Name: treatment with vancomycin loaded calcium sulphate and autogenous bone in an improved rabbit model of bone infection
Uploaded: 2019-03-14T12:30:00
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Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale sciences naturelles de Chine (81803808, 81873062), Zhejiang Provincial Medical Health Science et Technology Fund (2017KY271) et la Science et projet de technologie de la Province du Zhejiang (2017 37181).

Les lapins utilisés dans la présente étude ont été traitées conformément au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Toutes les procédures expérimentales ont été suivis par les règles de la bioéthique Comité de Zhejiang Académie de médecine traditionnelle chinoise.
1. préparation de la Suspension bactérienne
<ol><li>Dissoudre 0,5 mg S. aureus lyophilisation poudre (ATCC 6538) 0,3 ml de milieu de culture de Luria-Bertani. Mélanger la suspen...

<ol>
	<li>Malizos, K. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global+Forum:+The+Burden+of+Bone+and+Joint+Infection:+A+Growing+Demand+for+More+Resources.">Global Forum: The Burden of Bone and Joint Infection: A Growing Demand for More Resources.</a> Journal of Bone and Joint Surgery-American Volume. 99, 20 (2017).</li><li>Peeters, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Teicoplanin+-+based+antimicrobial+therapy+in+Staphylococcus+aureus+bone+and+joint+infection:+tolerance,+efficacy+and+experience+with+subcutaneous+administration.">Teicoplanin - based antimicrobial therapy in Staphylococcus aureus bone and joint infection: tolerance, efficacy and experience with subcutaneous administration.</a> BMC Infectious Diseases. 16, 622 (2016).</li><li>Sugaya, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Percutaneous+autologous+concentrated+bone+marrow+grafting+in+the+treatment+for+nonunion.">Percutaneous autologous concentrated bone marrow grafting in the treatment for nonunion.</a> European Journal of Orthopeadic Surgery and Traumatology. 24, 671-678 (2014).</li><li>Birt, M. 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L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence+of+Staphylococcus+Aureus+Deformation,+Proliferation,+and+Migration+in+Canaliculi+of+Live+Cortical+Bone+in+Murine+Models+of+Osteomyelitis.">Evidence of Staphylococcus Aureus Deformation, Proliferation, and Migration in Canaliculi of Live Cortical Bone in Murine Models of Osteomyelitis.</a> Journal of Bone and Mineral Research. 32, 985-990 (2017).</li><li>Norden, C. W., Kennedy, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+osteomyelitis.+I:+A+description+of+the+model.">Experimental osteomyelitis. I: A description of the model.</a> Journal of Infectious Diseases. 122, 410-418 (1970).</li><li>Mistry, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel,+multi-barrier,+drug+eluting+calcium+sulfate/biphasic+calcium+phosphate+biodegradable+composite+bone+cement+for+treatment+of+experimental+MRSA+osteomyelitis+in+rabbit+model.">A novel, multi-barrier, drug eluting calcium sulfate/biphasic calcium phosphate biodegradable composite bone cement for treatment of experimental MRSA osteomyelitis in rabbit model.</a> Journal of Controlled Release. 239, 169-181 (2016).</li><li>Bernthal, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combined+In+vivo+Optical+and+&#181;CT+Imaging+to+Monitor+Infection,+Inflammation,+and+Bone+Anatomy+in+an+Orthopaedic+Implant+Infection+in+Mice.">Combined In vivo Optical and &#181;CT Imaging to Monitor Infection, Inflammation, and Bone Anatomy in an Orthopaedic Implant Infection in Mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (92), e51612 (2014).</li><li>Koeth, L. M., DiFranco-Fisher, J. M., McCurdy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Reference+Broth+Microdilution+Method+for+Dalbavancin+In+Vitro+Susceptibility+Testing+of+Bacteria+that+Grow+Aerobically.">A Reference Broth Microdilution Method for Dalbavancin In Vitro Susceptibility Testing of Bacteria that Grow Aerobically.</a> Journal of Visualized Experiments. (103), e53028 (2015).</li><li>Uttra, A. 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T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Commentary:+Phage+Therapy+of+Staphylococcal+Chronic+Osteomyelitis+in+Experimental+Animal+Model.">Commentary: Phage Therapy of Staphylococcal Chronic Osteomyelitis in Experimental Animal Model.</a> Frontiers in Microbiology. 7, 1251 (2016).</li><li>Tan, H. L., Ao, H. Y., Ma, R., Lin, W. T., Tang, T. 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F., Schortinghuis, J., Vissink, A., Raghoebar, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+prospective+study+on+the+morbidity+resulting+from+calvarial+bone+harvesting+for+intraoral+reconstruction.">A prospective study on the morbidity resulting from calvarial bone harvesting for intraoral reconstruction.</a> International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 44, 513-517 (2015).</li><li>Yin, J., Jiang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Completely+resorption+of+autologous+skull+flap+after+orthotopic+transplantation:+a+case+report.">Completely resorption of autologous skull flap after orthotopic transplantation: a case report.</a> International Journal of Clinical and Experimental Medicine. 7, 1169-1171 (2014).</li><li>Takehiko, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preliminary+results+of+managing+large+medial+tibial+defects+in+primary+total+arthroplasty:+autogenous+morcellised+bone+graft.">Preliminary results of managing large medial tibial defects in primary total arthroplasty: autogenous morcellised bone graft.</a> International Orthopaedics. 41, 931-937 (2017).</li></ol>

