Name: probing cell mechanics with bead-free optical tweezers in the drosophila embryo
Uploaded: 2018-11-02T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Probing Cell Mechanics with Bead-Free Optical Tweezers in the Drosophila Embryo at JoVE.com

Diese Arbeit wurde durch eine FRM Equipe Grant FRM DEQ20130326509, Agence Nationale De La Recherche ANR-Blanc Grant Morfor ANR-11-BSV5-0008 (zur P.-f.l.) unterstützt. Wir erkennen Frankreich BioImaging Infrastruktur unterstützt durch die französische National Research Agency (ANR-10-INBS-04-01, «Investitionen in die Zukunft»). Wir danken Brice Detailleur und Claude Moretti aus der PICSL-FBI-Infrastruktur für technische Hilfe.

1. Einrichtung dem hellen Blatt-Mikroskop
<ol><li>Beziehen sich auf die Beschreibung der Einrichtung im vorherigen Veröffentlichung25. Hinweis: Das Setup besteht aus einem aufrechten Mikroskop Stadium und ein leichtes Blatt Modul erzeugen ein leichtes Blatt in der Horizontalebene. Ein 10 X Objektiv Erregung leitet das Licht Blatt in ein Glas Küvette (Abbildung 4). Die Erkennung Objektiv hat eine hohe NA (1.1), die für effiziente tweezing (s.u.) notwendig ist.<...

<ol>
	<li>Lecuit, T., Lenne, P. -. F., Munro, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Force+generation,+transmission,+and+integration+during+cell+and+tissue+morphogenesis.">Force generation, transmission, and integration during cell and tissue morphogenesis.</a> Annual review of cell and developmental biology. 27 (1), 157-184 (2011).</li><li>Heisenberg, C. -. P., Bella&#239;che, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Forces+in+tissue+morphogenesis+and+patterning.">Forces in tissue morphogenesis and patterning.</a> Cell. 153 (5), 948-962 (2013).</li><li>Sugimura, K., Lenne, P. -. 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A., Beaurepaire, E., Farge, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+deformation+modulates+twist+expression+to+determine+anterior+midgut+differentiation+in+Drosophila+embryos.">Tissue deformation modulates twist expression to determine anterior midgut differentiation in Drosophila embryos.</a> Developmental cell. 15 (3), 470-477 (2008).</li><li>Mitrossilis, D., R&#246;per, J. -. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanotransductive+cascade+of+Myo-II-dependent+mesoderm+and+endoderm+invaginations+in+embryo+gastrulation.">Mechanotransductive cascade of Myo-II-dependent mesoderm and endoderm invaginations in embryo gastrulation.</a> Nature Communications. 8, 13883 (2017).</li><li>Camp&#224;s, O., Mammoto, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantifying+cell-generated+mechanical+forces+within+living+embryonic+tissues.">Quantifying cell-generated mechanical forces within living embryonic tissues.</a> Nature Methods. 11 (2), 183-189 (2013).</li><li>Serwane, F., Mongera, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+quantification+of+spatially+varying+mechanical+properties+in+developing+tissues.">In vivo quantification of spatially varying mechanical properties in developing tissues.</a> Nature Methods. 14 (2), 181-186 (2017).</li><li>Chiou, K. 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F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viscoelastic+Dissipation+Stabilizes+Cell+Shape+Changes+during+Tissue+Morphogenesis.">Viscoelastic Dissipation Stabilizes Cell Shape Changes during Tissue Morphogenesis.</a> Current biology: CB. 27 (20), (2017).</li><li>Chard&#232;s, C., M&#233;n&#233;lec, P., Bertrand, V., Lenne, P. -. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Setting-up+a+simple+light+sheet+microscope+for+in+toto+imaging+of+C.+elegans+development.">Setting-up a simple light sheet microscope for in toto imaging of C. elegans development.</a> Journal of visualized experiments. 87, e51342 (2014).</li><li>Serge, A., Bertaux, N., Rigneault, H., Marguet, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+multiple-target+tracing+to+probe+spatiotemporal+cartography+of+cell+membranes.">Dynamic multiple-target tracing to probe spatiotemporal cartography of cell membranes.</a> Nature Methods. 5 (8), 687-694 (2008).</li><li>Cavey, M., Lecuit, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+Cellular+and+Molecular+Dynamics+in+Live+Embryos+Using+Fluorescent+Proteins.">Imaging Cellular and Molecular Dynamics in Live Embryos Using Fluorescent Proteins.</a> Drosophila. 420, 219-238 (2008).</li></ol>

