Name: light-sheet fluorescence microscopy for the study of the murine heart
Uploaded: 2018-09-15T14:00:00
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Les auteurs tiennent à remercier Thao Nguyen et Atsushi Nakano d’UCLA de fournir l’échantillon de souris à l’image. Cette étude a été financée par les STARS de subventions HL118650 NIH (à Tzung K. Hsiai), HL083015 (à Tzung K. Hsiai), HD069305 (pour N. C. Chi et Tzung K. Hsiai.), HL111437 (à Tzung K. Hsiai et N. C. Chi), HL129727 (à Tzung K. Hsiai) et système de l’Université du Texas (à Nancy Lee).

Toutes les procédures impliquant l’utilisation d’animaux ont été approuvés par les comités examen institutionnel (IACUC) à l’Université de Californie, Los Angeles, en Californie.
1. Configuration du système d’imagerie
Remarque : Voir la Figure 1 et Figure 2.
<ol><li>Récupérer un laser à onde continue (CW) avec 3 longueurs d’onde : 405 nm, 473 nm et 532 nm. Place 2 miroirs (M1 et M2)...

<ol>
	<li>Richardson, D. S., Lichtman, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clarifying+tissue+clearing.">Clarifying tissue clearing.</a> Cell. 162 (2), 246-257 (2015).</li><li>Lee, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=4-Dimensional+light-sheet+microscopy+to+elucidate+shear+stress+modulation+of+cardiac+trabeculation.">4-Dimensional light-sheet microscopy to elucidate shear stress modulation of cardiac trabeculation.</a> Journal of Clinical Investigation. 126 (5), 1679-1690 (2016).</li><li>Huisken, J., Swoger, J., Del Bene, F., Wittbrodt, J., Stelzer, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+sectioning+deep+inside+live+embryos+by+selective+plane+illumination+microscopy.">Optical sectioning deep inside live embryos by selective plane illumination microscopy.</a> Science. 305 (5686), 1007-1009 (2004).</li><li>Huisken, J., Stainier, D. 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(93), e52172 (2014).</li><li>National Heart, L., Blood Institute, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Standard Operating Procedures (SOP's) for Duchenne Animal Models. , (2015).</li><li>Sung, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simplified+three-dimensional+tissue+clearing+and+incorporation+of+colorimetric+phenotyping.">Simplified three-dimensional tissue clearing and incorporation of colorimetric phenotyping.</a> Scientific Reports. 6, 30736 (2016).</li><li>Yuan, Z., Qiao, C., Hu, P., Li, J., Xiao, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+versatile+adeno-associated+virus+vector+producer+cell+line+method+for+scalable+vector+production+of+different+serotypes.">A versatile adeno-associated virus vector producer cell line method for scalable vector production of different serotypes.</a> Human Gene Therapy. 22 (5), 613-624 (2011).</li><li>FEI, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Amira User's Guide. , 59-138 (2017).</li><li>Gao, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+imaging+of+3D+dynamics+in+thickly+fluorescent+specimens+beyond+the+diffraction+limit.">Noninvasive imaging of 3D dynamics in thickly fluorescent specimens beyond the diffraction limit.</a> Cell. 151 (6), 1370-1385 (2012).</li><li>Truong, T. V., Supatto, W., Koos, D. S., Choi, J. M., Fraser, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+and+fast+live+imaging+with+two-photon+scanned+light-sheet+microscopy.">Deep and fast live imaging with two-photon scanned light-sheet microscopy.</a> Nature Methods. 8 (9), 757-760 (2011).</li><li>Ding, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integrating+light-sheet+imaging+with+virtual+reality+to+recapitulate+developmental+cardiac+mechanics.">Integrating light-sheet imaging with virtual reality to recapitulate developmental cardiac mechanics.</a> JCI Insight. 2 (22), (2017).</li></ol>

Le système LSFM et la technique décrite ici utilise un faisceau d’éclairage double face combiné avec une compensation optique d’image au coeur de souris post-natale à adulte stades de son développement. Un faisceau d’éclairage unique traditionnel souffre de diffusion du photon et l’absorption par les tissus plus épais et plus grands échantillons1,3. Les poutres recto-verso fournissent un éclairage plus homogène de l’échantillon, réduisant a...

