Name: clinical protocol of producing adipose tissue-derived stromal vascular fraction for potential cartilage regeneration
Uploaded: 2018-09-29T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Clinical Protocol of Producing Adipose Tissue-Derived Stromal Vascular Fraction for Potential Cartilage Regeneration at JoVE.com

L’auteur reconnaît l’appui du personnel de la clinique médicale Mipro et le design de la figure de khaled/David Lee. Ce travail a été soutenu par des subventions de recherche de la Bio & Medical Technology Development Program de la NRF, financée par le MSIT (numéro FRO-2017M3A9E4078014) ; et le National Research Foundation de Corée (NRF) financé par le ministère de la Science et de la TIC (numéros FRO-2017R1A2B4002315 et 2016R1C1B2010308-NRF).

L’approbation et le consentement au rapport suivant des rapports de cas ont été écartés par le Comité de Myongji University Institutional Review Board (MJUIRB). De plus, ce protocole clinique était en conformité avec les directives de déclaration d’Helsinki et la réglementation de la KFDA. Pour les procédures, informed consent proviennent de patients.
1. la liposuccion
Remarque : Effectuez avec technique stérile.
<ol><li>Les critères d’inclusio...

<ol>
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En 2001, Zuk et al. isolé des cellules souches du tissu adipeux en décomposant la matrice de collagène avec6de la collagénase. Par la suite, le groupe a montré que ces cellules souches isolées du tissu adipeux pourrait se transformer en cartilage et d’autres tissus du mésoderme en origine, prouvant que ces cellules souches étaient mésenchymateuses en origine.
De même, la procédure présentée dans cet article est un protocole modifié pour applique...

