Name: clinical protocol of producing adipose tissue-derived stromal vascular fraction for potential cartilage regeneration
Uploaded: 2018-09-29T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Clinical Protocol of Producing Adipose Tissue-Derived Stromal Vascular Fraction for Potential Cartilage Regeneration at JoVE.com

El autor reconoce el apoyo del personal de la clínica médica Mipro y el diseño de la figura de Jaepil/David Lee. Este trabajo fue apoyado por becas de investigación de la bioenergía y programa de desarrollo de tecnología médica de la NRF financiada por MSIT número NRF-2017M3A9E4078014; y el nacional investigación Fundación de Corea (NRF) financiado por el Ministerio de ciencia y TIC (números NRF-2017R1A2B4002315 y NRF-2016R1C1B2010308).

La aprobación y consentimiento para informar después de informes del caso fueron renunciados por el Comité de la Junta de revisión institucional de la Universidad de Myongji (MJUIRB). Además, este protocolo clínico estaba cumpliendo con las directrices de la declaración de Helsinki y la regulación de la KFDA. Para los procedimientos de los pacientes se obtuvieron Consentimientos informados.
1. la liposucción
Nota: Realizar con técnica estéril.
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<ol>
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En 2001, Zuk et al. células madre aisladas del tejido adiposo por romper la matriz de colágeno colagenasa6. Luego, el grupo demostró que estas células madre aisladas del tejido adiposo podría transformar en cartílago y otros tejidos del mesodermo en origen, demostrando que estas células madre eran de origen mesenquimales.
Asimismo, el procedimiento presentado en este artículo es un modificado protocolo para aplicar el método similar a pacientes humanos...

