Name: an efficient sieving method to isolate intact glomeruli from adult rat kidney
Uploaded: 2018-11-01T13:00:00
Duration: 10 min 14 s
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Ce travail a été soutenu par les American Heart Association grant 16990086 FTF, NIH P30 DK079307, American Society of néphrologie Gottschalk Award, un University of Pittsburgh Medical Center concurrentiel Medical Research Fund Award et une Université de Pittsburgh Prix de la fondation universitaire de médecins. Nous remercions Gérard Apodaca pour ses suggestions techniques pour préservation glomérulaire pour analyse histologique, Mara Sullivan et Ming Sun pour l’assistance au microscope électronique et Yingjian Li et Youhua Liu pour leur apport technique dans le présent protocole. Nous remercions également les anticorps CD31 Cynthia St. Hilaire.

Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvés par l’animalier institutionnel et utilisation Comité (IACUC) de l’Université de Pittsburgh.
1. isolement des glomérules de Rat
<ol><li>Pour préparer un tampon d’isolement 1 % stérile, ajouter 5 g d’albumine sérique bovine (BSA) dans un bécher de 600 mL.<ol>
<li>Verser 500 mL de 1 x en solution saline tamponnée au phosphate (PBS) dans le bol et remuer avec un agitateur magnétique jusqu'à ce que tous les BSA est dissoute.</li>
		<li>Filtre stérile le tampon de BSA/PBS 1 % sous une hotte de culture cellulaire. Remarque : Le tampon stérile de BSA/PBS 1 % peut être conservé à 4 ° C pendant une semaine.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Obtenir des rats Sprague-Dawley de 2 à 4 150 à 200 grammes.<ol>
<li>Euthanasier rats via le dioxyde de carbone par inhalation en utilisant une chambre où 100 % de dioxyde de carbone est introduit à un taux de 10 à 30 % du volume de la chambre par minute. Observer les animaux à l’arrêt de la respiration et s’est évanouie à la couleur des yeux avant son renvoi du dioxyde de carbone.</li>
		<li>Préparer la peau sur l’abdomen antérieur avec l’éthanol à 70 % et d’utiliser des tondeuses à cheveux pour enlever les poils, si vous le souhaitez. Faire une incision médiane dans la peau à l’aide de ciseaux chirurgicaux ou un scalpel. Faire une autre incision médiane à travers la couche de muscle pour exposer des organes internes. Prolonger l’incision supérieurement par le diaphragme et le sternum ou la cage thoracique comme méthode secondaire de l’euthanasie.</li>
		<li>Isoler et supprimer les deux reins et placer dans un tube conique en plastique stérile de 50 mL avec 30 mL de solution saline tamponnée Hanks (HBSS) sur la glace. Remarque : Plusieurs rats peuvent être euthanasiés dans la même chambre et tous les reins peuvent être placés dans le même tube à fond conique.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Garder les reins sur glace et le transport d’un capot de culture de cellules stériles. Transférer les reins dans une boîte de Petri stérile contenant 5 mL de HBSS, également sur la glace et retirer et jeter la graisse périrénales avec des ciseaux et forte pince. S’il est toujours présent, également retirer et jeter la capsule entourant le rein en faisant une petite incision superficielle et puis utiliser forceps pointus pour éloigner doucement l’orgue. NOTE : Gardez toujours rein isolats sur glace et la pratique technique stérile tout au long de. Un morceau de gaze stérile peut être placé dans la boîte de Pétri comme une surface texturée pour maintenir les reins en place au cours de la manipulation.<ol>
<li>Couper les rognons en deux dans la longueur (section médio-sagittal) et enlevez et jetez la medulla (ce qui est de couleur plus foncée) avec un scalpel dans une seconde boîte de Pétri avec 5 mL de HBSS.</li>
		<li>Transférer les morceaux restants, qui sont principalement le cortex rénal, dans une troisième boîte de Pétri avec 5 mL de HBSS et découper avec une lame de rasoir stérile jusqu'à ce que les morceaux sont de taille inférieure à 1 mm, ou jusqu'à forme une pâte.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mouiller le dessus et le fond d’un tamis de 180 µm à 1 % BSA/PBS dans un bécher de 500 mL des déchets. Cette étape est essentielle car elle enrobe le tamis avec protéine et réduit l’adhérence des glomérules, qui améliorera le rendement.</li>
	<li>Placez le cortex haché sur un petit bord de la passoire et utilisez la bride de piston texturé (du côté opposé le joint en caoutchouc) d’une seringue de 10 mL pour mush le tissu à travers le tamis dans un moule à fond assis sur la glace. Rincer périodiquement HBSS, mais utiliser aussi peu que possible pour éviter la dilution de l’échantillon. Remarque : Ne pas dépasser les 30 mL du total de la mémoire tampon, donc seulement 25 mL plus peuvent être utilisé ici. La raison pour placer le tissu haché sur un seul bord du filtre est de réduire l’adhérence des glomérules en limitant l’exposition à la partie de la passoire plutôt que la surface entière de tamis.<ol>
<li>Pour faciliter cela, réutiliser le liquide de collecte dans la casserole de bas à rincer le tamis. Une fois que le tamisage est terminé, se laver soigneusement le fond de la passoire sur un nouveau tampon BSA/PBS 1 % du fond de la casserole pour capturer des glomérules qui peuvent être plus ou moins collés.</li>