Dans les études précédentes, différents types de modèles animaux ont été construits afin d’étudier les deux infections aiguës et chroniques des os ; Cependant, la recherche de modèle idéal persiste17,18. En outre, le modèle d’infection osseuse idéale est censé simuler les caractéristiques pathologiques de l’infection osseuse dans un contexte clinique, tandis que les périodes de modélisation, de rester faible coût et facile à réaliser. J...

Infection osseuse résulte habituellement de bactéries ou d’autre invasion de micro-organisme après un traumatisme, fracture de l’OS ou autres maladies osseuses1. Infection osseuse peut induire un niveau élevé de destruction tissulaire de l’inflammation et l’os. Dans la clinique, staphylocoque doré (Staphylococcus aureus) est l’agent causatif prédominant de l’OS infection2,3. L’infection osseuse est douloureuse, invalidante et prend souvent un cours chronique qui est extrêmement difficile à traiter4. À l’heure actuelle, le débridement des tissus nécrosés et implantation des perles de calcium chargés à la vancomycine (VCS) ont été confirmés comme une stratégie efficace pour contrôler l’infection locale5,6. Cependant, 10 % à 15 % des patients ont connu un processus de réparation osseuse prolongée, retardée ou non syndiqués après traitement anti-infectieux7. Le grand segment d’un défect osseux est la question la plus difficile pour les chirurgiens orthopédistes. Une greffe osseuse autologue est considéré comme le remplacement optimale des os dans l’OS non syndiqués traitement8,9.
À ce jour, la plupart des études sur les os, infection et implantation osseuse autologue ont été menées dans divers genres de modèles animaux, tels que les rats, les lapins, les chiens, les porcs et les moutons10,11. Les modèles de lapin sont généralement utilisés pour les études d’infection osseuse, comme première interprétée par Norden et Kennedy en 197012,13. Dans notre étude précédente, nous avons utilisé les modèles de lapin suivant méthode de Norden, et nous avons trouvé que la quantité S. aureus injecté dans la moelle osseuse non quantifiables avec précision, comme la fuite de sang hors de la moelle osseuse a conduit à débordement de solution de bactéries.
Cet article présente une méthode chirurgicale améliorée permettant d’induire l’infection osseuse sur des lapins. À la fin de la procédure, une analyse de biochimie sanguine, un examen bactériologique et un examen histopathologique effectuées pour vérifier le modèle de l’infection osseuse. Puis, VCS a été implanté afin d’inhiber l’infection, et autogreffe osseuse a été implanté afin de promouvoir la régénération osseuse.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:824px;" width="825">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">absorbable surgical suture</td>
			<td style="width:264px;">Jinghuan</td>
			<td style="width:119px;">18S0604A</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">asepsis injector</td>
			<td style="width:264px;">Jinglong</td>
			<td style="width:119px;">20170501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">bone wax</td>
			<td style="width:264px;">ETHICON</td>
			<td style="width:119px;">JH5CQLM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">CCD camera</td>
			<td style="width:264px;">Olympus</td>
			<td style="width:119px;">DP72</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">EDTA-K2 anticoagulant blood vessel</td>
			<td style="width:264px;">XINGE</td>
			<td style="width:119px;">20170802</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">Electric bone drill unit</td>
			<td style="width:264px;">Bao Kang</td>
			<td style="width:119px;">BKZ-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">Electric shaver</td>
			<td style="width:264px;">Codos</td>
			<td style="width:119px;">3800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">flexible silica gel mold&#160;</td>
			<td style="width:264px;">WRIGHT</td>
			<td style="width:119px;">1527745</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">Hematoxylin and Eosin Staining Kit</td>
			<td style="width:264px;">Beyotime</td>
			<td style="width:119px;">20170523</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">Luria-Bertani culture medium</td>
			<td style="width:264px;">Baisi Biothchnology</td>
			<td style="width:119px;">20170306</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">Medical-grade calcium sulphate</td>
			<td style="width:264px;">WRIGHT</td>
			<td style="width:119px;">1527745</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">microcomputed tomography (micro-CT)</td>
			<td style="width:264px;">Bruker</td>
			<td style="width:119px;">SkyScan 1172&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">Microscope</td>
			<td style="width:264px;">Olympus</td>
			<td style="width:119px;">CX41</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">New Zealand white rabbits</td>
			<td style="width:264px;">Zhejiang Experimental Animal Center&#160;</td>
			<td style="width:119px;">SCXK 2014-0047</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:275px;">No. 11 scalpel&#160;</td>
			<td style="width:264px;">Yuanlikang</td>
			<td style="width:119px;">20170604</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">normal saline</td>
			<td style="width:264px;">Mingsheng</td>
			<td style="width:119px;">20170903</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">PBS</td>
			<td style="width:264px;">TBD(Jingyi)</td>
			<td style="width:119px;">20170703-0592</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">pentobarbital sodium</td>
			<td style="width:264px;">Merk</td>
			<td style="width:119px;">2070124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">povidone-iodinesolution</td>
			<td style="width:264px;">Lierkang</td>
			<td style="width:119px;">20170114</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:275px;">S. aureus freeze drying powder</td>
			<td style="width:264px;">China General Microbiological Culture Collection Center</td>
			<td style="width:119px;">ATCC 6538</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">sheep blood agar</td>
			<td style="width:264px;">HuanKai Microbial</td>
			<td style="width:119px;">3103210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:275px;">tryptic soy agar plates</td>
			<td style="width:264px;">HuanKai Microbial</td>
			<td style="width:119px;">3105697</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">tryptic soy broth tubes</td>
			<td style="width:264px;">HuanKai Microbial</td>
			<td style="width:119px;">3104260</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:275px;">Vancomycin</td>
			<td style="width:264px;">Lilly</td>
			<td style="width:119px;">C599180</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