Las células madre mesenquimales (MSCs) se sabe que tienen la capacidad de regenerar cartílago1,2,3,4,5,6. Pueden ser fácilmente obtenidos de diversas fuentes: médula ósea, sangre del cordón umbilical y tejido adiposo entre muchos otros. Entre estas fuentes, el tejido adiposo es la única fuente donde se puede obtener un número suficiente de MSCs sin cualquier expansión de la cultura para la regeneración de cartílago en ajustes clínicos7,8. Fracción vascular estromal de médula ósea autóloga (SVF) puede obtenerse fácilmente así. Sin embargo, el número de células madre contenidas en la médula ampliada de cultura no es muy bajo7,8. Sangre del cordón umbilical puede contener un número suficiente de MSCs. Sin embargo, la sangre del cordón no es una fuente fácilmente disponible de SVF autólogo.
Existen numerosos métodos de procesamiento de tejido adiposo para obtener SVF para aplicaciones clínicas. Entre estos, el método de obtención de MSCs del tejido adiposo con colagenasa, desarrollado y confirmado por Zuk et al. 5 , 6, es muy bien aceptada. Este método de uso de colagenasa se ha modificado para usos clínicos en ortopedia. Para ser aplicado a contextos clínicos, el sistema debe ser un sistema cerrado para mantener la esterilidad, manteniendo la comodidad. Una modificación particular presentada en este artículo implica la homogeneización de la lipoaspirates. Lipoaspirates de tamaño pequeño son digeridos relativamente más rápido que los más grandes que están resultando en un desgaste irregular del tejido adiposo. Además, estos lipoaspirates de tamaño más grandes puede producir tejidos fibrosos que pueden obstruir las jeringas y agujas al realizar inyecciones conjuntas9,10. Para evitar estos problemas, el lipoaspirates puede ser homogeneizada mediante corte y trituración de la lipoaspirates antes de la incubación con colagenasa. El SVF resultante derivadas de tejido adiposo puede contener más uniforme matriz extracelular (ECM) en comparación con lipoaspirates que no están homogeneizadas11. El ECM averiado en el SVF puede funcionar como un andamio de12.
En 2009, SVF autóloga derivadas de tejido adiposo se ha permitido por la administración de drogas (KFDA) cuando se procesa dentro de un centro médico con un mínimo tratamiento por un médico13Coreano. Luego, SVF autóloga derivadas de tejido adiposo ha sido utilizado como un agente potencial para mejorar las funciones de la rodilla en pacientes de osteoartritis (OA) potencialmente regenerando tejido similar a cartílago10,14,15 , 16 , 17 , 18 . 
En 2011, Pak demostró por primera vez que el tejido adiposo células madre derivadas (ASCs) contenidas en el SVF derivadas de tejido adiposo puede mejorar funciones de rodilla potencialmente regenerar tejido similar a cartílago en pacientes humanos de OA cuando se inyecta con rico en plaquetas plasma (PRP) 14. Además, Pak et al han informado datos de seguridad en 2013 con 91 pacientes. La tasa de eficacia media en estos datos de seguridad fue 67%15. Posteriormente, estudios adicionales por Pak et al demostraron rodilla mejora funciones potencialmente debido a la regeneración de tejido similar al cartílago en pacientes con un menisco lagrimal y condromalacia de la rótula10,16,17 ,18. Basado en artículos registrados, se sabe que el número de células madre contenidas en 100 g de tejido adiposo por el protocolo presentado en este artículo puede variar desde 40,000,000 de 1.000.000 dependiendo de las características de pacientes8, 19 , 20 , 21 , 22 , 23.
Aquí, presentamos un protocolo clínico de OA de la rodilla humana utilizando SVF autóloga derivadas de tejido adiposo con HA y PRP activado con cloruro de calcio. La primera versión de este protocolo clínico, que implica un sistema cerrado, manual para mantener la esterilidad, se reportó en 201114. El protocolo idéntico fue optimizado, mantenimiento de esterilidad y fue reportado en 2013 y 201610,15. Aquí, se presenta el protocolo optimizado. La descripción esquemática del Protocolo se presenta en la figura 1.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58363/58363fig1.jpg"> Figura 1: Descripción esquemática del protocolo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58363/58363fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:941px;" width="941">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:261px;">Material</td>
			<td style="width:221px;"></td>
			<td style="width:156px;"></td>
			<td style="width:303px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">5% Betadine (povidone-iodine)&#160;</td>
			<td>Firson Co., Ltd.</td>
			<td style="width:156px;">657400260</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">2% Lidocaine&#160;</td>
			<td>Daehan Pharmaceutical Co.</td>
			<td style="width:156px;">670603480</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="83">
			<td height="83" style="height:83px;">Tumescent solution&#160;</td>
			<td style="width:221px;">Myungmoon Pharm. Co. Ltd.</td>
			<td style="width:156px;">N01BB01</td>
			<td style="width:303px;">The solution was composed of 500 mL normal saline, 40 mL 2% lidocaine, 20 mL 0.5% marcaine, and 0.5 mL epinephrine 1:1000.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:261px;">Liberase TL and TM research grade&#160;</td>
			<td style="width:221px;">Roche Applied Science</td>
			<td style="width:156px;">5401020001</td>
			<td style="width:303px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">D5LR</td>
			<td>Dahan Pharm. Co., Ltd.</td>
			<td style="width:156px;">645101072</td>
			<td>Dextrose 5% in lactated Ringer&#39;s solution&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="83">
			<td height="83" style="height:83px;">Anticoagulant citrate dextrose solution&#160;</td>
			<td>Fenwal, Inc.</td>
			<td style="width:156px;">NDC:0942-0641</td>
			<td style="width:303px;">The solution was composed of 0.8% citric acid, 
			0.22% sodium citrate, and 0.223% dextrose.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">3% (w/v) Calcium chloride&#160;</td>
			<td>Choongwae Pharmaceutical Co.</td>
			<td style="width:156px;">644902101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">0.5% (w/v) HA (Hyaluronic acid )</td>
			<td>Dongkwang pharm. Co., Ltd.</td>
			<td style="width:156px;">645902030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">0.25% Ropivacaine</td>
			<td>Huons Co., Ltd.</td>
			<td style="width:156px;">670600150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:261px;">Equipment</td>
			<td style="width:221px;"></td>
			<td style="width:156px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">3.0 mm Cannula&#160;</td>
			<td style="width:221px;">WOOJU Medical Instruments Co.</td>
			<td style="width:156px;">ML30200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">60-mL Luer-Lock syringe</td>
			<td style="width:221px;">BD (Becton Dickinson)&#160;</td>
			<td style="width:156px;">309653</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Centrifuge Barrel Kit&#160;</td>
			<td>CPL Co., Ltd.</td>
			<td style="width:156px;">30-0827044</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tissue homogenizer that contains blades</td>
			<td>CPL Co., Ltd.</td>
			<td style="width:156px;">30-0827045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Rotating incubator mixer</td>
			<td style="width:221px;">Medikan Co., Ltd</td>
			<td style="width:156px;">MS02060092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:261px;">Centrifuge</td>
			<td style="width:221px;">Hanil Scientific Inc.</td>
			<td style="width:156px;">CE1133</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:261px;">Magnetic Resonance Imaging</td>
			<td style="width:221px;">Philips Medical Systems Inc.</td>
			<td style="width:156px;">18068</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:261px;">Ultrasound Imaging System</td>
			<td style="width:221px;">Samsung Medison co., Ltd</td>
			<td style="width:156px;">CT-LK-V10-ICM-09.05.2007</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