Optische Pinzetten ermöglichen absolute mechanische Messungen direkt in der embryonalen Entwicklung Epithel in eine nicht-invasive Weise durchführen. In diesem Sinne bietet es Vorteile gegenüber anderen Methoden wie Laser-Ablation, die invasive und liefern relative Messungen, magnetische Kräfte, die Injektionen erfordern, oder zwingen Folgerung, die auf starke Annahmen beruht und auch relative Messungen.
Das Protokoll enthält ein paar wichtige Schritte. Erstens, da das Objektiv zeigen kö...

Embryonalentwicklung ist ein hoch reproduzierbarer Prozess, bei dem die Zellen und Gewebe verformen um das zukünftige Tier zu gestalten. Solche Verformungen haben gezeigt, dass erfordern die aktive Generation der Kräfte an der Zelle Level1,2. Um morphogenetischen Prozesse zu verstehen, während die Zellen und Gewebe ihre Form zu verändern, ist es daher Schlüssel für die mechanischen Eigenschaften der beteiligten Zellen beurteilen und messen die Kräfte innerhalb des Gewebes während der Prozess3,4 . Epitheliale Schichten, vor allem in Drosophila, wurden weitgehend durch ihre quasi-2D-Geometrie und ihre einfache Handhabung untersucht.
Eine Reihe von Techniken wurden so von uns und anderen epithelialen Mechanik in Vivo während der Entwicklung zu bewerten. Wir geben einen schnellen Überblick über die drei wichtigsten Techniken in epithelialen Geweben verwendet. Laser-Ablation, eine weit verbreitete Methode erlaubt es, die lokale mechanische Beanspruchung in der Zelle Kreuzungen5,6,7,8 oder im größeren Maßstab9,10,11 zeigen durch die Durchführung lokaler Kürzungen, die die mechanische Integrität des Ziels zu stören. Die Dynamik der Öffnung nach dem Schnitt informiert der Stress vor Ablation, sowohl auf die Rheologie der Gewebe12,13. Ein Nachteil der Laser-Ablation ist, dass es invasiv, wie es die lokale Störung des Kortex Zelle erfordert. Daher kann man nur eine begrenzte Anzahl von Ablationen durchführen, will man Gewebe Integrität zu bewahren. Ein weiterer Nachteil ist, dass Ablationen nur relative Schätzungen der Spannung am Zellkontakte, da die Öffnung Geschwindigkeit viskose Reibung abhängig ist, die nicht allgemein bekannt ist. Magnetische Manipulation hat auch entwickelt und in Drosophila, an denen entweder die Verwendung von Ferrofluide14 oder ultramagnetic Liposomen15verwendet. Sie bieten absoluten Messungen16,17, sondern sind auch in dem Sinne, dass sie die Injektion von Sonden an der gewünschten Stelle erfordern invasiv. Dies kann je nach System, sehr schwierig sein die nicht immer präzise Injektionen zugänglich ist. Ein drittes Verfahren, völlig nicht-invasiv, ist Kraft Inferenz18,19,20. Kraft Ableitung beruht auf der Annahme des mechanischen Gleichgewichts auf dreifache Punkte (Tricellular Kreuzungen oder Scheitelpunkte) und ermöglicht es, Spannungen überhaupt ableiten, Zell-Zell Kontakte (und gegebenenfalls Druck in allen Zellen) durch ein inverses Problem zu lösen. Für Spannungen bietet jeder Vertex zwei Gleichungen (X und Y). Daraus ergibt sich ein großes System von linearen Gleichungen, die unter bestimmten Bedingungen zur Spannung bei allen Zellkontakte Bewertung invertiert werden kann. Während diese Methode sehr attraktiv, da es nur eine segmentierte Bild und keine zusätzliche Experiment oder Setup erfordert, seine Genauigkeit ist noch zu bestimmen, und wieder es bietet nur relative Werte, wenn eine absolute Kalibrierung-Messung durchgeführt wird.
Um diese Einschränkungen zu überwinden, stellen wir in diesem Artikel eine Setup der optischen Pinzette gekoppelt an ein leichtes Blatt Mikroskop, kontrollierten Kräfte auf der Ebene der Zelle in der embryonalen Epithel von Drosophila Melanogasteranzuwenden. Optische Pinzette wurden für zahlreiche Anwendungen in der Biologie auch die Messungen auf einzelne Proteine und Manipulation von Organellen und Zellen21verwendet. Wir berichten hier angewendeten Kräfte im Bereich von ein paar Dutzend pN, die kleine ist noch ausreichend, um lokale Verformungen der Zellkontakte zu induzieren und mechanische Messungen in Vivodurchzuführen. In der Regel verwenden wir senkrecht Auslenkung des Zellkontakte, überwacht durch die Analyse der Kymographs, um Kraft auf Verformung zu beziehen. Wichtig ist, erfordert unser Setup nicht die Injektion von Perlen an der gewünschten Stelle im Gewebe, wie optische Pinzette Kräfte auf Zell-Zell-Kontakte direkt ausüben kann. Die Kopplung der optischen Pinzette zu einem leichten Bogen Mikroskop ermöglicht eine schnelle Bildgebung (mehrere Bilder pro Sekunde), was sehr spürbare für eine mechanische Analyse auf kurzen Zeitskalen und mit reduzierten Phototoxizität, da die Beleuchtung von der Probe ist auf der Ebene von imaging-22beschränkt.