treatment with vancomycin loaded calcium sulphate and autogenous bone in an improved rabbit model of bone infection

Infection osseuse résulte de l’invasion bactérienne, qui est extrêmement difficile à traiter en chirurgie clinique orthopédique et traumatique. L’infection osseuse peut entraîner inflammation soutenue, ostéomyélite et OS éventuelle non-syndiqués. Mise en place d’un modèle animal réalisable, reproductible est important à l’OS recherche infection et traitement antibiotique. Comme un modèle in vivo, le modèle du lapin est employé couramment dans la recherche d’une infection osseuse. Toutefois, des études antérieures sur lapin OS modèles infection a montré que le statut de l’infection était incompatible, car la quantité de bactéries a été variable. Cette étude présente une méthode chirurgicale améliorée permettant d’induire l’infection osseuse sur un lapin, en bloquant les bactéries présentes dans la moelle osseuse. Puis, les évaluations multi-niveaux peuvent effectuées pour contrôler la méthode de modélisation.
En général, les tissus nécrosés parage et implantation vancomycine chargées de sulfate de calcium (VCS) prédominent dans un traitement antibiotique. Bien que le sulfate de calcium dans VCS bénéficie ostéocytaires rampant et nouvelle croissance des os, des défauts osseux massifs se produisent après parage. OS autogène (AB) est une stratégie intéressante pour surmonter les défauts osseux pour le traitement des défauts osseux massifs après parage OS nécrosé.
Dans cette étude, nous avons utilisé l’os de la queue comme un os autogène implanté dans le défect osseux. La réparation osseuse a été mesurée à l’aide de micro--tomographie (micro-CT) et l’analyse histologique après les sacrifices d’animaux. Ainsi, dans le groupe VCS, OS hors-union a été obtenu régulièrement. En revanche, les zones de défectuosité osseuse dans le groupe VCS-AB ont diminué significativement. La présente méthode de modélisation décrit une méthode reproductible, faisable, stable pour préparer un modèle d’infection osseuse. Le traitement de VCS-AB a entraîné des taux inférieurs de déboîtement des os après un traitement antibiotique. Le modèle d’infection osseuse améliorée et le traitement de combinaison des VCS et OS autogène pourraient être utiles pour étudier les mécanismes sous-jacents dans l’infection et OS la régénération osseuse des applications orthopédiques de traumatologie.