clinical protocol of producing adipose tissue-derived stromal vascular fraction for potential cartilage regeneration

La osteoartritis (OA) es uno de los más comunes trastornos debilitantes. Recientemente, se hicieron numerosos intentos para mejorar las funciones de las rodillas utilizando diferentes formas de células madre mesenquimales (MSCs). En Corea, concentrados de médula y cordón de células madre procedentes de sangre han sido aprobadas por la administración de medicamentos (KFDA) Coreano para regeneración de cartílago. Además, se ha permitido una derivados del tejido adiposo stromal vascular fracción (SVF) por la KFDA para inyecciones conjuntas en pacientes humanos. SVF autóloga derivadas de tejido adiposo contiene matriz extracelular (ECM) además de las células madre mesenquimales. ECM excreta diferentes citoquinas que, junto con el ácido hialurónico (ah) y plasma rico en plaquetas (PRP) activado por el cloruro de calcio, pueden ayudar a MSCs para regenerar el cartílago y mejorar las funciones de la rodilla. En este artículo, presentamos un protocolo para mejorar las funciones de la rodilla mediante la regeneración de tejido similar al cartílago en pacientes humanos con OA. El resultado del protocolo primero fue divulgado en 2011 seguido por algunas publicaciones adicionales. El protocolo consiste en la liposucción para obtener lipoaspirates autólogo que se mezclan con colagenasa. Esta mezcla de lipoaspirates-colagenasa es luego y homogeneizada para quitar tejido fibroso grandes que puede obstruir la aguja durante la inyección. Luego, la mezcla se incuba para obtener SVF derivadas de tejido adiposo. El SVF resultante derivadas de tejido adiposo, que contienen derivados del tejido adiposo MSCs y restos de ECM, se inyecta en las rodillas de los pacientes, combinados con HA y cloruro de calcio activado PRP. Incluyen tres casos de pacientes que fueron tratados con el protocolo dando por resultado la mejora del dolor de la rodilla, hinchazón y rango de movimiento junto con evidencia de MRI de tejido similar al cartílago hialino.

Tres pacientes (una mujer de 87 años de edad con la etapa 3 OA, un hombre de 68 años de edad con etapa 3 OA, y una mujer de 60 años de edad con etapa 3 OA) sin cualquier pasado significativo historial médico presentó a la clínica con dolor de rodilla persistente y deseado para potencial tratamiento SVF derivadas de tejido adiposo autólogo. Los tres pacientes tenían su rodilla examinada por un cirujano ortopédico y se ofrecieron a reemplazo total de rodilla (TKR) y eran reacios a ...