Cellules souches mésenchymateuses (CSM) sont connus pour avoir la capacité de régénérer le cartilage1,2,3,4,5,6. Ils peuvent être facilement obtenus de diverses sources : moelle osseuse, sang de cordon ombilical et le tissu adipeux parmi tant d’autres. Parmi ces sources, le tissu adipeux est la seule source où un nombre suffisant de MSCs peut être obtenu sans toute expansion de la culture pour régénérer le cartilage en milieu clinique7,8. Autologue de moelle osseuse stroma vasculaire fraction (SVF) peut être facilement obtenue aussi bien. Cependant, le nombre de cellules souches contenues dans la moelle élargie sans culture est très faible7,8. Sang du cordon ombilical peut-être contenir un nombre suffisant de MSCs. Cependant, sang de cordon n’est pas une source facilement accessible de SVF autologue.
De nombreuses méthodes de traitement le tissu adipeux pour obtenir SVF sont disponibles pour des applications cliniques. Parmi celles-ci, la méthode d’obtention MSCs du tissu adipeux à l’aide de collagénase, développé et confirmé par Zuk et al. 5 , 6, est très bien acceptée. Cette méthode d’utilisation de collagénase a été modifiée pour des applications cliniques en orthopédie. Pour être appliqué aux paramètres cliniques, le système doit être un système fermé de maintenir la stérilité tout en gardant le confort. Une modification particulière présentée dans cet article concerne l’homogénéisation de la lipoaspirates. Petites tailles lipoaspirates sont digérés relativement plus vite que les plus grands qui sont traduisent par l’inégale répartition du tissu adipeux. En outre, ces lipoaspirates de tailles plus grande et peut produire des tissus fibreux qui peuvent boucher les seringues et les aiguilles tout en effectuant des injections mixte9,10. Afin d’éviter ces problèmes, la lipoaspirates peut être homogénéisés par découpage et hacher la lipoaspirates avant l’incubation avec la collagénase. Le SVF dérivées du tissu adipeux qui en résulte peut contenir plus uniforme matrice extracellulaire (MEC) par rapport à lipoaspirates qui ne sont pas homogénéisé11. L’ECM indécrottable contenue dans le SVF peut fonctionner comme un échafaudage12.
En 2009, SVF de dérivés de tissu adipeux autologue a été autorisé par les Korean Food Drug Administration (KFDA) lors du traitement dans un établissement médical avec un traitement minimal par un médecin13. Par la suite, SVF de dérivés de tissu adipeux autologue a été utilisé comme agent potentiel pour améliorer les fonctions du genou chez les patients de l’ostéoarthrite (OA) par potentiellement régénération du cartilage tissu10,14,15 , 16 , 17 , 18 . 
En 2011, Pak a montré pour la première fois que cellules de souches dérivées du tissu adipeux (ASCs) contenues dans le SVF dérivées du tissu adipeux peut améliorer les fonctions de genou potentiellement régénérateur tissulaire du cartilage-comme chez des patients humains OA lorsqu’elle est injectée avec riche en plaquettes plasma (PRP) 14. En outre, Pak et coll. ont signalé des signalétiques en 2013 sur des 91 patients. Le taux d’efficacité moyenne signalé dans cette signalétique était 67 %15. Par la suite, des études supplémentaires de Pak et coll. ont montré genou amélioré des fonctions potentiellement en raison de la régénération des tissus cartilagineux-comme chez les patients avec un ménisque larme et chondromalacie tibiales10,16,17 ,,18. Fondée sur les articles signalés, on sait que le nombre de cellules souches contenues dans 100 g de tissu adipeux, traité par le protocole présenté dans cet article peut varier de 1 000 000-40 000 000 selon caractéristiques8, des patients 19 , 20 , 21 , 22 , 23.
Nous présentons ici un protocole clinique du genou humain OA en utilisant SVF de dérivés de tissu adipeux autologue avec HA et PRP activés avec le chlorure de calcium. La première version de ce protocole clinique, impliquant un système fermé, manuel afin de maintenir la stérilité, a été signalée en 201114. Le protocole identique a été optimisé, maintien de la stérilité et a été signalé en 2013 et 201610,15. Ici, le protocole optimisé est présenté. L’aperçu schématique du protocole est présenté à la Figure 1.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58363/58363fig1.jpg"> Figure 1 : la présentation schématique du protocole. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58363/58363fig1large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:941px;" width="941">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:261px;">Material</td>
			<td style="width:221px;"></td>
			<td style="width:156px;"></td>
			<td style="width:303px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">5% Betadine (povidone-iodine)&#160;</td>
			<td>Firson Co., Ltd.</td>
			<td style="width:156px;">657400260</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">2% Lidocaine&#160;</td>
			<td>Daehan Pharmaceutical Co.</td>
			<td style="width:156px;">670603480</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="83">
			<td height="83" style="height:83px;">Tumescent solution&#160;</td>
			<td style="width:221px;">Myungmoon Pharm. Co. Ltd.</td>
			<td style="width:156px;">N01BB01</td>
			<td style="width:303px;">The solution was composed of 500 mL normal saline, 40 mL 2% lidocaine, 20 mL 0.5% marcaine, and 0.5 mL epinephrine 1:1000.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:261px;">Liberase TL and TM research grade&#160;</td>
			<td style="width:221px;">Roche Applied Science</td>
			<td style="width:156px;">5401020001</td>
			<td style="width:303px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">D5LR</td>
			<td>Dahan Pharm. Co., Ltd.</td>
			<td style="width:156px;">645101072</td>
			<td>Dextrose 5% in lactated Ringer&#39;s solution&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="83">
			<td height="83" style="height:83px;">Anticoagulant citrate dextrose solution&#160;</td>
			<td>Fenwal, Inc.</td>
			<td style="width:156px;">NDC:0942-0641</td>
			<td style="width:303px;">The solution was composed of 0.8% citric acid, 
			0.22% sodium citrate, and 0.223% dextrose.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">3% (w/v) Calcium chloride&#160;</td>
			<td>Choongwae Pharmaceutical Co.</td>
			<td style="width:156px;">644902101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">0.5% (w/v) HA (Hyaluronic acid )</td>
			<td>Dongkwang pharm. Co., Ltd.</td>
			<td style="width:156px;">645902030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">0.25% Ropivacaine</td>
			<td>Huons Co., Ltd.</td>
			<td style="width:156px;">670600150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:261px;">Equipment</td>
			<td style="width:221px;"></td>
			<td style="width:156px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">3.0 mm Cannula&#160;</td>
			<td style="width:221px;">WOOJU Medical Instruments Co.</td>
			<td style="width:156px;">ML30200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">60-mL Luer-Lock syringe</td>
			<td style="width:221px;">BD (Becton Dickinson)&#160;</td>
			<td style="width:156px;">309653</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Centrifuge Barrel Kit&#160;</td>
			<td>CPL Co., Ltd.</td>
			<td style="width:156px;">30-0827044</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tissue homogenizer that contains blades</td>
			<td>CPL Co., Ltd.</td>
			<td style="width:156px;">30-0827045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Rotating incubator mixer</td>
			<td style="width:221px;">Medikan Co., Ltd</td>
			<td style="width:156px;">MS02060092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:261px;">Centrifuge</td>
			<td style="width:221px;">Hanil Scientific Inc.</td>
			<td style="width:156px;">CE1133</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:261px;">Magnetic Resonance Imaging</td>
			<td style="width:221px;">Philips Medical Systems Inc.</td>
			<td style="width:156px;">18068</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:261px;">Ultrasound Imaging System</td>
			<td style="width:221px;">Samsung Medison co., Ltd</td>
			<td style="width:156px;">CT-LK-V10-ICM-09.05.2007</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