Évaluation du modèle d’Infection osseuse Après infection par Staphylococcus aureus, des manifestations pathologiques de lapins ressemblaient au symptôme représentatif de l’ostéomyélite chronique dans la clinique. Dans notre étude, 30 lapins ont été infectés et soumis comme un groupe de modèles et 10 lapins ont été soumis comme des animaux témoins. Tous les lapins de modèle ont infecté des sinus du site local tibia, avec pus blanc et jaune ...

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Treatment with Vancomycin Loaded Calcium Sulphate and Autogenous Bone in an Improved Rabbit Model of Bone Infection

Cette étude présente un lapin amélioré modèle infecté par Staphylococcus aureus en bloquant la même quantité de bactéries présentes dans la moelle osseuse. Sulfate de calcium de vancomycine chargé et OS autogène sont utilisés pour traitement de réparation antibiotique et OS. Le protocole pourrait être utile pour l’étude de l’infection osseuse et la régénération.

Traitement par vancomycine chargées de sulfate de Calcium et autogreffe osseuse dans un modèle de lapin amélioré d’Infection osseuse

Bone infection results from bacterial invasion, which is extremely difficult to treat in clinical, orthopedic, and traumatic surgery. The bone infection ...

Un modèle animal producible est très important pour la recherche sur l’infection osseuse. Cependant, actuellement, il n’existe pas de modèle de lapin pour lequel le statut des infections et le nombre de bactéries est cohérente. Notre modèle de lapin d’infection d’os emploie une bactérie cohérente et est traité par le sulfate de calcium vancomycine-chargé et les fragments autogènes.La technique pourrait être étendue au diagnostic de l’infection d’os et de la thérapie non union d’os, et en comprenant la pathogénie de l’infection d’os. Cette méthode pourrait fournir un aperçu d’autres modèles d’infection osseuse chez les rats, les souris et les porcs. Il est difficile de charger le même volume de suspension bactérienne dans la moelle osseuse.La démonstration visuelle peut aider les chercheurs à effectuer les étapes critiques facilement et avec précision. Pour préparer la suspension bactérienne, dissoudre d’abord 0,5 milligramme de poudre lyophilisé S.aureus dans 0,3 millilitres de milieu de culture LB. Bien mélanger la suspension et stries les bactéries sur des plaques tryptiques d’agar de sy pour leur incubation pendant 16 heures à 37 degrés Celsius.Le lendemain matin, choisissez une seule unité bactérienne de formation de colonies pour la culture dans des tubes de bouillon de syaptique pendant 24 heures à 37 degrés Celsius. Lorsque les bactéries sont en phase de croissance mi-logarithmique, transférer 1 millilitre de bactéries dans un tube de 1,5 millilitre, et de recueillir les bactéries par centrifugation. Ensuite, lavez la pastille bactérienne de cellules trois fois dans 100 microlitres de PBS par lavage, résuspendant les bactéries dans 3 millilitres de PBS frais après le lavage final.Pour mettre en place le moule infection osseuse, confirmer un manque de réponse à pincement des pattes dans un mâle de trois mois lapin blanc de Nouvelle-Zélande mâle, et utiliser un rasoir électrique pour enlever les cheveux de la région tibiale proximale contre la direction de la croissance des cheveux. Désinfectez la peau exposée avec la solution d’iode povidone, et utilisez un stylo et une règle pour marquer l’extrémité supérieure du tibia et la position du trou de forage pour l’injection de S.Aureus, en prenant soin que la position du trou de forage est au milieu horizontal du plateau tibial. Ensuite, utilisez un scalpel numéro 11 pour faire une incision dans la peau, suivie d’une incision d’un centimètre dans le péritoine.À l’aide d’une unité électrique de forage osseux, percer un trou de deux millimètres de diamètre dans le tibia, et appuyez sur le trou avec un diamètre de deux millimètres de deux millimètres de long cylindre de cire osseuse. Enlevez toute cire d’os de rechange le long du plan horizontal du plateau tibial, et confirmez que le trou est plein de cire d’os. Ensuite, utilisez des sutures chirurgicales absorbables pour coudre le périoste et la peau dans une suture verticale de matelas pour empêcher l’animal de mâcher les points de suture.Et utilisez un injecteur d’asepsie d’un millilitre pour injecter lentement une fois 10 aux huit unités de formation de colonies par millilitre de solution S.Aureus dans le trou de forage. Au septième jour, 14, 21 et 28 après injection, placez les lapins infectés dans un restrainer de lapin avec la tête et l’oreille à l’extérieur du restrainer, et recueillez des échantillons de sang des veines auriculaires pour des globules blancs et l’analyse de protéine