Insgesamt, optische Pinzette sind eine nicht-invasive Weise kontrollierten Kräfte bei der in-vivo in Drosophila Embryos Zellkontakte anwenden und mechanische Informationsextraktion wie Steifigkeit und Spannung bei Zelle Kontakte23, rheologischen Eigenschaften 24, und Farbverlauf oder Anisotropie der Spannung23.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1377">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:428px;">Ytterbium Fiber Laser LP, 10 W, CW</td>
			<td style="width:179px;">IPG Laser</td>
			<td style="width:179px;">YLM-10-LP-SC</td>
			<td style="width:591px;">including collimator LP : beam D=1.6 mm and red guide laser</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:428px;">&#216;1/2&#34; Optical Beam Shutter</td>
			<td style="width:179px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:179px;">SH05</td>
			<td style="width:591px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:428px;">Small Beam Diameter Galvanometer Systems</td>
			<td style="width:179px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:179px;">GVS001</td>
			<td style="width:591px;">1 for X displacement, 1 for Y displacement</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:428px;">1D or 2D Galvo System Linear Power Supply</td>
			<td style="width:179px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:179px;">GPS011</td>
			<td style="width:591px;">galvanometers power supply</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:428px;">2 lenses f = 30mm</td>
			<td style="width:179px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:179px;">LB1757-B</td>
			<td style="width:591px;">relay telescope between 2 galva</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:428px;">Lens f = 200mm</td>
			<td style="width:179px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:179px;">LB1945-B</td>
			<td style="width:591px;">2.5X telescope</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:428px;">Lens f = 500mm</td>
			<td style="width:179px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:179px;">LB1869-B</td>
			<td style="width:591px;">2.5X telescope</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:428px;">Right-Angle Kinematic Elliptical Mirror Mount with Tapped Cage Rod Holes</td>
			<td style="width:179px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:179px;">KCB1E</td>
			<td style="width:591px;">Periscope</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:428px;">Laser Safety Glasses, Light Green Lenses, 59% Visible Light Transmission, Universal Style</td>
			<td style="width:179px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:179px;">LG1</td>
			<td style="width:591px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:428px;">45&#176; AOI, 50.0mm Diameter, Hot Mirror</td>
			<td style="width:179px;">Edmund Optics</td>
			<td style="width:179px;">#64-470</td>
			<td style="width:591px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:428px;">Multiphoton-Emitter HC 750/S</td>
			<td style="width:179px;">AHF</td>
			<td style="width:179px;">HC 750/SP</td>
			<td style="width:591px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:428px;">CompactDAQ Chassis</td>
			<td style="width:179px;">National Instruments</td>
			<td style="width:179px;">cDAQ-9178</td>
			<td style="width:591px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:428px;">C Series Voltage Output Module</td>
			<td style="width:179px;">National Instruments</td>
			<td style="width:179px;">NI-9263</td>
			<td style="width:591px;">Analog output module</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:428px;">C Series Voltage Input Module</td>
			<td style="width:179px;">National Instruments</td>
			<td style="width:179px;">NI-9215</td>
			<td style="width:591px;">Analog input module</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">FluoSpheres Carboxylate-Modified Microspheres, 0.5 &#181;m, red fluorescent (580/605), 2% solids</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>F8812</td>
			<td>calibration beads</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">C++ (Qt) home made optical tweezers software</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>developed by Olivier Blanc and Claire Chard&#232;s. Alternative solution: labview</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