La microscopie en fluorescence lumière-feuille est une technique développée tout d’abord en 1903 et est aujourd'hui utilisée comme une méthode pour étudier l’expression des gènes et aussi de produire des modèles 3D ou 4D, des échantillons de tissus pour1,2,3. Cette méthode d’imagerie utilise une mince feuille de lumière pour illuminer un seul plan d’un échantillon afin que seulement ce plan est capté par le détecteur. L’échantillon peut alors être déplacé dans la direction axiale pour capturer chaque couche, une section à la fois et le rendu d’un modèle 3D après le post-traitement des images acquises4. Toutefois, en raison de l’absorption et la dispersion des photons, LSFM a été limitée à des échantillons qui sont soit une épaisseur de quelques microns ou optiquement transparent1.
Les limitations de LSFM ont conduit à des études approfondies des organismes disposant de tissus qui sont optiquement transparents, tels que le poisson-zèbre. Études portant sur la différenciation et le développement cardiaque sont souvent menées sur le poisson-zèbre, puisqu’il y a des gènes conservés entre l’homme et le poisson-zèbre5,6. Bien que ces études ont conduit à des avancées dans la recherche cardiaque liée aux cardiomyopathies6,7, il y a toujours une nécessité d’effectuer des recherches similaires sur les organismes de niveau supérieures tels que les mammifères.
Chez les mammifères tissu cardiaque présente un défi en raison de l’épaisseur et l’opacité des tissus, l’absorption due à l’hémoglobine dans les globules rouges et les rayures qui se produit en raison de l’éclairage unilatéral de l’échantillon dans le cadre de méthodes traditionnelles LSFM1 , 8. pour compenser ces limitations, nous avons proposé d’utiliser illumination recto-verso et une version simplifiée de la technique de clarté9 combiné avec un indice de réfraction correspondant solution (jantes). Par conséquent, ce système permet l’imagerie d’un échantillon qui est supérieur à 10 x 10 x 10 mm3 , tout en conservant une bonne qualité de résolution axiale et latérale des avions8.
Ce système a été tout d’abord calibré à l’aide de perles fluorescentes disposés dans différentes configurations dans le tube de verre. Puis, le système a été utilisé afin d’imager les cœurs murines postnatals et adultes. Tout d’abord, le coeur de souris après l’accouchement a été imagé à 7 jours (P7) pour révéler la cavité ventriculaire, l’épaisseur de la paroi ventriculaire, les structures de la vanne et la présence de trabeculation. Deuxièmement, une étude a été menée pour identifier les cellules qui seraient différencient en cardiomyocytes en utilisant un coeur postnatal de souris au jour 1 (P1) avec marqué Cre cardiomyocytes et protéine fluorescente jaune (YFP). Enfin, des souris adultes à 7,5 mois ont été projetés pour observer la présence de potassium médullaire externe rénale canaux (ROMK) après la thérapie de gène8.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:967px;" width="967">
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:247px;">CW Laser</td>
			<td style="width:136px;">Laserglow Technologies</td>
			<td style="width:393px;">LMM-GBV1-PF3-00300-05</td>
			<td style="width:191px;">Excitation of fluorophores</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:247px;">Neutral density filter</td>
			<td style="width:136px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:393px;">NDC-50C-4M</td>
			<td style="width:191px;">Controls amount of light entering system</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:247px;">Achromatic beam expander</td>
			<td style="width:136px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:393px;">GBE05-A</td>
			<td style="width:191px;">Expands the beam of light</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:247px;">Mechanical slit</td>
			<td style="width:136px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:393px;">VA100C</td>
			<td style="width:191px;">Controls width of beam</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:247px;">Beam splitter</td>
			<td style="width:136px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:393px;">BS013</td>
			<td style="width:191px;">Forms dual-illumination beam</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:247px;">Stereo microscope with 1X objective lense</td>
			<td style="width:136px;">Olympus</td>
			<td style="width:393px;">MVX10</td>
			<td style="width:191px;">Used for observation of sample</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:247px;">ORCA-Flash4.0 LT sCMOS camera</td>
			<td style="width:136px;">Hamamatsu Photonics</td>
			<td style="width:393px;">C11440-42U</td>