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Clinical Protocol of Producing Adipose Tissue-Derived Stromal Vascular Fraction for Potential Cartilage Regeneration

Aquí, presentamos un protocolo para producir una fracción vascular estromal derivadas de tejido adiposo y su aplicación para mejorar las funciones de la rodilla mediante la regeneración de tejido similar al cartílago en pacientes humanos con osteoartritis.

Protocolo clínico de producir fracción Vascular estromal derivadas de tejido adiposo para potencial regeneración del cartílago

Osteoarthritis (OA) is one of the most common debilitating disorders.&#160;Recently, numerous attempts have been made to improve the functions of the ...

La osteoartritis es uno de los trastornos debilitantes más comunes entre la población de edad avanzada. En la actualidad, no existe una cura definitiva para las causas subyacentes de la osteoartritis. Este protocolo clínico describe un procedimiento innovador para un tratamiento prometedor, mínimamente invasivo, y alternativo de la osteoartritis de rodilla humana mediante la regeneración del cartílago como el tejido.La osteoartritis es uno de los trastornos debilitantes más comunes entre la población de edad avanzada. En la actualidad, no existe una cura definitiva para las causas de subrayado de la osteoartritis. Este protocolo clínico es un procedimiento innovador para un tratamiento prometedor, mínimamente invasivo y alternativo de la osteoartritis de rodilla humana mediante la regeneración de tejido similar al cartílago.Lleve al paciente a un quirófano con una capucha de clase A de riesgo biológico y colóquelo en una posición supina. Limpie la zona abdominal del paciente con 5%betadine-povidine yodo y cubra al paciente utilizando la técnica estéril, exponiendo la zona limpia del abdomen para la liposucción. Aproximadamente cinco centímetros infero-lateralmente del umbilicus, anestesia dos sitios, uno a la izquierda y otro en el lado derecho del umbilicus de la incisión que se va a hacer.Usar dos mililitros de 2%lidocaína sin epinefrina con una aguja de 25 calibres de 1,5 pulgadas en una jeringa de cinco mililitros inyectando cada sitio a nivel epidérmico. Anestesice el lugar de la incisión que se realizará utilizando cinco mililitros de solución tumescente y jeringa de 10 mililitros y la aguja de 25 calibres 1,5 pulgadas. Haga dos incisiones de 0,5 centímetros aproximadamente cinco centímetros por debajo del umbilicus lateralmente pellizcando la piel para elevar la profundidad del nivel subcutáneo.Usando una hoja número 11, ayuda a la piel elevada a penetrar a través del nivel subcutáneo pero no a penetrar a través de la pared abdominal. Mediante el uso de cánula calibre 20 centímetros y 60, anestesia el nivel subcutáneo de toda la zona inferior del abdomen que se va a liposuplicar con 700 a 800 mililitros de la solución tumescente. Después de terminar la infiltración de todo el abdomen inferior con solución tumescente, preparar un aparato de liposucción conectando una cánula de 3,0 milímetros conectada a una jeringa de 60 mililitros o 30 mililitros para liposucción manual o especialmente diseñada cánula de 3,0 milímetros conectada a un kit centrífugo.Una jeringa de sistema cerrado desarrollada por nosotros mismos y aprobada por FDA CDRH con el propósito de mantener la esterilidad conectada a una máquina de vacío para liposucción asistida por vacío. Realizar liposucción para obtener 100 a 110 gramos de tejido adiposo excluyendo la solución tumescente. Al realizar la liposucción, se obtendrá tejido adiposo junto con solución tumescente, pero debe separarse y eliminarse.Para separar primero la solución tumescente por gravedad, el tejido adiposo del kit de centrífuga puede transferirse a una jeringa de 60 mililitros y colocar la jeringa hacia abajo. Por ejemplo, la parte de