probing cell mechanics with bead-free optical tweezers in the drosophila embryo

Morphogenese erfordert Koordination zwischen genetischen Musterung und mechanische Kräfte, die Zellen und Gewebe robust zu gestalten. Daher ist eine Herausforderung, morphogenetischen Prozesse verstehen zellulären Kräfte und mechanische Eigenschaften in Vivo in der Embryogenese direkt zu messen. Hier präsentieren wir eine Einrichtung der optischen Pinzette gekoppelt an ein leichtes Blatt-Mikroskop, wodurch Kräfte direkt auf Zell-Zell-Kontakte des frühen Embryos von Drosophila anzuwenden, während der Bildgebung mit einer Geschwindigkeit von mehreren Bildern pro Sekunde. Diese Technik hat den Vorteil, den es nicht erfordert, dass die Injektion von Perlen in den Embryo, normalerweise verwendet als Zwischenprodukt Sonden auf die optischen Kräfte ausgeübt werden. Wir ausführlich Schritt für Schritt die Umsetzung des Setups und Werkzeuge, um mechanische Informationsextraktion aus den Experimenten vorschlagen. Durch die Überwachung der Verschiebungen von Zell-Zell-Kontakten in Echtzeit, kann eine Spannung Messungen durchführen und Zellkontakte Rheologie untersuchen.

Abbildung 5 zeigt experimentelle Daten, die von imposanten eine sinusförmige Bewegung in die Falle. Die Falle erzeugt eine Auslenkung der Schnittstelle, wie durch die 3 Schnappschüsse zeigen 3 aufeinander folgende Schnittstelle Positionen (Abb. 5A)23veranschaulicht. Aufgenommene Filme sind ein Glomeruli (Abb. 5 b) erzeugt und werden weiter analysiert, um festzustellen, dass ...

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Probing Cell Mechanics with Bead-Free Optical Tweezers in the Drosophila Embryo

Wir präsentieren Ihnen eine Setup der optischen Pinzette gekoppelt mit einem leichten Bogen Mikroskop und deren Umsetzung, Zelle Mechanik ohne Perlen in Drosophila Embryos zu erforschen.

Prüfende Zelle Mechanik mit Wulst-freie optische Pinzetten in Drosophila Embryos

Morphogenesis requires coordination between genetic patterning and mechanical forces to robustly shape the cells and tissues. Hence, a challenge to ...