			<td style="width:191px;">Used to capture Images</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:247px;">Acrylonitrile butadiene styrene (ABS)</td>
			<td style="width:136px;">Stratasys</td>
			<td style="width:393px;">uPrint</td>
			<td style="width:191px;">Material used to 3-D print a sample holder</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:247px;">Fluorescent polystyrene beads</td>
			<td style="width:136px;">Spherotech Inc</td>
			<td style="width:393px;">PP-05-10</td>
			<td style="width:191px;">Used for imaging system calibration</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:247px;">Borosilicate glass tubing</td>
			<td style="width:136px;">Corning</td>
			<td style="width:393px;">Pyrex 7740</td>
			<td style="width:191px;">Tubing for sample embedding</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:247px;">Glycerol</td>
			<td style="width:136px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:393px;">BP229-4</td>
			<td style="width:191px;">Fill for sample chamber</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:247px;">Phosphate-buffered saline</td>
			<td style="width:136px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:393px;">BP39920</td>
			<td style="width:191px;">Rinse solution for mouse hearts</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:247px;">Paraformaldehyde</td>
			<td style="width:136px;">Electron microscopy sciences</td>
			<td style="width:393px;">RT-15700</td>
			<td style="width:191px;">First incubation solution</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:247px;">Acrylamide</td>
			<td style="width:136px;">Wako Chemicals</td>
			<td style="width:393px;">AAL-107</td>
			<td style="width:191px;">Mixed with 2,2&#39;-Azobis dihydrochloride for second incubation solution for mouse hearts</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:247px;">2,2&#39;-Azobis dihydrochloride</td>
			<td style="width:136px;">Wako Chemicals</td>
			<td style="width:393px;">VA-044</td>
			<td style="width:191px;">Mixed with Acrylamide for second incubation solution for mouse hearts</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:247px;">Sodium dodecyl sulfate&#160;</td>
			<td style="width:136px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:393px;">71725</td>
			<td style="width:191px;">Mixed with Boric acid for third incubtion solution for mouse hearts</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:247px;">Boric acid</td>
			<td style="width:136px;">Fischer Scientific</td>
			<td style="width:393px;">A74-1</td>
			<td style="width:191px;">Mixed with Sodium dodecyl sulfate for third incubtion solution for mouse hearts</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:247px;">Sigma D2158</td>
			<td style="width:136px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:393px;">D2158</td>
			<td style="width:191px;">Mixed with PB, Tween-20, and Sodium azide as a refractive index matching solution</td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:247px;">Tween-20</td>
			<td style="width:136px;">Sigma Aldrich</td>
			<td>11332465001</td>
			<td style="width:191px;">Mixed with Sigma D2158, PB, and Sodium azide as a refractive index matching solution</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:247px;">Sodium azide</td>
			<td style="width:136px;">Sigma Aldrich</td>
			<td>S2002</td>
			<td style="width:191px;">Mixed with Sigma D2158, PB, and Tween-20 as a refractive index matching solution</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:247px;">Adeno-associated virus vector 9 with a cardiac-specific Troponin T promoter tagged with GFP</td>
			<td style="width:136px;">Vector Biolabs</td>
			<td style="width:393px;">VB2045</td>
			<td style="width:191px;">Expresses GFP when bound to ROMK</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:247px;">DC Servo Motor Actuator</td>
			<td style="width:136px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:393px;">Z825B</td>
			<td style="width:191px;">Used for movement of sample in axial direction within light sheet</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:247px;">K-Cube Brushed DC Servo Motor Controller</td>
			<td style="width:136px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:393px;">KDC101</td>
			<td style="width:191px;">Connects to motor actuator and controls movement of the actuator</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:247px;">Amira</td>
			<td style="width:136px;">FEI Software</td>
			<td style="width:393px;">N/A</td>
			<td style="width:191px;">Visualization software for producing 2-D and 3-D images</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