		<li>Recueillir l’ensemble du liquide dans la casserole de bas dans plusieurs seringues de 10 mL munis de 20 G aiguilles puis le passer dans l’aiguille au moins 2 fois supplémentaires. Sur la dernière collection, garder le glomérules contenant le liquide dans la seringue jusqu’au moment de passer à travers le tamis 90 µm.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tandis que le liquide est stocké dans les seringues, laver le plat de bas en la rinçant avec 1 % BSA/PBS dans le bécher de déchets et de l’eau le haut et le bas du tamis 90 µm avec 1 % BSA/PBS. Placez le tamis sur le faitout bas sur la glace.<ol>
<li>Déposer l’échantillon dans les seringues sur un bord du tamis et bouillie dans le tamis avec une autre seringue comme décrit ci-dessus. Laver avec une solution de la cuve inférieure à recueillir tout ce sur un bord de la passoire.</li>
		<li>Une fois le tamisage est terminé, Lavez soigneusement le fond de la passoire comme à l’étape 1.5.1. Recueillir tout le liquide dans le moule à fond dans un tube conique en plastique de 50 mL.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Laver le plat de bas avec 1 % BSA/PBS dans un bécher de déchets et mouillé le haut et le bas du tamis 75 µm avec 1 % BSA/PBS. Placez le tamis sur le faitout bas sur la glace.<ol>
<li>Déposer l’échantillon sur un bord de la passoire. Liquide doit s’écouler facilement à travers. Rincer par le haut avec au moins 20 mL de 1 % BSA/PBS dans bécher de déchets. Laver soigneusement le fond de la passoire ainsi. Les glomérules restera sur le dessus de ce tamis 75 µm.</li>
		<li>HBSS permet de recueillir des glomérules dans une boîte de Pétri en rinçant à travers le tamis à l’envers. Utilisez ici autant HBSS selon les besoins. Recueillir dans un ou plusieurs 50 mL en plastique tubes coniques sur la glace.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Centrifuger à 1800 x g pendant 5 min à 4 ° C, retirez le surnageant soigneusement avec une pipette et Resuspendre le culot dans 10 mL de HBSS froid. Combiner les échantillons si plusieurs tubes coniques ont été recueillis en 1.7.2. Répétez l’étape de centrifugation.</li>
	<li>Remettre en suspension les glomérules dans 5 mL de HBSS jusqu’au moment de passer à l’étape suivante.</li>
	<li>Si vous le souhaitez, effectuer un comptage des glomérules totales. Pour cela, Prélevez un échantillon de 10 µL avec une pipette et déposer la goutte sur une lame de verre. Afficher sous un microscope, compter les glomérules dans le domaine et multiplier par 500 pour obtenir le rendement total. NOTE : La pureté peut être déterminée en comptant le nombre de tubules vu sur le terrain et en divisant par le nombre total de glomérules et les tubules structures. Il devrait y avoir les glomérules de > 95 % dans le champ visuel.<ol>
<li>S’il y a une contamination importante tubulaire, répétez les étapes 1.6.1 à partir et n’oubliez pas de laver à fond quand remplir étape 1.7.1. Il s’agit de l’étape dans laquelle contamination tubulaire est plus susceptible de se produire.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. lésion des glomérules
<ol><li>Recueillir les glomérules dans un tube conique en plastique de 15 mL et un essorage vers le bas à 200 x g. remettre dans une quantité appropriée de HBSS basée sur le rendement total afin qu’il y a environ 9 000 glomérules par puits. Pipetter 450 µL de l’échantillon dans chaque puits d’une plaque 24 puits, ou n’importe quel format de plaque qui tient les dosages en aval requis. NOTE : Pipetage de haut en bas pour mélanger les glomérules dans un tampon assure une homogénéité de la solution. Les glomérules sont très collante et lourde et seront coller les uns aux autres ainsi que régler au fond d’une solution rapidement et sur les parois du tube.</li>
	<li>Pour rendre protamine 6 mg/mL sulfate solution (PS), tout d’abord dissoudre 1 g de PS dans 10 mL de dH2O chauffé à 40 ° C dans un tube conique en plastique de 15 mL et vortex soigneusement. Prendre 30 µL de la solution et ajouter à 470 µL de dH2O. NOTE : Ceci va produire une solution de 6 mg/mL, et lorsque 50 µL sont ajoutés au puits comme décrit ci-dessous, la concentration finale est 0,6 mg/mL.<ol>
<li>En double, ajouter 50 µL de sulfate de protamine (il s’agit d’un 01:10 dilution) à chaque puits d’un groupe, tout en fournissant un autre groupe de 50 µL de HBSS (témoin négatif).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Incuber les plaques pendant 4 h à 37 ° C.</li>
	<li>Tournez en bas le contenu de chaque puits dans un tube de microcentrifuge (4 000 x g, 4 ° C, 10-15 s) et laver deux fois avec 1 mL de PBS chaque.</li>
	<li>Aspirer hors le lavage final et resuspendre dans 300 µL de PBS. Divisé en trois parties aliquotes à établir à l’isolement des protéines, la transmission electron microscope (TEM) visualisation et immunofluorescence souillant (si).</li>
</ol>3. préparation des glomérules pour analyse
<ol><li>Tournez en bas le contenu des trois aliquotes (4000 x g, 4 ° C, 10-15 s) et aspirer hors tampons restants et procéder à l’analyse de l’échantillon de TEM, IF, ou l’isolement des protéines.</li>
	<li>Traitement pour TEM<ol>
<li>Difficulté des granulés glomérulaires dans 150 µL de froid glutaraldéhyde à 2,5 % dans du PBS 0,01 M. Retirer soigneusement le fixateur le culot à l’aide d’une pipette Pasteur, en faisant attention à ne pas perturber la pastille, puis rincé avec du PBS et post le fixer dans le tétroxyde d’osmium 1 % avec le ferricyanure de potassium 1 %.</li>
		<li>Déshydrater l’échantillon à travers une série graduée de l’éthanol (30, 50, 70, 90, 100, 100, 100 %) et l’oxyde de propylène puis incorporez en époxy, incorporation de matériel.</li>