apertura de la jeringa está en la parte inferior. Al esperar de cinco a seis minutos, se separará el tejido adiposo y la solución tumescente.Retire el líquido de la parte inferior de la jeringa presionando en la parte superior del émbolo de la jeringa. Realice los pasos anteriores nueve a 11 hasta que se haya acumulado el total de 100 gramos a 110 gramos de lípido de tejido adiposo por rodilla. Después de separar la solución tumescente por gravedad y acumular de 50 gramos a 55 gramos de aspirado lipídico por cada sistema cerrado estéril del kit de centrífuga de 60 mililitros, coloque los dos kits de centrífuga en un cubo de recipiente centrífugo y gire a 1600 G durante cinco minutos, condensando el lípido y separando el líquido del tejido adiposo.Este proceso condensa aún más el aspirado lipídico y puede producir aceite graso en ciertos casos. Tenga cuidado de no agitar, retire la tapa de seguridad y el enchufe en la parte inferior del kit de centrífuga. Retire el líquido inferior empujando lentamente hacia abajo en la parte superior del émbolo del kit de centrífuga.En una jeringa separada de 60 mililitros, disuelva 10 miligramos de colagenasa, cinco miligramos de colagenasa específica para el tejido conectivo y cinco miligramos de colágeno específico para el tejido adiposo con 50 mililitros de solución salina normal. Mezclar aproximadamente 25 a 30 mililitros de lípido condensado con colágeno disuelto, cinco miligramos de colagenasa específica para el tejido conectivo, y cinco miligramos de colágeno específico para tejido adiposo en una proporción de uno a uno, volumen a volumen, conectando la jeringa de 60 mililitros a un kit centrífugo mediante el uso de un conector especializado. Mezclar a fondo para condensar el aspirado de preparación y la colagenasa empujando el contenido entre la jeringa de 60 mililitros y el kit de centrífugas utilizando una varilla o un empujador.Transfiera la mezcla del aspirado lipídico y la colagenasa de vuelta a la jeringa de 60 mililitros. Conecte cada jeringa de 60 mililitros que contenga la mezcla con el homogeneizador de tejido que contiene cuchillas. Conecte una jeringa vacía de 60 mililitros al otro extremo del homogeneizador.Empuje la mezcla a la otra jeringa de 60 mililitros a través del homogeneizador durante cuatro a seis veces, lo que resulta en el corte y la picadura del aspirador de lípidos. Transfiera el aspirado lipídico homogeneizado y la mezcla colagenosa de nuevo al kit de centrífuga de 60 mililitros a través de un conector especializado. Coloque los kits de centrífuga en un recipiente para colocar en una incubadora que haya sido precalentada a 37 grados centígrados.Incubar los dos kits de centrífugas con la mezcla homogeneizada a 37 grados celsius durante 40 minutos mientras se gira a 45 rpm. Después de 40 minutos de incubación, retire el recipiente de la incubadora de forma estéril. A continuación, retire los kits de centrífuga y colóquelos en una máquina centrífuga.Centrifugar las mezclas a 800 G durante cinco minutos para separar el SVF derivado del tejido adiposo. Después de la centrífuga, el sobrenadante, que incluye colagenasa y tejido adiposo digerido, se extrae de cada kit de centrífuga quitando la tapa de la jeringa en la parte superior del émbolo y colocando una jeringa de 30 mililitros en la abertura del émbolo a través de una conexión de bloqueo de jeringa. Presione lentamente hacia abajo en la parte del barril de la jeringa de 30 mililitros para que el sobrenadante se llene en la jeringa de 30 mililitros.Presione hacia abajo el barril de la jeringa de 30 mililitros hasta los últimos tres a cuatro mililitros de la parte inferior del kit de centrífuga, dejando sólo los últimos tres a cuatro mililitros de SVF derivado del tejido adiposo. El sobrenadante es descarte. Retire la jeringa de 30 mililitros de la parte