light-sheet fluorescence microscopy for the study of the murine heart

La microscopie en fluorescence lumière-feuille a été utilisée pour l’acquisition rapide des images à haute résolution axiale de micromètre à échelle millimétrique. Les techniques traditionnelles de lumière-feuille impliquent l’utilisation d’un faisceau d’éclairage unique réalisé perpendiculairement au tissu de l’échantillon. Images de grands échantillons qui sont produites à l’aide d’un faisceau d’éclairage unique contiennent des rayures ou des artefacts et souffrent d’une résolution réduite en raison de la diffusion et d’absorption de la lumière par le tissu. Cette étude utilise un faisceau d’éclairage recto-verso et une clarté simplifiée optique technique pour coeur murin de compensation. Ces techniques permettent d’imagerie profonde en enlevant des lipides du coeur et produisent un grand domaine de l’imagerie, supérieur à 10 x 10 x 10 mm3. Par conséquent, cette stratégie permet de quantifier les dimensions ventriculaires, suivre la lignée cardiaque et localiser la distribution spatiale des protéines cardiaques spécifiques et des canaux ioniques de la post natal aux coeurs de souris adulte avec un contraste suffisant et résolution.

La technique décrite ici utilise un faisceau d’éclairage double face combiné avec une compensation optique souris coeur d’échantillons de tissus pour atteindre une profondeur d’imagerie plus profonde et un plus grand volume d’imagerie avec une résolution suffisante d’imagerie (Figure 1). Pour calibrer le système, les perles fluorescentes ont été placés à l’intérieur du tube de verre et au sein du système d’imagerie. Les perles ont é...

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Light-sheet Fluorescence Microscopy for the Study of the Murine Heart

Cette étude utilise une technique de microscopie (LSFM) de fluorescence lumière-feuille recto-verso illumination combinée avec compensation optique pour étudier le coeur murin.

Microscopie de Fluorescence lumière-feuille pour l’étude du coeur murin

Light-sheet fluorescence microscopy has been widely used for rapid image acquisition with a high axial resolution from micrometer to millimeter scale. ...