		<li>Coupe semi-mince (300 nm) sections sur un ultramicrotome. Tache avec 0,5 % de bleu de Toluidine dans le borate de sodium 1 % et les examiner sous microscope photonique.</li>
		<li>Coupe des coupes ultrafines (65 nm), les taches avec l’acétate d’uranyle et citrate de plomb de Reynold et interroger sous un microscope électronique à transmission.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Traitement car si<ol>
<li>Ajouter 150 µL d’une gélatine de 12 % dans une solution de PBS et placer immédiatement sur la glace sèche pour former une boulette. Tremper la pastille dans 500 µL de paraformaldéhyde de 2 % / 1 x PBS dans un tube de microcentrifuge durant la nuit à 4 ° C.</li>
		<li>Placez la dans un moule et incorporer en ajoutant des moyennes de température (OCT) de coupe optimale sur la glace sèche. 5-10 µm coupes sur un cryotome et procéder à l’immunofluorescence/immunohistochimie ou taches histologiques standards.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Pour l’isolement des protéines<ol>
<li>Ajouter 150 µL de tampon de RIPA centrifugé granule glomérulaire avec 1,5 µL d’inhibiteur de protéase et dounce avec les homogénéisateurs de tissus.</li>
		<li>Procéder au dosage de la protéine et immunoblotting ou toute autre analyse de protéines.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Il s’agit d’une méthode efficace pour la récupération des glomérules du rein de rat à l’aide de matériel peu coûteux et réutilisable avec un protocole simple. Comme pour toutes les procédures, il y a des limites à son utilité. Tout d’abord, même si nous obtenons une pureté > 95 %, en raison de la nature par tamisage du protocole et de la matière, qu'il est impossible d’exclure tous les contaminants et quelques globules rouges et le segment tubulaire occasionnel seront présents dans la culture. Nous ne prévoyons pas de ces petits contaminants pour être un problème pour la grande majorité des applications. En second lieu, le protocole de tamisage repose sur l’utilisation de reins de rats, dans lequel les glomérules sont beaucoup plus grandes que chez les souris. Si les glomérules de souris sont nécessaires, une technique qui utilise des billes magnétiques commerciales (p. ex., billes) a été publié22. En troisième lieu, il a été démontré qu’ARNm spécifiques (PAI-1 et le collagène I) en glomérules isolés proviennent presque entièrement de la capsule de Bowman plutôt que des cellules d’intraglomerular23. Cela pourrait conduire à des conclusions inappropriées si l’isolement de l’ARNm est tentée de ces glomérules. Il est à noter que, dans nos mains, la majorité des glomérules est décapsulés et il manque donc des contributions importantes à partir de capsules de Bowman. Quatrièmement, la mort cellulaire commence à se produire relativement rapidement dans des conditions de culture.
Nous avons constaté que le programme apoptotique, comme en témoignent les aspect clivé caspase-3, a été activé à partir de 2 h de culture. Il s’agit en général d’accord avec les rapports précédents montrant que l’apoptosis, tel qu’évalué par fragmentation ADN, TUNEL et l’analyse histologique, commence à se produire dans les 1-2 h après isolement24. Toutefois, il convient également de noter que premières observations ont montré que l’activité métabolique pu détecter de glomérules isolés de tamisé lorsque cultivées pendant au moins 3 h, suggérant la viabilité cellulaire considérable à ce validant16. Néanmoins, selon les résultats, nous pensons qu’il serait prudent d’utiliser des glomérules isolés immédiatement dans les expériences prévues pour de meilleurs résultats. Nous recommandons que toutes les expériences être exécutés avant 72 h que nous avons observé que l’ensemble de la structure glomérulaire commence à se détériorer au-delà que validant.
Il est plus facile d’obtenir des rendements plus élevés lors du démarrage avec 4-8 reins plutôt que de seulement 2 parce qu’un certain nombre de glomérules est perdu en raison de l’adhésion pour les tamis différents, mais une fois que les tamis sont enduits au maximum il n’y a aucune perte supplémentaire. Pour la même raison, il est important de laisser tremper les tamis dans le BSA/PBS tampon à avant utilisation que les glomérules sont plus susceptibles d’adhérer à un tamis de sec et de limiter l’exposition des tissus sur un bord de la passoire. Nous vous suggérons de commencer par pas moins de 6 reins (3 rats) afin d’obtenir un rendement raisonnable.
Certains chercheurs ont isolé des cultures primaires podocyte de glomérules isolés qui ont tendance à se développer hors les glomérules au cours de la culture,17. Nous avons noté que certains glomérules isolés respectera le plastique de plat de la culture et que les cellules vont commencer à migrer hors de la structure glomérulaire à fin h (72 h après l’isolement). L’étude de ces cellules déborde le cadre de ce protocole d’isolement, et il y a une certaine controverse quant à savoir si ces cellules sont les podocytes, cellules épithéliales pariétales ou15,25. Notamment, algerienne et coll., ont rapporté que cellules pavées récoltées dans les glomérules tamisées être incitées à se différencier en podocytes mature sous particulier cultivant des conditions26. La confusion au sujet de l’identité de la cellule peut dépendre de savoir si les glomérules isolés sont encapsulés (y compris la capsule de Bowman, qui est peuplée par les cellules épithéliales pariétales) ou décapsulés dans la procédure par tamisage. Dans nos mains, à l’aide de tamis séquentielle de 180, 90 et 75 µm a conduit à la majorité des glomérules étant décapsulés.
