<td style="width:147px;">BSN Medical</td>
			<td style="width:103px;">72359-02</td>
			<td>Leukoplast sleek</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Kimwipes</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:103px;">Z188956&#160;</td>
			<td>Kimwipes, disposable wipers&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Excel 2010</td>
			<td style="width:147px;">Microsoft</td>
			<td style="width:103px;">N/A</td>
			<td>Excel 2010 or newer</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">ImageJ</td>
			<td colspan="2">National Institutes of Health</td>
			<td>ImageJ 1.5e or newer. Rasband, W.S., ImageJ, U. S. National Institutes of Health, Bethesda, Maryland, USA, https://imagej.nih.gov/ij/, 1997-2016.&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

2d and 3d echocardiography in the axolotl (ambystoma mexicanum)

Dysfonctionnement cardiaque par suite de maladie cardiaque ischémique est un défi majeur, et thérapies régénératives de coeur sont en forte demande. Quelques espèces de modèles tels que le poisson-zèbre et les salamandres qui sont capables de la régénération cardiaque intrinsèque sont prometteurs pour futures thérapies régénératives pour des patients humains. D’évaluer les résultats des expériences de cardioregenerative qu'il est impératif que la fonction cardiaque peut être surveillée. La salamandre axolotl (a. mexicanum) représente une espèce de modèle bien établi en biologie régénérative atteindre des tailles qui permet une évaluation de la fonction cardiaque. Ce protocole vise à établir des méthodes pour mesurer la fonction cardiaque chez l’axolotl en utilisant l’échocardiographie reproductible. L’application de différents anesthésiques (benzocaïne, MS-222 et propofol) est démontrée, et l’acquisition de deux dimensions (2D) données échocardiographiques axolotl non anesthésiés et anesthésiés est décrite. Échocardiographie 2D du cœur en trois dimensions (3D) peut souffrir de l’imprécision et la subjectivité de mesures et d’atténuer ce phénomène une solide méthode, à savoir intra/inter-operator/observateur analyse, pour mesurer et réduire au minimum ce biais est démontré. Enfin, on décrit une méthode pour acquérir des données échocardiographiques 3D de cœur axolotl en très haute résolution spatio-temporelle et avec un contraste prononcé sang-de-tissu. Dans l’ensemble, ce protocole devrait fournir les méthodes nécessaires pour évaluer la fonction cardiaque et l’anatomie du modèle et flux dynamique chez l’axolotl à l’aide de l’échographie avec des applications en biologie régénératrice et expériences physiologiques générales.

Espace d’administration chez l’axolotl dépend de la taille de l’animal. Les animaux plus petits (2-20 g, 7 à 15 cm) aura un excès de liquide péricardique (qui apparaissent sombres en échocardiographie) entourant que le cardiaque chambers tandis que chez les plus grands animaux sexuellement matures (> 20 g, > 15 cm) les chambres occupera la plus grande partie de l’intrapericardial espace. Pour assurer la meilleure vue d’ensemble des résultats représentatifs d’échocardio...

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2D and 3D Echocardiography in the Axolotl Ambystoma Mexicanum

Nous présentons des protocoles d’échocardiographie pour l’acquisition d’images bidimensionnelles et tridimensionnelles de battre le cœur de la salamandre axolotl (Ambystoma mexicanum), une espèce de modèle dans la régénération du cœur. Ces méthodes permettent une évaluation longitudinale de la fonction cardiaque en haute résolution spatio-temporelle.

Échocardiographie 2D et 3D chez l’Axolotl (Ambystoma Mexicanum)

Cardiac malfunction as a result of ischemic heart disease is a major challenge, and regenerative therapies to the heart are in high demand. A few model ...