Le principal avantage de cette technologie est qu’elle permet l’imagerie rapide de l’un ou l’autre du cœur de la souris. Et il peut être utilisé pour observer la présence de canaux d’air après la thérapie génique. Bien que cette méthode puisse fournir un aperçu de la cardiologie du développement, elle peut également être appliquée à d’autres systèmes, tels que la neurologie et la pneumologie.En général, les individus auront du mal avec cette technique parce que le montage d’une imagerie du cœur de souris adulte peut être difficile, et il est différent des autres techniques traditionnelles, telles que la microscopie confocale et inversée. Placez un laser à ondes continues avec trois longueurs d’onde de 405 nanomètres, 473 nanomètres et 532 nanomètres. Puis, apposer miroir un et l’aligner avec le plan miroir à 45 degrés à la poutre.Cela dirigera le laser vers le séparant de faisceau, qui forme la configuration d’éclairage à double face. Ensuite, passez le faisceau à travers un filtre de densité neutre de 50 millimètres de diamètre, un expandeur de faisceau, et un trou de broche de 25 millimètres de diamètre, tous positionnés à 150 millimètres les uns des autres. Passez le faisceau à travers un séparateurs de faisceau de 50-50, placés à 150 millimètres du sténopé.Ensuite, placez le miroir à deux 150 millimètres du séparateurs de faisceau, à 90 degrés au faisceau avant, et alignez-le de sorte que son plan miroir soit à un angle de 45 degrés par rapport au faisceau. Ensuite, placez le miroir à trois 100 millimètres du miroir deux, et alignez-le de sorte que son plan miroir est à un angle de 45 degrés au faisceau réfléchi à partir du miroir deux. Utilisez ce faisceau réfléchi pour former un côté de la feuille de lumière à double éclairage.De l’autre côté du séparant de faisceau, placez le miroir cinq de sorte que son plan de miroir soit à 45 degrés au faisceau qui est émis dans une direction avant. Utilisez le faisceau émis par le miroir cinq pour former le deuxième côté de la feuille de lumière à double éclairage. Ensuite, installez le système d’éclairage à double face de façon systémique.Placez la lentille cylindrique à deux 150 millimètres du miroir trois, et une autre lentille cylindrique identique à 150 millimètres du miroir cinq, de l’autre côté de la configuration à double éclairage. Ensuite, placez deux miroirs, chacun en ligne avec les lentilles cylindriques, à des distances de 50 millimètres pour refléter le faisceau à 90 degrés. Des deux côtés de la feuille de lumière, former un doublet achromatique à partir d’une paire de lentilles, avec la première lentille étant placé 100 millimètres du miroir précédent, et ayant un diamètre d’un pouce et une longueur focale de 100 millimètres.La deuxième lentille doit être placée à 160 millimètres de la lentille 1, avec un diamètre d’un pouce, et une longueur focale de 60 millimètres. Ensuite, placez les objectifs d’éclairage un et deux 150 millimètres des doublets achromatiques précédents, de sorte qu’ils soient en ligne avec le faisceau. Le faisceau émis par les objectifs forme la feuille de lumière pour l’imagerie des échantillons.Tout d’abord, préparer l’échantillon de perles fluorescentes en diluant une solution de perles de 0,53 micromètre, une à 150 000, dans une solution d’appariement de l’index réfractif préchauffé, avec une agarose pointante à faible fond de pourcentage. Ensuite, utilisez un morceau de tube en verre borosilicate avec un diamètre intérieur de 12 millimètres, et un diamètre extérieur de 18 millimètres, à une longueur de 30 millimètres. Pipette la solution d’agarose de perle dans le tube de borosilicate et permettent à l’agarose de se solidifier à température ambiante.Maintenant, remplissez une chambre ABS imprimée en 3D avec une solution gylcerol de 99,5 pour cent. Placer le tube en verre borosilicate, contenant les perles, à l’intérieur de la chambre. Fixez un stade translationnel motorisé 3D au tube en verre borosilicate pour contrôler le mouvement et l’orientation de l’échantillon à l’intérieur de la chambre ABS.Ensuite, utilisez un logiciel conçu sur mesure pour acquérir des images à l’aide de la caméra sCMOS, à raison de 30 images par seconde. À l’aide du contrôleur moteur, déplacez l’échantillon d’un millimètre dans la direction latérale et obtenez des images à chaque incrément d’un millimètre, jusqu’à ce que l’échantillon entier ait été photographié. Empilez les images acquises à l’aide d’un logiciel de visualisation et mesurez la fonction de propagation des points du système à l’aide de ces images de perles.Utilisez une solution d’appariement de l’index réfractif, avec un pH de 7,5, et dissolvez un pour cent de l’agarose dans la solution correspondante. Placez un échantillon de coeur de souris adulte effacé dans la solution d’appariement de l’index réfractif, avec un pour cent d’agarose dissous. Ensuite, insérez l’échantillon dans des tubes en verre borosilicate et laissez l’agarose se solidifier à température ambiante.Fixez une étape translationnelle motorisée 3D au tube en verre borosilicate pour contrôler le mouvement et l’orientation de l’échantillon dans une chambre ABS imprimée en 3D. Placez l’échantillon de sorte qu’il soit au centre du faisceau gaussien, créé par le système d’éclairage double. Ensuite, réglez le taux d’acquisition de la caméra sCMOS à 30 images par seconde.Maintenant, à l’aide du contrôleur moteur, déplacez l’échantillon d’un millimètre dans la direction axiane et acquérez des images à chaque incrément d’un millimètre. Continuez jusqu’à ce que l’ensemble de l’échantillon ait été illustré. Empilez les images acquises à l’aide d’un logiciel de visualisation.Développez les images 3D à l’aide de ces piles d’images. Pour ce faire, déconvolez la fonction de propagation de points déterminée précédemment, et utilisez-la pour les piles d’images acquises. Enfin, définissez une valeur d’intensité seuil pixel pour observer les contours du cœur, et ajouter pseudo-couleur aux images, en fonction de cette intensité à l’échelle grise.Au premier jour post-natal, on peut visualiser les valves, l’atrium, le ventricule, le muscle pectinate, et la trabeculation, entre autres dispositifs. Au septième jour post-natal, les caractéristiques sont encore plus définies. L’oreillette, le ventricule, les dimensions ventriculaires de cavité, et l’épaisseur de mur de ventricule sont tous évidents.Pour étudier la différenciation des cardiomyocytes dans le cœur, les souris knock-in hétérozygotes ont été étiquetées en cre pour montrer des cardiomyocytes. Les cellules étiquetées sont montrées ici, dans chaque direction plane. Les trois plans ont été fusionnés, pour créer un rendu 3D du cœur.La région encerclée rouge dans l’encart montre deux cœurs de souris translucides après avoir subi la technique de clarté et d’être inséré dans le tube en verre borosilicate. En plus d’étudier les souris postnatales, le système d’imagerie peut également être utilisé pour étudier le cœur de souris adulte. Ici, les canaux ROMK marqués GFP sont affichés à 7,5 mois.Ceux-ci ont été principalement trouvés dans le mur ventriculaire. Une fois maîtrisée, cette technique peut se faire en une à deux minutes. Lorsque vous essayez cette procédure, il est important d’enlever toutes les bulles autour de l’échantillon dans le tube.D’autres méthodes, telles que la segmentation automatique des piles d’images, peuvent être effectuées pour répondre à d’autres questions liées aux lésions cardiovasculaires et à la régénération. Après son développement, cette technique a été utilisée par les chercheurs pour étudier l’architecture cardiaque dans les stades de développement postnatal et adulte chez la souris.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Design of a Cyclic Pressure Bioreactor for the Ex Vivo Study of Aortic Heart Valves