La plupart des formes de la maladie rénale chronique albuminuriques sont dû à une augmentation de la perméabilité glomérulaire. Plusieurs auteurs ont utilisé des glomérules isolés dans les expériences de perméabilité ex vivo . Dans une méthode, le changement de volume glomérulaire après avoir modifié la teneur osmotique des médias environnants a été utilisé pour estimer la perméabilité27. Récemment, il a été établi que la fuite d’une sonde fluorescente de glomérules isolés ont pu être quantifié pour mesurer la perméabilité et pourrait être réalisée chez les rongeurs exposés à la maladie glomérulaire des modèles expérimentaux28.
Nous avons noté que dans le processus de préparation de TEM, nous voyons parfois le podocyte processus soulever la membrane basale des pieds. Nous ne croyons pas ce qui se passe dans la culture et est plus probablement un artefact au cours de la préparation d’échantillons TEM. En particulier, même lorsque dans ce cas, il est clair que les processus de pied apparence « normales » ou sont effacés.
Dans l’ensemble, ce protocole fournit une méthode par laquelle on peut évaluer les changements morphologiques et cellulaires en réponse à une lésion. Nous prévoyons qu’il peut être utilisé comme une technique complémentaire aux cultures podocyte isolé, surtout quand les interactions avec la matrice extracellulaire ou autres types de cellules natives sont envisagées. C’est prometteur pour accroître la compréhension des albuminuriques CKD, qui permettrait d’améliorer la capacité de développer de futurs traitements pour cette maladie débilitante.

Le glomérule est une touffe hautement spécialisée des capillaires responsables de la filtration du plasma en circulation. Elle forme le début du néphron, qui est l’unité fonctionnelle de base du rein. Fonction glomérulaire est définie par un endothélium capillaire unique fenêtré, la membrane de la fente des podocytes et une membrane basale intermédiaire. Ces couches forment une barrière semi-perméable permettant l’excrétion sélective des substances dans le filtrat. L’eau, d’ions et autres petites molécules passent généralement par, tandis que les plus grosses molécules sont conservés dans le plasma. Podocytes sont des cellules épithéliales spécialisées qui se répandent sur la membrane basale, qui entourent les capillaires avec des projections cytoplasmiques appelées processus de pied. Le pied traite des podocytes adjacentes pavimenteuses et est traversé par des diaphragmes de fente composés de protéines telles que néphrine, podocin, P-cadhérine et ZO-11. En coupe transversale, ces pieds processus sont uniformément disposées sur la membrane basale. Dans les glomérules malades, le processus de pied devient grossièrement anormale ou « effacés », menant à une fuite anormale des matières de plasma dans le filtrat. Ainsi, les lésions glomérulaires sont caractérisées par la présence de quantités anormalement élevées de protéines (p. ex., protéinurie) et/ou de globules rouges (p. ex., hématurie) dans l’urine. En outre, les podocytes blessés perdre expression de néphrine ainsi que son régulateur 1 tumeur de Wilms (WT1), une protéine clé responsable de la maintenance de différenciation2,3. Les glomérules sont une cible principale des dommages dans la néphropathie diabétique et autres glomerulonephritides comme la maladie minimale de changement, néphropathie membraneuse et glomérulosclérose segmentaire. Ces maladies sont des causes majeures de l’insuffisance rénale progressive et le développement de l’insuffisance rénale terminale, une condition dans laquelle la survie repose sur la dialyse ou transplantation rénale. Par conséquent, il est important d’étudier les glomérules pour comprendre la pathologie des maladies rénales chroniques.
Un système de culture cellulaire est essentiels à l’étude de la biologie glomérulaire. En raison de son rôle central dans la génération de la membrane de la fente, ainsi que l’existence de certaines maladies protéinuries due à des mutations de protéine de membrane fente, beaucoup de recherches a tout naturellement utilisé le podocyte isolément. Cela a conduit à la génération de lignées cellulaires primaires podocyte d’utiliser in vitro. Ces cellules peuvent être cultivées dans une variété de conditions et peuvent même être cultivés sur des supports perméables pour évaluer la perméabilité4. Toutefois, l’isolement des cellules en prolifération souvent sélectionne les cellules dédifférenciées qui ont perdu certains de leurs marqueurs podocyte. Cela a conduit à la génération des podocytes conditionnellement immortalisées dérivé d’une souche de souris transgéniques portant un mutant thermosensibles SV40 grand T du gène de la (par exemple immortomouse), qui pourrait être cultivé en culture, mais aussi être différenciés pour exprimer toute une gamme de marqueurs de podocyte5. Ces méthodes de culture primaire ont été déterminant dans la compréhension podocyte biologie4,6,7.
Néanmoins, cultures contenant des types de cellule unique n’ont pas les relations intercellulaires qui se produisent in vivo ainsi que la structure de soutènement et matrices et monocouches de ces cellules ne pas nécessairement récapituler tridimensionnelles architecture des glomérules. Les podocytes immortalisées peut également être lourd et difficile à la culture de8et exigent la possession de l’autre immortomouse ou une portion de départ de cellules d’établi enquêteurs pour commencer. En outre, le glomérule regroupe non seulement podocytes, mais aussi les cellules endothéliales des capillaires et la membrane basale, ainsi que les cellules mésangiales qui assurent un soutien pour la structure. Il est donc utile de développer une ex vivo approche disponible à tous les chercheurs pour l’étude des glomérules intacts qui conservent leur architecture native ainsi que toutes les cellules constituant le glomérule normal.