Diese Methode kann helfen, wichtige Fragen in der Gewebemechanik zu beantworten, wie die Eigenschaften von Zellkontakten sich in Raum und Zeit während der Gewebemorphogenese verändern. Der Hauptvorteil dieser Technik ist, dass sie schwach invasiv ist und mit Live-Bildgebung wie der Lichtbogenmikroskopie kompatibel ist. Diese Technik erfordert keine Injektion von Perlen in das Gewebe.Normalerweise als Demiere-Sonden verwendet, auf denen Froses zu bekommen, bin ich aufgeregt. Demonstriert wird der Prozess von Chardes, einem Ingenieur, und Raphael Clement, Forscher aus meinem Gelände. Zunächst richten Sie ein aufrechtes Mikroskop für die Lichtbogenmikroskopie in der horizontalen Ebene ein, und bereiten Sie dann den Laser und die Optik so vor, dass sie als optische Pinzette fungieren.Als nächstes einen Mikroliter 500 Nanometer Fluoreszenzperlen in eine Glasküvette geben und 10 Milliliter destilliertes Wasser hinzufügen. Legen Sie die Küvette in den Küvettenhalter unter das Ziel, und passen Sie den Fokus des Objektivs so an, dass das Ziel die Wasseroberfläche berührt. Öffnen Sie nun die integrierte Entwicklungsumgebung QT Creator, die verwendet wird, um die Erfassungssoftware zu steuern.Öffnen Sie die Erfassungssoftware, indem Sie den microRheo öffnen. und aktivieren Sie den Live-Erfassungsmodus, indem Sie live auswählen. Vor dem Einschalten des Lasers, setzen Sie Sicherheitsbrille, dann stellen Sie die Laserleistung auf ein Watt, und schalten Sie den Laser.Der Live-Feed sollte nun eine Perle zeigen, die im Fokus des Lasers gefangen ist. Passen Sie bei Bedarf die Position der zweiten Teleskoplinse an, um die Perle im Fokus zu beobachten. Möglicherweise muss man auch den Winkel der Periskopmanöver anpassen, um die Perle im Bild zu zentrieren.Bereiten Sie die Datenerfassungsplatine und die Bordsteinverbindungen vor, wie in Abbildung 3 des begleitenden Textprotokolls beschrieben. Passen Sie auf der optischen Verschlussschnittstelle den Parameter "Time Open sec" auf 000.000, den Zeit-Geschlossen-Sekunden-Parameter auf 000.000, den Modusparameter auf Single und den Triggerparameter auf EXT an. Nachdem Sie gesetzt haben, wählen Sie die Schaltfläche Aktivieren aus.Öffnen Sie in QT Creator die ot. , um das Projekt zu öffnen. Ändern Sie den Namen der Eingabe und Ausgabe in aogenerator.cpp-Datei, um den MI-Karten zu entsprechen, die in Ihrem Setup verwendet wurden. Kompilieren und führen Sie schließlich die optische Pinzette-Software aus. Wählen Sie in der Erfassungssoftware die gewünschte Belichtungszeit, das Spiel, die Zeit zwischen zwei Bildern, die Anzahl der zu erwerbenden Bilder und die Leistung des Lasers aus.Dann, in der optischen Pinzette Software, stellen Sie die optische Pinzette Parameter, hier gezeigt, um einen Kreis zu verfolgen. Überprüfen Sie anschließend das Kontrollkästchen AI-Parameter, das Kontrollkästchen Gewicht nach vorne, und drücken Sie die Drucktaste "Datensatz", und starten Sie dann die Bildaufnahme. Schalten Sie die optische Pinzette ein, wählen Sie die Erzeugungstaste aus, und lassen Sie die gefangene Perle mindestens zwei volle Kreise abschließen, und stoppen Sie dann die optische Pinzette, indem Sie die Erzeugungstaste deaktivieren.Beenden Sie schließlich die Bildaufnahme. Beachten Sie, dass im Standardordner ein Tiff-Film und eine Textdatei mit Galvanometerspannungen erstellt werden. Öffnen Sie Matlab, gehen Sie zum Kalibrierordner, und führen Sie die Position zwei Spannungsskript Das Skript berechnet die Interpolationsfunktion, übersetzen Galvanometer Spannungen in optische Fallposition.Folgen Sie als Nächstes im begleitenden Textprotokoll, um den Kalibrierungsfilm einzurichten. Überprüfen Sie, ob die Interpolationszuordnung für X- und Y-Laserpositionen vom Skript richtig berechnet und angezeigt wird. Überprüfen Sie auf weiße Bereiche in der Karte, die fehlende