Design of a Cyclic Pressure Bioreactor for the Ex Vivo Study of Aortic Heart Valves

Conception d&#39;un bioréacteur pour la pression cyclique Ex Vivo Étude des valves cardiaques aortiques

The aortic valve, located between the left ventricle and the aorta, allows for unidirectional blood flow, preventing backflow into the ventricle. Aortic ...

Recherche

Bio-ingénierie

Patient-specific Modeling of the Heart: Estimation of Ventricular Fiber Orientations

Spécifique au patient Modeling of the Heart: Estimation des orientations des fibres ventriculaires

Patient-specific  simulations of heart (dys)function aimed at personalizing cardiac therapy are hampered  by the absence of in vivo imaging technology for ...

Creating Adhesive and Soluble Gradients for Imaging Cell Migration with Fluorescence Microscopy

Création de dégradés et adhésifs solubles pour la migration des cellules d&#39;imagerie par microscopie à fluorescence

Cells can sense and migrate towards higher concentrations of adhesive cues such as the glycoproteins of the extracellular matrix and soluble cues such as ...

3D Orbital Tracking in a Modified Two-photon Microscope: An Application to the Tracking of Intracellular Vesicles

Suivi 3D orbital dans un microscope à deux photons à jour: Une application au suivi des vésicules intracellulaires

The objective of this video protocol is to discuss how to perform and analyze a three-dimensional fluorescent orbital particle tracking experiment using a ...

Light-sheet Fluorescence Microscopy to Capture 4-Dimensional Images of the Effects of Modulating Shear Stress on the Developing Zebrafish Heart

Microscopie de Fluorescence lumière-feuille pour capturer des Images 4-dimensionnelle des effets de modulation de la contrainte de cisaillement sur le coeur de poisson-zèbre en développement

The hemodynamic forces experienced by the heart influence cardiac development, especially trabeculation, which forms a network of branching outgrowths ...

Visualizing Adhesion Formation in Cells by Means of Advanced Spinning Disk-Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy

Visualiser la Formation d’adhérences dans les cellules par le biais de pointe tourne disque-Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy

In living cells, processes such as adhesion formation involve extensive structural changes in the plasma membrane and the cell interior. In order to ...

Intra-cardiac Side-Firing Light Catheter for Monitoring Cellular Metabolism using Transmural Absorbance Spectroscopy of Perfused Mammalian Hearts

Cathéter de lumière à tir latéral intra-cardiaque pour la surveillance du métabolisme cellulaire à l'aide de la spectroscopie d'absorption transmurale des cœurs de mammifères perfusés

Absorbance spectroscopy of cardiac muscle provides non-destructive assessment of cytosolic and mitochondrial oxygenation via myoglobin and cytochrome ...

Biaxial Mechanical Characterizations of Atrioventricular Heart Valves

Biaxiales caractérisations mécaniques des valvules auriculo-ventriculaire

Extensive biaxial mechanical testing of the atrioventricular heart valve leaflets can be utilized to derive&#160;optimal parameters used in constitutive ...

A Quantitative Fluorescence Microscopy-based Single Liposome Assay for Detecting the Compositional Inhomogeneity Between Individual Liposomes

Most research employing liposomes as membrane model systems or drug delivery carriers relies on bulk read-out techniques and thus intrinsically assumes ...

Transplantation of a 3D Bioprinted Patch in a Murine Model of Myocardial Infarction

Transplantation d’un patch bioimprimé 3D dans un modèle murine d’infarctus du myocarde

Testing regenerative properties of 3D bioprinted cardiac patches in vivo using murine models of heart failure via permanent left anterior descending (LAD) ...