En 1958, Cook et Pickering a décrit le premier isolement des glomérules du rein de lapin. Après les observations que l’embolie est devenu déposée dans les glomérules, ils ont postulé que les particules de taille identique pourraient servir à isoler spécifiquement ces structures. En effet, l’injection de particules d’oxyde de fer dans le rein a conduit à la capture de ces particules dans les glomérules. Après dissociation mécanique et tamisage du rein, les glomérules pourraient être isolés intact et avec pureté grâce à l’utilisation de la séparation magnétique,9. En 1971, Misra a montré que l’oxyde de fer perfusions pouvaient être supprimées et l’isolement glomérulaire réalisé avec tamisage d’homme hachée, chien, lapin ou rat rein tissu10. Cette technique a été modifiée depuis puis selon l’objectif des enquêteurs mais a essentiellement entraîné des préparations purifiées qui pourrait être approfondie ou dont les cultures de cellules primaires pourraient être établi11,12 , 13 , 14 , 15 , 16 , 17.
Nous décrivons ici un protocole pour l’isolement d’intacts viables glomérules du rein de rat. L’ensemble du protocole prend seulement quelques heures. Bien qu’ils ne prolifèrent pas, les plans expérimentaux de toute taille peuvent être soutenus en augmentant tout simplement le nombre de reins comme matériau de départ. Bien qu’il existe des protocoles publiés pour la séparation de billes magnétiques des glomérules, ils nécessitent une injection intraveineuse de perles, sont plus chers et peuvent altérer la biologie puisque les perles sont soit conservés par les glomérules en culture ou exigent glomérulaires » lyse » et extraction par centrifugation,19. Par rapport aux glomérules de souris, la grande taille de glomérules de rat (près de 100 µm en deux mois vieux rats18) rend beaucoup plus facile de les séparer des autres structures du rein à l’aide d’une technique simple de tamisage.
Comme preuve de leur utilité, nous avons caractérisé les glomérules pour illustrer les différents types de cellules. Elles peuvent être exposées à des agents connus pour blesser les glomérules in vivo, et on démontre les effets néfastes du sulfate de protamine (PS) sur ces cultures. PS est une polycation qui neutralise les sites anioniques le long de la paroi capillaire glomérulaire20. Cette neutralisation a un effet dramatique sur la barrière de filtration glomérulaire et donc augmente la protéinurie et pied effacement de processus. Ces glomérules pouvant être évaluées par immuno-Blot pour les protéines clés tels que néphrine et WT1 afin d’évaluer l’état de santé général. En outre, leur structure peut être évaluée avec, immunofluorescence, microscopie photonique et électronique.
Dans l’ensemble, ce protocole est accessible à la plupart des enquêteurs (il suffit d’un accès pour les animaux et du matériel simple). Avec des caractéristiques morphologiques, laissés intacts, le chercheur est en mesure d’analyser les glomérules et voir comment les autres types de cellules importantes et préservation de matrice dans les glomérules affectent la fonction et maladie la progression, une lacune des cultures podocyte.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:625px;" width="626">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Solutions, Chemicals, and Animals</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sprague-Dawley Rats</td>
			<td style="width:124px;">Envigo</td>
			<td style="width:119px;">207M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Bovine serum albumin</td>
			<td style="width:124px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">BP1605100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Hank&#39;s Balanced Salt Solution with Ca2+ and Mg2+</td>
			<td style="width:124px;">Thermo</td>
			<td style="width:119px;">14025092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">1x Phosphate Buffered Saline</td>
			<td style="width:124px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">97063-660</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Protamine sulfate</td>
			<td style="width:124px;">MP Bio</td>
			<td style="width:119px;">ICN15197105</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Karnovsky&#39;s Fixative</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Gelatin</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Paraformaldehyde</td>
			<td style="width:124px;">EMD</td>
			<td style="width:119px;">EM-PX0055-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">O.C.T.</td>
			<td style="width:124px;">Scigen</td>
			<td style="width:119px;">23730571</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">RIPA Buffer</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Halt Protease Inhibitors</td>
			<td style="width:124px;">Thermo</td>
			<td style="width:119px;">PI78442</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Nephrin Antibody</td>
			<td style="width:124px;">Fitzgerald</td>
			<td style="width:119px;">2OR-NP002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">WT-1 Antibody</td>
			<td style="width:124px;">Abcam</td>
			<td style="width:119px;">ab89901-10ul</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">PDGFR-&#946; Antibody</td>
			<td style="width:124px;">Cell Signaling</td>
			<td style="width:119px;">#3169S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">CD31 Antibody</td>
			<td style="width:124px;">LSBio</td>
			<td style="width:119px;">LS-C348736</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cleaved caspase-3 antibody</td>
			<td style="width:124px;">Cell Signaling</td>
			<td style="width:119px;">9661S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Poly/Bed 812 (Luft) epoxy</td>
			<td style="width:124px;">Polysciences</td>
			<td style="width:119px;">08792-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Equipment</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Carbon dioxide chamber</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Conical tubes, 15 mL</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Conical tubes, 50 mL</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Surgical scissors</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Surgical forceps</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sterile gauze</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Petri dishes, 100 mm</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Scalpels</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Razor blades</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sterile filter apparatus</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sieve Pan</td>