C réactive. Après l’anesthésie, utilisez un scalpel numéro 11 pour faire des incisions tibiales et péritonéales centimètre, et nettoyer la cire osseuse.Ensuite, utilisez une unité de forage osseuse électrique pour percer deux trous adjacents de 4,8 millimètres de diamètre pour débrider l’os nécrotique, et utilisez une cuillère osseuse pour débrider la moelle osseuse nécrotique et le tissu de granulation. Ensuite, racler et nettoyer le tissu osseux entre les deux trous, et étendre un millilitre de la moelle osseuse débrided sur les plaques d’agar de sang des moutons pour une incubation d’une nuit à 37 degrés Celsius. Le lendemain matin, sélectionnez des plaques de 30 à 300 colonies et calculez le nombre d’unités de formation de colonies par animal infecté.Le 28ème jour après l’infection, ajouter un gramme de poudre d’hydrochlorure de vancomycine à 9,5 grammes de sulfate de calcium de qualité médicale, et utiliser une spatule pour remuer le mélange avec trois millilitres de solution saline normale pendant 30 à 45 secondes. Ajouter le produit mélangé dans un moule flexible en gel de silice, et laisser sécher le produit à température ambiante pendant 15 minutes. Ensuite, fléchissez le moule pour enlever le sulfate de calcium chargé de vancomycine, ou perle de VCS.Pour le traitement antibiotique et l’implantation de l’os autogène, d’abord, réexposer le tibia blessé avant de raser la région de la queue, et désinfecter la peau de la queue exposée avec la solution d’iode povidone. Utilisez des ciseaux chirurgicaux pour couper la queue, et utilisez des sutures chirurgicales absorbables pour fermer la peau dans une suture verticale de matelas pour empêcher l’animal de mâcher les points de suture. Utilisez un scalpel numéro 11 pour couper la peau de la queue pour révéler l’os de la queue.Enlevez tout muscle, tissu mou et périoste, et détachez le coccyx à chaque articulation. Transférer les fragments d’os dans un plat en plastique de 100 millimètres contenant de la solution saline stérile. Ensuite, utilisez des ciseaux incurvés pour implanter quatre morceaux de la perle vcs dans la cavité de la moelle tibiale, et utilisez des forceps incurvés pour remplir le défaut osseux avec huit morceaux de fragments de coccyx autogènes.Ensuite, fermez le périoste et les incisions cutanées avec des sutures chirurgicales absorbables d’une manière de suture de matelas. Les niveaux de protéine C réactive et de globules blancs sont plus élevés dans le groupe modèle d’infection osseuse que chez les animaux témoin. Deux, quatre, six, et huit semaines après le traitement autogène de VCS ou de VCS d’os, la protéine C réactive et les niveaux de globules blancs sont sensiblement réduits.Les images bidimensionnelles de reconstruction indiquent une augmentation progressive du volume d’os pendant la période de 12 semaines après traitement avec VCS ou VCS et os autogène, alors que la perte d’os est significative dans le groupe modèle non traité d’infection d’os. Pour analyser les indices quantitatifs de régénération osseuse, les images du modèle 3D peuvent être reconstruites à l’aide de données bitmap, et un diamètre ovale de 4,8 millimètres par 9,6 millimètres de longueur région ovale d’intérêt peut être sélectionné dans chaque os. Le rapport du volume d’os au volume de tissu dans le groupe modèle non traité d’infection d’os sont sensiblement inférieurs à ceux mesurés dans le VCS et les groupes d’os autogènes de VCS.Le nombre trabecular et les scores d’épaisseur dans le groupe autogène d’os de VCS sont sensiblement plus élevés que ceux dans le modèle non traité d’infection d’os et les animaux de VCS. En outre, les scores de séparation trabecular dans le groupe autogène d’os de VCS sont nettement inférieurs à ceux mesurés dans le modèle non traité d’infection d’os et les groupes de VCS. Prenez soin de sélectionner les lapins avec un poids corporel approprié.Bloquer la solution Staphylococcus aureus avec de la cire osseuse. Débridez complètement l’os nécrotique et perforer les deux trous adjacents de 4,8 millimètres de diamètre. Après la procédure, d’autres méthodes de mesure diagnostique telles que l’échographie, la radiologie et la tomographie par ordinateur peuvent être effectuées pour surveiller les processus pathologiques de l’infection osseuse et de la réparation.Ce modèle amélioré d’infection d’os et le VCS de combinaison et le traitement autogenous d’os pourraient être utiles en étudiant le mécanisme soulignant de l’infection d’os et de la régénération d’os. Comme la poudre lyophilisé Staphylococcus aureus est dangereuse, la suspension bactérienne doit toujours être préparée dans un laboratoire bactérien isolé.

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