clinical protocol of producing adipose tissue-derived stromal vascular fraction for potential cartilage regeneration

L’ostéoarthrite (OA) est l’un des troubles invalidants plus fréquents. Récemment, de nombreuses tentatives ont été faites pour améliorer les fonctions des genoux en utilisant différentes formes de cellules souches mésenchymateuses (CSM). En Corée, de la moelle osseuse concentrés et de cordon, cellules souches issues de sang ont été approuvés par les Korean Food Drug Administration (KFDA) pour la régénération du cartilage. En outre, une fraction vasculaire stromale dérivées du tissu adipeux (SVF) a été accordée par la KFDA mixtes injections chez des patients humains. Autologue SVF dérivées du tissu adipeux contient la matrice extracellulaire (MEC) en plus de cellules souches mésenchymateuses. ECM excrète diverses cytokines qui, ainsi que l’acide hyaluronique (HA) et le plasma riche en plaquettes (PRP) activé par le chlorure de calcium peut aider MSCs de régénération du cartilage et améliorer les fonctions de genou. Dans cet article, nous avons présenté un protocole pour améliorer les fonctions de genou de régénérer le tissu du cartilage chez des patients humains avec OA. Le résultat du protocole a été pour la première fois en 2011, suivie de quelques autres publications. Le protocole implique liposuccion pour obtenir lipoaspirates autologue qui sont mélangés avec la collagénase. Ce mélange de lipoaspirates-collagénase est ensuite coupé et homogénéisé pour enlever le gros tissu fibreux qui peut boucher l’aiguille pendant l’injection. Par la suite, le mélange est incubé pour obtenir SVF dérivées du tissu adipeux. La résultante SVF dérivées du tissu adipeux, contenant des dérivés du tissu adipeux MSCs et restes de ECM, est injecté dans les genoux des patients, combinés avec HA et chlorure de calcium activés PRP. Trois cas de patients ayant été traités avec notre protocole résultant dans l’amélioration de la douleur au genou, gonflement et amplitude de mouvement ainsi que des preuves de MRI des tissus comme le cartilage hyalin sont inclus.

Trois patients (une femme de 87 ans avec stage 3 OA, un mâle âgé de 68 ans avec stage 3 OA, et une femme de 60 ans avec stage 3 OA) sans n’importe quel passé important antécédents médicaux présentés à la clinique avec une douleur persistante au genou et désiré pour potentiel traitement SVF dérivé de tissu adipeux autologue. Les trois patients avaient leur genou examiné par un chirurgien orthopédiste et étaient offerts à avoir de prothèse totale de genou (TKR) et étai...

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Clinical Protocol of Producing Adipose Tissue-Derived Stromal Vascular Fraction for Potential Cartilage Regeneration

Nous présentons ici un protocole pour produire une fraction vasculaire stromale dérivées du tissu adipeux et son application pour améliorer des fonctions de genou de régénérer le tissu du cartilage chez des patients humains souffrant d’arthrose.

Protocole clinique de produire des dérivés du tissu adipeux stroma vasculaire Fraction pour la régénération du Cartilage potentiels

Osteoarthritis (OA) is one of the most common debilitating disorders.&#160;Recently, numerous attempts have been made to improve the functions of the ...