			<td style="width:124px;">Alfa Aesar</td>
			<td style="width:119px;">AA39999ON</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">180um Sieve</td>
			<td style="width:124px;">Alfa Aesar</td>
			<td style="width:119px;">AA39996ON</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">90um Sieve</td>
			<td style="width:124px;">Alfa Aesar</td>
			<td style="width:119px;">AA39990ON</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">75um Sieve</td>
			<td style="width:124px;">Alfa Aesar</td>
			<td style="width:119px;">AA39991ON</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">10 mL syringes</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">600 mL beakers</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cell culture incubator</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Picofuge</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Vortex</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Tissue Homogenizers</td>
			<td style="width:124px;">Fisher Scientific</td>
			<td align="right" style="width:119px;">50550226</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">20 G needles</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Leica Reichart Ultracut</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>ultramicrotome</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an efficient sieving method to isolate intact glomeruli from adult rat kidney

Préservation de la structure glomérulaire et la fonction est essentielle dans la prévention de glomérulonéphrite, une catégorie de maladie rénale caractérisée par une protéinurie qui peut éventuellement conduire à la chronique et l’insuffisance rénale terminale. Le glomérule est un appareil complexe responsable de la filtration du plasma du corps. Dans la maladie, l’intégrité structurale est perdue et permet la fuite anormale des matières de plasma dans l’urine. Une méthode pour isoler et étudier les glomérules dans la culture est essentielle pour l’étude de ces maladies. Dans le présent protocole, on décrit une méthode efficace de récupérer intacts glomérules des reins de rat adulte tout en conservant les caractéristiques structurales et morphologiques. Ce processus est capable de générer des rendements élevés des glomérules par rein avec une contamination minimale d’autres segments du néphron. Avec ces glomérules, conditions de blessure peuvent être imitées en incubant eux avec une variété de toxines chimiques, y compris du sulfate de protamine, qui provoque le pied effacement de processus et de la protéinurie chez les modèles animaux. Degré de préjudice peut être évaluée à l’aide de la microscopie électronique à transmission, immunofluorescence souillant et éponger occidental. Néphrine et taux 1 de tumeur de Wilms (WT1) peuvent également être évaluées de ces cultures. En raison de la facilité et la flexibilité du présent protocole, les glomérules isolés peuvent être utilisés tel que décrit, ou d’une manière qui répond le mieux aux besoins du chercheur pour aider la meilleure étude santé glomérulaire et la structure dans les Etats malades.

Le protocole de l’époque de l’euthanasie à l’isolement des glomérules peut être complété en moins de 2 h et a un débit élevé et le rendement. Avec une bonne utilisation de la technique, le rendement des glomérules par rein de rat varie de 6 000-10 000 glomérules lors du démarrage avec 8 reins. La suspension définitive est dense avec des glomérules et a une pureté > 95 % globale, montrant une contamination minimale de segments tubulaires ou autres types de cellules (Figure 1A, B). En outre, les glomérules OCT incorporé peuvent être colorés à l’hématoxyline et éosine (H & E) taches de voir la morphologie (Figure 1C). Ces glomérules maintiennent leur structure dans tout le protocole entier, même après traitement. Nous démontrons que les glomérules isolés possèdent podocytes intact et viable (Figure 2A), les cellules mésangiales (Figure 2B) et les cellules endothéliales (Figure 2C).
Une fois isolés, les glomérules peuvent être exposés à des blessures chimiques connus pour simuler en vivo de pathologie. Dans ce cas, le sulfate de protamine (PS) a été choisi pour sa capacité à perturber la charge de la barrière de filtration glomérulaire, qui conduit finalement à l’effacement du processus des pieds. Glomérules imprégnées par le PS ont une diminution frappante néphrine (rouge) et un certain nombre de noyaux positifs pour WT1 (vert) par immunofluorescence (Figure 3A, B). Les glomérules peuvent également être préparés pour la microscopie électronique à transmission (Figure 3C). Échantillons de contrôle ont la morphologie normale podocyte et processus de pied tandis que les glomérules imprégnées par le PS ont effacement de processus de pied (Figure 3D), qui est un signe de dysfonctionnement podocyte et se voit dans des modèles in vivo utilisant PS21. Cela correspond aussi à une diminution de néphrine détecté par immunotransfert (Figure 3E, F).
Pour déterminer la viabilité, clivés caspase-3 a été évaluée comme un marqueur de l’apoptose. À l’aide d’immunofluorescence, clivés caspase-3 apparaît dans quelques cellules à partir de 2 h après l’isolement (Figure 4). Le nombre de cellules exprimant cette protéase devenue plus abondant au fil du temps, les plus hautes concentrations observées à 24 et 48 h. Ceci suggère que l’apoptosis produit-elle relativement tôt dans la culture et que les applications en aval doivent être effectuées rapidement après l’isolement pour de meilleurs résultats.