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la régénération, comme la façon dont la régénération cardiaque progresse après une blessure myocardique. Le principal avantage de cette technique est qu’elle fournit l’évaluation à haute résolution, non invasive, et reproductible de la fonction cardiaque dans l’axolotl. En outre, cette méthode peut également être appliquée à d’autres organismes modèles d’amphibiens, tels que les newts et le xénopus.Commencez par positionner une supine axolotl anesthésiée dans un lit d’animal en forme de lèvre. Lorsque le milieu est ajouté, l’animal flotte, de sorte qu’il doit être fixé avec des bandes de caoutchouc lâches. Ensuite, remplissez le lit avec un milieu contenant des anesthésiques de sorte que le thorax est de trois à cinq millimètres de profondeur.Si seulement en utilisant le mode B, le mode couleur-Doppler et les données du mode Doppler à ondes pulsées, alors l’axolotl peut être alerte pour cette procédure. Dans ce cas, placez l’animal couché dans un hamac et laissez-le se remettre du stress pendant 30 à 60 minutes avant de procéder. Pour les animaux blancs ou albinos, avoir une source de lumière froide prête à aider à placer le transducteur.Pour un transducteur, utilisez un modèle de 40 ou 50 hertz selon la masse de l’animal. Ensuite, préparez le gel à ultrasons transducteur, et procéder à la collecte de données. Commencez par positionner le transducteur à ultrasons au-dessus de la ligne médiane de l’animal dans la région thoracique, et parallèle à son long axe.Une petite partie du ventricule, placée à droite dans la cavité thoracique, doit apparaître dans le cadre au diastole ventriculaire. Une grande partie des deux atrias devrait également être visible, tout comme le venosus sinusal. Ces structures doivent être identifiables dans la vue diastole ou systole.Ensuite, traduisez le transducteur d’un à trois millimètres vers la droite, pour obtenir la vue ventriculaire à long axe. En fin de compte, la position correcte est atteinte lorsque la zone transversale du ventricule fin-systole est à son maximum. Les mesures correctes des ultrasons 2D dépendent fortement du positionnement correct du transducteur.Pratiquez le placement du transducteur méticuleusement et effectuez l’analyse inter-opérateur pour minimiser la subjectivité. Maintenant, en mode B, acquérir au moins trois cycles cardiaques à un minimum de 50 images par seconde. Choisissez entre l’utilisation du mode imagerie générale ou le mode cardiologie.Ensuite, traduisez le transducteur le long du long axe de l’animal jusqu’à ce que le centre du ventricule soit au milieu de l’écran. Ensuite, faites pivoter le transducteur à 90 degrés dans le sens des aiguilles d’une montre pour obtenir la vue midventricular à axe court. À partir de cette position, évaluer la forme circulaire du ventricule en traduisant le transducteur le long du long axe du cœur.Ensuite, retournez le transducteur au plan long axe et traduisez-le vers la ligne médiane pour obtenir une vue auriculaire à deux chambres à axe long. La position correcte est atteinte lorsque les zones transversales des atrias de systole d’extrémité sont à leur maxima, et les deux atria combinés assument le contour du nombre huit lorsqu’ils sont inclinés d’environ 45 degrés vers la gauche. Ensuite, collecter des images en mode B.Pour procéder, traduire le transducteur vers la droite jusqu’à ce que la voie de sortie apparaisse. La vue ventriculaire de l’extrémité-systole est correcte lorsque le diamètre de l’écoulement est à son plus grand, et lorsque, pendant la mi-injection, deux des valves semi-lumineuses, à l’entrée de l’écoulement, sont visibles. De ce point de vue, des mesures de vitesse et de débit peuvent être effectuées à l’aide de l’imagerie Doppler.Appliquez le mode couleur-Doppler pour cartographier les vitesses du flux sanguin dans le tractus sortant pendant l’injection cardiaque. Ensuite, appliquez l’imagerie couleur-Doppler et l’imagerie power-Doppler pour visualiser le flux sanguin dans la vue ventriculaire, et faire la même chose dans la vue auriculaire. Ensuite, utilisez le mode couleur-Doppler dirigé vers l’emplacement de la vitesse maximale du sang dans le tractus sortant qui s’écoule directement vers le transducteur.Lorsque l’écoulement n’est pas complètement perpendiculaire au transducteur, appliquez un angle de faisceau et une correction angulaire pour corriger l’image jusqu’à 45 degrés. Ensuite, collectez des données sur le temps de vitesse en mode Doppler à ondes pulsées. Pendant aucune phase du cycle