Werte darstellen.Wenn es signifikante weiße Bereiche gibt, wiederholen Sie den Vorgang mit einem neuen Kalibrierungsfilm. Der hier gezeigte Kalibrierfilm stellt einen Film mit ausreichenden Daten dar. Mit einem Hecht oder einem feuchten Pinsel, wählen Sie etwa 10 Embryonen im gewünschten Stadium und richten Sie sie aus.Verwenden Sie dann einen Diamant-Markierungsstift, um ein Stück der Glasrutsche zu schneiden, auf 10 mal 20 mal ein Milometer. Fügen Sie Kleber auf einer Seite des geschnittenen Stücks, und lassen Sie es für 20 Sekunden trocknen, dann drehen Sie das geschnittene Stück um, und legen Sie es auf die Linie der Embryonen, kleben Sie es am Rand der Rutsche. Als nächstes installieren Sie die Zubereitung in den Probenhalter, und legen Sie den Halter in die Küvette, dann legen Sie die Küvette auf den piso-elektrischen Zustand, und füllen Sie es mit Wasser.Suchen Sie zunächst den Ort des Interesses, und verschieben Sie den Mittelpunkt der Zielkreuzung mithilfe der Pisar-Stufe in die Position der Laserfalle. Stellen Sie die Parameter der Falle ein, um Schwingungen senkrecht zur Kontaktlinie zu erreichen. Legen Sie auch die Phasen als Null fest, die Amplituden in X- und Y-Richtung, um eine Bewegung senkrecht zur Kontaktlinie zu haben, und legen Sie die Amplitude auf 0,1 Volt fest.Starten Sie nun die Erfassung mit einer schnellen Bildrate, z. B. 10 Bildern pro Sekunde. Sobald die Bildgebung begonnen hat, schalten Sie die optische Pinzette ein, indem Sie den Go-Taster drücken. Wenn die Bildgebung abgeschlossen ist, schalten Sie die Pinzette aus, und beenden Sie die Bildaufnahme.Im angegebenen Ordner befinden sich ein Film und eine Textdatei mit den Galvanometerspannungen während der Erfassung. Öffnen Sie den Film, um die gesammelten Rahmen zu beobachten. Messen Sie nach der Analyse des Videos die Steifigkeit und Spannung in der Gewebeprobe, indem Sie das Video in Matlab öffnen.Verwenden Sie hier die Plotfunktion, um die Schnittstellenposition als Funktion der Trapposition darzustellen. Verwenden Sie dann die Matlab easy fit free Toolbox, um eine lineare Anpassung der Daten durchzuführen. Die Umkehrung der Neigung der Passung liefert das durchschnittliche Verhältnis der Trapposition über der Schnittstellenposition.Verwenden Sie anhand dieser Informationen die Gleichungen im begleitenden Textprotokoll, um die Steifigkeits- und Spannungswerte zu bestimmen. Die Laserfalle erzeugt eine sinusförmige Durchbiegung der Probe, d.h. senkrecht zur Schnittstelle. als drei aufeinander folgende Schnittstellenpositionen dargestellt.Dies kann auch als Filme aufgezeichnet werden, um einen Climographen zu erzeugen und werden weiter analysiert, um die Position der Schnittstelle mit Subpixelauflösung zu bestimmen. Hier betrug der Zeitraum fünf Sekunden. Bei kleinen Verformungen sind die Fall- und Schnittstellenpositionen proportional.Die Amplitude der Schnittstellenverformung relativ zur der Falle ermöglicht den Zugriff auf die Grenzflächenspannung oder Steifigkeit. Hier sind die Grundlagen eines Pull- und Release-Experiments zu sehen. Wenn die optische Falle eingeschaltet ist, etwa einen Mikrometer vom Mittelpunkt der Schnittstelle zwischen zwei Zellen entfernt, lenkt die Schnittstelle in Richtung der Position der Falle ab.Die Falle wird dann nach der gewünschten Zeit abgeschaltet. Das resultierende Diagramm kann mit hypothetischen realen logischen Modellen verglichen werden, z. B. einem Maxwell-ähnlichen Modell. DOn nicht vergessen, dass die Arbeit mit Infrarot-Laser extrem gefährlich sein kann, und Vorsichtsmaßnahmen wie das Tragen von Schutzbrillen, sollte immer bei der Durchführung dieses Verfahrens getroffen werden.Hier, mit dem häufigsten Benutzer von Tinkle Pinzette für die des Embryos, kann die Methode auch für andere Muttersysteme wie die

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