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58162/58162fig1.jpg"> Figure 1 . Aspect typique des cultures glomérulaire de rat après isolement. (A) image de fond clair de culture glomérulaire. Nous avons choisi un domaine dans lequel il y a un seul tubule rénal dans cette micrographie (pointe de flèche), mais les cultures obtenues sont généralement > 95 % pur. Barre d’échelle est égale à 100 µm. (B) grande image d’un glomérule unique. (C) l’hématoxyline et éosine teinté d’un glomérule unique. Barres d’échelle B et C égale à 10 µm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58162/58162fig1large.jpg" target="_blank">s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58162/58162fig2.jpg"> Figure 2 . Types de cellules constitutives sont conservés dans les glomérules isolés. La microscopie confocale immunofluorescence a été réalisée pour néphrine (rouge, podocytes) et des marqueurs spécifiques des cellules pour identifier les podocytes, cellules mésangiales et l’endothélium. (A) Costain néphrine et WT1 (vert, podocytes). (B) Costain néphrine et PDGFR-β (vert, les cellules mésangiales, flèche). (C) Costain néphrine et CD31 (cellules endothéliales, verts, des vases en coupe transversale, marquée par des pointes de flèche). Echelle = 25 µm sur tous les panneaux. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58162/58162fig2large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58162/58162fig3.jpg"> Figure 3 . Podocyte blessure peut être induit in vitro à l’aide de glomérules isolés de rat. (A) la microscopie confocale immunofluorescence pour néphrine et WT1 dans une culture glomérulaire non traitée. Notez le linéaire néphrine coloration (rouge) et la présence de noyaux positifs WT1 (vert) que l'on voit généralement lorsqu’il y a les podocytes sains. (B) après le traitement, néphrine expression de sulfate de protamine est réduite et non linéaires, et WT1 est absent, indiquant podocyte blessure. (C) Affichage image de Transmission électronique microscpy (TEM) pied processus, membrane basale et un endothélium fenêtré typique de structure glomérulaire normale. Bar équivaut à 500 nm. (D) après le sulfate de protamine, processus de pied sont allongés ou effacés (pointes de flèches), qui indique podocyte blessure. (E) Western blot pour néphrine montrant une diminution néphrine après traitement de sulfate de protamine. Actine (F) contrôle pour la tache occidentale de chargement est illustré. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58162/58162fig3large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58162/58162fig4.jpg"> Figure 4 . Évaluation de la viabilité cellulaire dans les glomérules isolés. Microscopie confocale immunofluorescence pour clivées caspase-3 (vert) a été réalisée. Une tache de co néphrine a été réalisée pour localiser facilement les glomérules. Bien qu’il n’a aucune positivité clivée de caspase-3 à 0 et 1 h après l’isolement des glomérules, signal de fluorescence dans quelques cellules a été remarqué à 2 h. progressivement que plus de cellules devenue positive la plus longue après l’isolement qu’ils ont été examinés. Le plus grand nombre de caspase-3 cellules positives ont été observée à 24 et 48 h. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58162/58162fig4large.jpg" target="_blank">s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>

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An Efficient Sieving Method to Isolate Intact Glomeruli from Adult Rat Kidney

Le principal objectif du présent protocole est d’isoler efficacement les cultures viables glomérules primaire avec des contaminants minimales pour une utilisation dans un large éventail d’applications en aval. Les glomérules isolés conservent des relations structurelles entre les types de cellules composant et peuvent être cultivées ex vivo pendant une courte période.

Une méthode efficace de tamisage pour isoler Intact glomérules du rein de Rat adulte

Preservation of glomerular structure and function is pivotal in the prevention of glomerulonephritis, a category of kidney disease characterized by ...

Cette méthode peut aider à répondre aux questions clés dans le domaine des maladies rénales. Particulièrement dans la compréhension des glomerulus dans les états normaux et maladie. La biologie glomerular peut être difficile à étudier en raison de la variété des types de cellules présents et de leur structure unique.Le principal avantage de cette technique est de fournir une source facilement disponible de glomeruli intact en utilisant des méthodes et des équipements simples. Cette technique a des implications pour notre compréhension de la barrière de filtration dans le rein normal et maladie. En particulier, il peut faire la lumière sur notre compréhension de la maladie rénale chronique protéique dans laquelle les lésions glomériques conduit à la sécrétion anormalement élevée de protéines sériques dans l’urine.En général, les personnes nouvelles à cette technique auront de la difficulté à obtenir un rendement et une pureté adéquats dans l’échantillon final. Brittney Rush, technicienne de mon laboratoire, démontrera la procédure. Pour commencer, utilisez des tondeuses à cheveux pour enlever les cheveux de l’abdomen antérieur d’un rat euthanasié.Utilisez 70% d’éthanol pour nettoyer la peau exposée. Ensuite, à l’aide de ciseaux chirurgicaux, faire une incision midline dans la peau. Pour exposer les organes internes, faire une incision midline à travers la couche musculaire.Localiser et isoler les reins et les placer dans un tube conique en plastique de 50 millilitres avec 30 millilitres de solution de sel tamponnée de Hank ou HBSS placés sur la glace. Transférer le tube sur la glace sur une hotte stérile de culture cellulaire. Transférer les reins dans une boîte de Pétri stérile contenant cinq millilitres de HBSS placés sur la glace.Utilisez des ciseaux et des forceps tranchants pour éliminer et jeter la graisse périrénale. Pour enlever et jeter les capsules entourant le rein, faire une petite incision superficielle, puis utiliser des forceps pointus pour le retirer doucement du rein. Placer les reins sur une gaze stérile dans une deuxième boîte de Pétri avec cinq millilitres de HBSS et diviser chaque rein en deux à travers une section mi-sagittale.Utilisez un scalpel pour enlever et jeter la médulle qui peut être identifiée par sa couleur plus foncée et son emplacement central. Transférer les morceaux restants contenant principalement le cortex rénal, dans une troisième boîte de Pétri avec cinq millilitres de HBSS. Utilisez une lame de rasoir stérile pour les hacher jusqu’à ce que les morceaux soient de moins d’un millimètre de taille ou jusqu’à ce qu’une pâte soit formée.Utilisez 1%BSA PBS pour mouiller le haut et le bas d’un tamis de 180 micromètres sur un bécher à déchets de 500 millilitres. Cette étape est