cardiaque, la valve spirale ne doit chevaucher la vue de l’écoulement.Recueillir des données à partir d’au moins trois cycles cardiaques. Ensuite, sans déplacer le transducteur, acquérir des données en mode B à partir d’au moins trois cycles cardiaques. Ensuite, pour les animaux anesthésiés seulement, faites pivoter l’animal à 90 degrés de sorte que la partie droite de l’animal soit orientée vers le haut, et déplacez le transducteur vers la vue oblique para-branchiale, juste parallèle et postérieure aux branchies saillantes.Cette vue offre une mesure alternative de la vitesse du flux sanguin dans le tractus sortant. La région sortante devrait être en cours d’exécution vers le bas à environ 45 degrés, et les airs devraient apparaître sous le tractus sortant pendant l’injection. Enfin, passez au mode Doppler à ondes pulseuses et placez le transducteur pour afficher la vitesse maximale du sang qui s’écoule du transducteur dans le tractus sortant.Au besoin, utilisez jusqu’à 45 degrés d’angle de faisceau et de correction angulaire pour rendre l’écoulement perpendiculaire au transducteur. Ensuite, collectez des données en mode Doppler à ondes pulsées et en mode B à partir de la même position qu’auparavant. L’acquisition 3D prend un certain temps, de sorte que l’axolotl doit être anesthésié.Placez-le supine dans le lit d’animal en forme de lèvre. Fixez-le avec des élastiques, et submergez sa surface thoracique en trois à cinq millimètres de milieu ultrasonique contenant un anesthésique. Les mouvements lors de l’acquisition 3D sont préjudiciables à la reconstruction ultérieure.Si l’animal se déplace lors de l’acquisition d’ultrasons 3D, la procédure doit être répétée dès le début. Ensuite, placez le transducteur au-dessus de la ligne médiane dans la région thoracique, et placez-le parallèlement à l’axe long pour un enregistrement 3D sagittal, ou orthogonal à l’axe long pour l’enregistrement 3D transversal. Ensuite, traduisez le transducteur pour vous assurer que toute la région cardiaque est couverte par la capture 3D suivante.Déplacez-le à la fois dans la dimension en plan et dans la dimension hors plan. Pour le mode imagerie, si la fréquence cardiaque de l’animal se situe entre 20 et 60 battements par minute, sélectionnez le mode d’imagerie générale. Sinon, choisissez le mode cardiologie.Éteignez la lumière. Maintenant, dans l’image brute du mode B, ajustez le gain 2D à un niveau où les structures anatomiques sont à peine reconnaissables. Cela augmentera le rapport signal-bruit dans les reconstructions finales.Ensuite, décidez de la taille de l’étape Z ou de l’épaisseur de la tranche. Maintenant, traduisez le transducteur une étape Z à la fois, en prenant un enregistrement contenant 1000 images à chaque étape Z jusqu’à ce que toute la région cardiaque ait été couverte. Une analyse échocardiographique 2D d’un axolotl de 10 grammes et de 10 centimètres a été exécutée utilisant la technique décrite.La vue à long axe a fourni un bon point de départ. Le plan médian a montré le venosus de sinus, les oreillettes, et les parties du ventricule. L’observation du plan ventriculaire a montré que le ventricule était sphérique et fortement trabeculated.Dans le plan auriculaire, les airs semblaient plus irréguliers et à peine trabeculated. Le centre de la sortie est proche du centre du ventricule. Les mesures du cycle cardiaque à l’aide d’ondes pulsiques Doppler à partir de l’axe long et du plan oblique para-branchial ont eu un certain bruit de fond.Ce bruit était surmontable lors de la mesure du temps de vitesse intégrale. Color-Doppler et power-Doppler imagerie a montré le modèle d’écoulement à travers les chambres cardiaques. Les vues étaient possibles depuis le ventricule, depuis les oreillettes et depuis la sortie.L’échocardiographie 3D a également été exécutée. Cette vue multiplanaire du cœur a de nombreuses utilisations, telles que les reconstructions de surface et de volume, ou la segmentation et la génération de modèles 3D. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’effectuer l’échocardiographie 2D et 3D dans l’axolotl.Une fois maîtrisée, la technique d’échographie 2D peut se faire en moins de cinq minutes par animal, si elle est effectuée correctement, alors que l’acquisition 3D peut prendre jusqu’à une heure par animal. Après cette procédure, d’autres méthodes comme l’extraction cardiaque et l’histologie peuvent être effectuées afin de répondre à des questions supplémentaires liées à la structure cardiaque et l’anatomie.

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