L’arthrose est l’un des troubles débilitants les plus courants chez les personnes âgées. À l’heure actuelle, il n’existe aucun remède précis pour les causes sous-jacentes de l’arthrose. Ce protocole clinique décrit une procédure innovatrice pour un traitement prometteur, mini-invasif, et alternatif de l’ostéoarthrite humaine de genou en régénérant le cartilage comme le tissu.L’arthrose est l’un des troubles débilitants les plus courants chez les personnes âgées. À l’heure actuelle, il n’existe aucun remède précis pour les causes soulignant de l’arthrose. Ce protocole clinique est une procédure innovatrice pour un traitement prometteur, mini-invasif, et alternatif de l’ostéoarthrite humaine de genou en régénérant le tissu cartilage-comme.Amenez le patient dans une salle d’opération avec une hotte biohazard de classe A, et placez-le dans une position de supination. Nettoyez la zone abdominale du patient avec 5% d’iode bêtadine-povidine et drapez le patient en utilisant la technique stérile, exposant la zone propre de l’abdomen pour la liposuccion. Environ cinq centimètres infero-latéralement de l’ombilicus, anesthésient deux emplacements, un sur la gauche et l’autre sur le côté droit de l’ombiic d’incision à faire.Utilisation de deux millilitres de lidocaïne de 2 % sans épinéphrine avec une aiguille de 1,5 pouce de calibre 25 dans une seringue de cinq millilitres en injectant chaque site au niveau épidermique. Anesthésier le site de l’incision à faire à l’aide de cinq millilitres de solution tumescente et d’une seringue de 10 millilitres et de l’aiguille de calibre 25 de 1,5 pouce. Faire deux incisions de 0,5 centimètres environ cinq centimètres au-dessous de l’ombilicus latéralement en pinçant la peau pour augmenter la profondeur du niveau sous-cutané.À l’aide d’une lame numéro 11, aider la peau surélevée à pénétrer à travers le niveau sous-cutané, mais pas à pénétrer à travers la paroi abdominale. En utilisant une canule de calibre 60 centimètres, anesthésier le niveau sous-cutané de toute la région du bas-ventre qui doit être liposuccionnée avec 700 à 800 millilitres de la solution tumescente. Après avoir terminé l’infiltration de tout le bas-ventre avec une solution tumescente, préparez un appareil de liposuccion en connectant une canule de 3,0 millimètres reliée à une seringue de 60 millilitres ou 30 millilitres pour la liposuccion manuelle ou une canule de 3,0 millimètres spécialement conçue reliée à un kit de centrifugeuse.Une seringue système fermé développé par nous-mêmes et approuvé par la FDA CDRH dans le but de maintenir la stérilité connectée à une machine à vide pour la liposuccion assistée sous vide. Effectuer la liposuccion pour obtenir 100 à 110 grammes de tissu adipeux à l’exclusion de la solution tumescente. Lors de l’exécution de la liposuccion, le tissu adipeux sera obtenu avec la solution tumescente mais devrait être séparé et enlevé.Pour séparer d’abord la solution tumescente par gravité, le tissu adipeux de la trousse de centrifugeuse peut être transféré à une seringue de 60 millilitres et placer la seringue vers le bas. Par exemple, la partie d’ouverture de la seringue se trouve au fond. En attendant cinq à six minutes, le tissu adipeux et la solution tumescente seront séparés.Retirer le liquide au bas de la seringue en appuyant sur le dessus du piston de seringue. Effectuer les étapes ci-dessus neuf à 11 jusqu’à ce que le total de la 100 grammes à 110 grammes d’aspirate lipidique tissulaire adipeux par genou a été accumulé. Après avoir séparé la solution tumescente par gravité et accumulé 50 grammes à 55 grammes d’aspirate lipidique par chaque système fermé stérile de kit centrifugeuse de 60 millilitres, placez les deux kits de centrifugeuse dans un seau à conteneurs de centrifugeuse et tournez à 1600 G pendant cinq minutes, condensant l’aspirate lipidique et séparant le liquide du tissu adipeux.Ce processus condense davantage l’aspirate lipidique et peut produire de l’huile grasse dans certains cas. En prenant soin de ne pas trembler, retirez le bouchon de sécurité et le bouchon au bas du kit de centrifugeuse. Retirez le liquide inférieur en poussant lentement vers le bas sur le dessus du piston du kit de centrifugeuse.Sur la seringue séparée de 60 millilitres, dissoudre 10 milligrammes de collagène, 5 milligrammes collagène