essentielle car elle enrobe le tamis de protéines et réduit l’adhérence du glomeruli qui améliorera ensuite le rendement. Placer le cortex mixte sur un petit bord du tamis.Utilisez la bride de piston texturée d’une seringue jetable de 10 millilitres pour faire taire le tissu à travers le tamis dans une casserole inférieure placée sur la glace. Rincer périodiquement avec hbss en utilisant aussi peu que possible pour éviter la dilution de l’échantillon et réutiliser le fluide de collecte dans la casserole inférieure pour rincer le tamis. Après le tamis terminé, lavez soigneusement le fond du tamis avec HBSS du fond de la casserole pour capturer n’importe quel glomeruli lâchement adhéré.Divisez tout le liquide de la casserole inférieure en seringues de 10 millilitres équipées d’aiguilles de calibre 20. Passer le liquide à travers l’aiguille au moins trois fois dans la casserole inférieure. Pour la dernière collection, garder le glomeruli contenant du liquide dans la seringue jusqu’à ce qu’il soit prêt à passer à travers le tamis de 90 micromètres.Pendant ce temps, laver la casserole inférieure en la rinçant avec 1%BSA PBS et dans un bécher à déchets. Utilisez 1%BSA PBS pour mouiller le haut et le bas d’un tamis de 90 micromètres, puis placez-le sur le dessus de la casserole inférieure. Appliquer l’échantillon dans les seringues sur un bord du tamis.Utilisez une bride de piston texturée pour faire taire le tissu à travers le tamis comme cela a été fait précédemment. Utilisez la solution à partir de la casserole inférieure pour laver les tissus et recueillir tout à partir d’un bord du tamis. Une fois le tamis terminé, lavez soigneusement le fond du tamis avec le tampon HBSS du fond de la casserole pour capturer n’importe quel glomeruli qui peut être lâchement adhéré.Recueillir tout le liquide de la casserole inférieure dans un tube conique en plastique de 50 millilitres. Utilisez 1%BSA PBS pour laver la casserole inférieure dans un bécher à déchets. Ensuite, utilisez 1%BSA PBS pour mouiller le haut et le bas d’un tamis de 75 micromètres.Placer le tamis sur le dessus de la casserole inférieure placée sur la glace. Appliquer l’échantillon sur un bord du tamis avec le liquide qui coule à travers facilement. Rincer le haut du tamis avec un minimum de 20 millilitres de 1%BSA PBS dans un bécher à déchets et laver soigneusement le fond du tamis.Pour recueillir le glomeruli qui est resté sur le dessus du tamis de 75 micromètres, rincer à travers le tamis à l’envers avec autant de HBSS que nécessaire pour recueillir le glomeruli dans une boîte de Pétri. Recueillir le glomeruli tamisé dans un tube conique en plastique de 50 millilitres sur la glace. Après avoir centrifugé à 1800 fois G pendant cinq minutes à quatre degrés Celsius, retirez soigneusement le supernatant à l’aide d’une pipette.Suspendre à nouveau la pastille dans 10 millilitres de HBSS froid. Mélanger les échantillons et répéter la centrifugation. Suspendre à nouveau le glomeruli en cinq millilitres de HBSS.Pour compter le glomeruli total, placez une goutte de 10 microlitres de l’échantillon sur une lame de verre, comptez au microscope et plusieurs par 500 pour obtenir le rendement total. Les structures isolées devraient être composées de presque tous les glomeruli sans structures tubulaires. Si des tubules sont présents et affecteraient votre application en aval, ils peuvent être enlevés en appliquant l’échantillon entier sur le tamis de 90 micromètres et en répétant le protocole à partir de ce moment-là.Le protocole décrit ici est efficace pour isoler le glomeruli et la suspension finale est densément emballée avec glomeruli avec une pureté supérieure à 95% et une contamination minimale des segments tubulaires ou d’autres types de cellules. Ces glomeruli peuvent être tachés avec des taches d’hématoxyline et d’éosine pour voir leur morphologie. En outre, ils maintiennent leur structure tout au long du protocole, même après le traitement.Ils conservent des podocytes intacts et viables, des cellules mésangiales et des cellules endothéliales. Les glomeruli isolés ont été exposés à des dommages chimiques pour simuler la pathologie in vivo. Plus précisément le sulfate de protamine qui perturbe la charge de la barrière de filtration glomerular.Contrairement au glomeruli sain, le sulfate de protamine traité glomeruli, ont une réduction proéminente du néphron et un certain nombre de noyaux positifs pour WT1. Lorsqu’il est vu avec la microscopie électronique de transmission, glomeruli sain montrent des processus typiques de pied. Après traitement de sulfate de protamine, les processus de pied sont allongés ou effacés indiquant des dommages de podocyte.Pour déterminer la viabilité cellulaire dans le glomeruli isolé, le caspase fendu trois a été observé comme marqueur d’apoptose. Il n’y avait pas de caspase fendu trois à zéro et une heure après l’isolement du glomeruli. Quelques cellules ont montré des signes d’apoptose à deux et quatre heures avec une augmentation progressive au fil du temps.Le plus grand nombre de cellules apoptotiques ont été notés à 24 et 48 heures. Sur la base de ces résultats, nous recommandons que le glomeruli isolé soit utilisé immédiatement après l’isolement pour la plupart des expériences. Lors de l’exécution de cette procédure, il est important de travailler rapidement et efficacement.A partir du moment où le rein est isolé, glomeruli commencent à se détériorer. Plus vite vous isolez le glomeruli, plus vous aurez de temps à poser, d’isolement, de manipulation. Après l’isolement, le glomeruli isolé peut être exposé à des agents chimiques ou biologiques pour stimuler les conditions physiologiques ou pathologiques.Et les spécimens peuvent être processus pour l’isolement de protéine ou d’ARN, l’histologie ou l’immunofluorescence et la microscopie électronique. Depuis son développement dans les années 1950, cette technique a aidé les chercheurs à étudier la biologie glomerular. Dans l’ensemble, ce protocole fournit une méthode pour évaluer les caractéristiques morphologiques et cellulaires du glomeruli intact dans les états normaux et maladie.Cette méthode peut aider à notre compréhension des maladies rénales chroniques protéiques et aider au développement de thérapies futures.

Research

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