spécifique pour le tissu conjonctif, et cinq milligrammes de collagène spécifique pour le tissu adipeux avec 50 millilitres de solution saline normale. Mélanger environ 25 à 30 millilitres d’aspirate lipidique condensée avec de la collagène dissoute, cinq milligrammes de collagène spécifique au tissu conjonctif et cinq milligrammes de collagène spécifiques au tissu adipeux à un rapport d’un à un, volume/volume, en reliant la seringue de 60 millilitres à un kit de centrifugeuse à l’aide d’un connecteur spécialisé. Bien mélanger pour condenser l’aspirate de préparation et la collagène en poussant le contenu entre la seringue de 60 millilitres et le kit de centrifugeuse à l’aide d’une tige ou d’un pousseur.Transférer le mélange de l’aspirate lipidique et de la collagène vers la seringue de 60 millilitres. Connectez chaque seringue de 60 millilitres contenant le mélange avec l’homogénéiseur tissulaire qui contient des lames. Connectez une seringue vide de 60 millilitres à l’autre extrémité de l’homogénéiseur.Poussez le mélange à l’autre seringue de 60 millilitres à travers l’homogénéiseur pendant quatre à six fois, ce qui entraîne la coupe et le hachage de l’aspirate lipidique. Transférez l’aspirate lipidique homogénéisé et le mélange collagenous vers le kit centrifugeuse de 60 millilitres à l’aide d’un connecteur spécialisé. Placez les kits de centrifugeuse dans un récipient à placer dans un incubateur préchauffé à 37 degrés Celsius.Incuber les deux kits de centrifugeuse avec le mélange homogénéisé à 37 degrés Celsius pendant 40 minutes tout en tournant à 45 rpm. Après 40 minutes d’incubation, retirer le contenant de l’incubateur de façon stérile. Retirez ensuite les kits de centrifugeuse et placez-les dans une machine à centrifugeuses.Centrifugeuse les mélanges à 800 G pendant cinq minutes pour séparer le SVF adipeux dérivé des tissus. Après la centrifugeuse, le supernatant, qui comprend la collagène et le tissu adipeux digéré, est retiré de chaque kit de centrifugeuse en enlevant le bouchon de seringue sur le dessus du piston et en plaçant une seringue de 30 millilitres sur l’ouverture du piston à travers une connexion seringue-serrure. Appuyez lentement sur la partie du canon de la seringue de 30 millilitres pour que le supernatant se remplisse dans la seringue de 30 millilitres.Appuyez sur le canon de seringue de 30 millilitres jusqu’aux trois à quatre derniers millilitres du fond du kit de centrifugeuse, ne laissant que les trois à quatre derniers millilitres de SVF dérivé des tissus adipeux. Le surnatant est jeté. Retirez la seringue de 30 millilitres du haut du piston et remplissez la seringue d’une solution de sonnerie lactée à 5 %, également connue sous le nom de D5LR.En attachant la seringue de 30 millilitres remplie de D5LR sur le dessus de l’ouverture du piston, remplissez les kits de centrifugeuse contenant de trois à quatre millilitres de SVF dérivé du tissu adipeux avec D5LR jusqu’à 55 millilitres. Retirez ensuite la seringue de 30 millilitres, plafonnez l’ouverture du piston et centrifugez à nouveau les kits de centrifugeuse à 300 G pendant environ quatre minutes. Répétez les étapes numéro 17 au numéro 21 pour un total de quatre lavages.Après la quatrième centrifugeuse, afin d’obtenir le SVF final pour injection, retirez le bouchon de sécurité et le bouchon à l’ouverture inférieure du kit de centrifugeuse sans secouer ou tourner le kit de centrifugeuse. Fixez une seringue de 20 millilitres à l’ouverture inférieure du kit centrifugeuse à l’aide d’un connecteur spécialement conçu. Tirez le piston de la seringue de 20 millilitres plusieurs fois d’avant en arrière pour secouer les cellules qui se sont installées sur le fond du kit de centrifugeuse.Retirez le volume total désiré du SVF contenant à la fois des AST et de l’ECM ainsi que d’autres cellules et tissus. Habituellement environ trois à quatre millilitres de chaque kit de centrifugeuse pour les injections articulaires du genou. Nous avons fait 30 millilitres de sang autologue avec 2,5 millilitres de solution dextrose de citrate d’anticoagulant.Puis le sang prélevé a été transféré dans les kits de baril de centrifugeuse de 60 millilitres. Il a ensuite été centrifugé à 730 gravité pendant cinq minutes. Et le supernatant a été enlevé et mis dans un nouveau kit de canon centrifugeuse de 60 millilitres.Le supernatant a été centrifugé à 1350 gravité pendant quatre minutes, obtenant 4,4 millilitres de PRP. Nettoyez le genou du patient avec 5% de bêtadine et drapez-le d’une manière stérile. Palpate l’antérieur du genou pour l’espace articulaires entre les os tibial et fémoral.Anesthésier le site d’injection superficiellement avec de la lidocaïne diluée, un millilitre de 1% de lidocaïne dilué avec quatre millilitres de solution saline normale, de la peau à juste à l’extérieur de la capsule articulaire. Puis anesthésier l’intérieur de la capsule articulaire avec ropivacaine diluée, un millilitre 0,75% ropivacaine dilué avec trois millilitres de solution saline normale. Mélanger deux millilitres d’HA à la fente de six à huit millilitres de SVF contenue dans une seringue de 20 millilitres à travers une seringue au connecteur de seringue.En utilisant une seringue pour seringuer le connecteur, ajouter 0,4 millilitres de chlorure de calcium aux trois à quatre millilitres de PRP autologue qui a déjà été préparé et être prêt dans une seringue de cinq millilitres. Dans une seringue de cinq millilitres et de 8 à 10 millilitres de mélange HA-SVF, mélanger 3,5 à 4,5 millilitres de chlorure de calcium PRP dans une seringue de 20 millilitres à travers une seringue et un connecteur de seringue. Injectez immédiatement le mélange, environ 12 à 15 millilitres, lentement dans l’articulation tibiale-fémorale antérieure du genou, à l’aide d’une aiguille de calibre 18 de 38 millimètres avec ou sans le guidage échographique.Après l’injection, bander le site d’injection avec pression en pliant la gaze de coton 4x4 quatre fois et en plaçant des rubans sur la gaze 4x4 pliée. Demandez au patient de rester immobile pendant 60 minutes pour permettre l’attachement cellulaire. Demandez au patient de limiter les activités pendant au moins une semaine après son congé de la clinique.Retour à la clinique pour trois injections supplémentaires de PRP activées par chlorure de calcium sur trois semaines. Le patient présentant l’OA de stade trois a reçu le traitement tel que décrit dans la section de protocole. Après la deuxième semaine de l’injection de mélange d’ASV-ECM, la douleur du patient et rom se sont améliorées.Par la 16ème semaine, la douleur du patient et rom sensiblement amélioré plus de 70% IRM post-traitement, prise après la 16ème semaine, a montré l’épaisseur accrue du tissu cartilage-comme sur le côté médial du genou. Un autre patient présentant l’OA d’étape trois a reçu le traitement tel que décrit dans la section de protocole. Après la deuxième semaine de l’injection de mélange d’ASV-ECM, la douleur du patient et rom se sont améliorées.Par la 18ème semaine, la douleur et le ROM se sont sensiblement améliorés à 80% MRI répété pris après la 18ème semaine a montré une augmentation de la taille du tissu cartilage-comme sur le côté antérieur-médial du genou. Le troisième patient présentant l’OA de stade trois a reçu le traitement tel que décrit dans la section de protocole. Après la deuxième semaine d’injection de mélange ASV-ECM, la douleur du patient et rom amélioré d’environ 50% Par la 22ème semaine, la douleur et ROM sensiblement amélioré plus de 80% IRM répétée prise après la 22ème semaine a montré une augmentation de la hauteur du tissu cartilage-like sur le côté médial du genou.Actuellement, aucun traitement curatif n’est disponible pour le traitement de l’œso. Cependant, l’injection percutanée de thérapie de cellules souches avec des ASCs et l’ECM homogénéisé avec HA et PRP analogue activé avec le chlorure de calcium peut fournir une alternative à la thérapie de traitement actuelle du traitement de l’OV du genou.

Research

JoVE Journal

Medicine

Experimental Generation of Carcinoma-Associated Fibroblasts (CAFs) from Human Mammary Fibroblasts

Experimental Generation of Carcinoma-Associated Fibroblasts CAFs from Human Mammary Fibroblasts

Génération expérimentale de carcinome Associated fibroblastes (CAF) à partir des fibroblastes mammaires

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Recherche

Médecine

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Réparation d&#39;un modèle de critique des défauts de taille crânienne Utilisation adipeuses cellules stromales prélevés sur des Lipoaspirate

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