superior del émbolo y llene la jeringa con una solución de timbre lactado de 5% dextrosa, también conocida como D5LR.Al fijar la jeringa de 30 mililitros llena de D5LR en la parte superior de la abertura del émbolo, llene los kits de centrífugas que contienen de tres a cuatro mililitros de SVF derivado del tejido adiposo con D5LR hasta 55 mililitros. A continuación, retire la jeringa de 30 mililitros, tape la abertura del émbolo y centrifugar de nuevo los kits de centrífuga a 300 G durante unos cuatro minutos. Repita los pasos del número 17 al número 21 para un total de cuatro lavados.Después de la cuarta centrífuga, con el fin de obtener el SVF final para inyección, retire la tapa de seguridad y el enchufe en la abertura inferior del kit de centrífuga sin agitar o girar el kit de centrífuga. Conecte una jeringa de 20 mililitros a la abertura inferior del kit de centrífugas utilizando un conector especialmente diseñado. Tire del émbolo de la jeringa de 20 mililitros varias veces hacia adelante y hacia atrás para agitar las células que se han asentado en la parte inferior del kit de centrífuga.Elimine el volumen total deseado del SVF que contiene tanto los AST como el ECM junto con otras células y tejidos. Por lo general, alrededor de tres a cuatro mililitros de cada kit de centrífuga para inyecciones de articulaciones de rodilla. Hicimos 30 mililitros de sangre autóloga junto con 2,5 mililitros de solución anticoagulante de dextrosa de citrato.Luego, la sangre extraída fue transferida a los kits de barriles de centrífuga de 60 mililitros. Luego fue centrifugado a 730 de gravedad durante cinco minutos. Y el sobrenadante fue removido y puesto en un nuevo kit de barril centrífugo de 60 mililitros.El sobrenadante fue centrifugado a 1350 de gravedad durante cuatro minutos, obteniendo 4,4 mililitros de PRP. Limpie la rodilla del paciente con 5%betadina y colótela de forma estéril. Palpa la parte anterior de la rodilla para el espacio articular entre los huesos tibiales y femorales.Anestesiar el lugar de inyección superficialmente con lidocaína diluida, un mililitro de 1%lidocaína diluido con cuatro mililitros de solución salina normal, desde la piel hasta justo fuera de la cápsula articular. A continuación, anestesiar el interior de la cápsula articular con ropivacaína diluida, un mililitro 0,75% ropivacaína diluida con tres mililitros de solución salina normal. Mezclar dos mililitros de HA en el mililitro de SVF contenido en una jeringa de 20 mililitros a través de una jeringa para el conector de la jeringa.Mediante el uso de una jeringa para el conector de la jeringa, añadir 0,4 mililitros de cloruro de calcio a los tres o cuatro mililitros de PRP autólogo que ya se ha preparado y estar listo en una jeringa de cinco mililitros. Combine de 3,5 a 4,5 mililitros de cloruro de calcio PRP en una jeringa de cinco mililitros con ocho a 10 mililitros de mezcla HA-SVF en una jeringa de 20 mililitros a través de una jeringa y un conector de jeringa. Inyecte inmediatamente la mezcla, de unos 12 a 15 mililitros, lentamente en la articulación tibial-femoral anterior de la rodilla, utilizando una aguja de calibre 38 milímetros de 18 milímetros con o sin la guía de ultrasonido.Después de la inyección, venda el lugar de inyección a presión doblando la gasa de algodón 4x4 cuatro veces y colocando cintas sobre la gasa 4x4 plegada. Indique al paciente que permanezca inmóyo durante 60 minutos para permitir la fijación celular. Indique al paciente que limite las actividades por un mínimo de una semana después del alta de la clínica.Vuelva a la clínica para tres inyecciones adicionales de PRP activadas por cloruro de calcio durante tres semanas. El paciente con OA en etapa tres recibió el tratamiento como se describe en la sección de protocolo. Después de la segunda semana de la inyección de mezcla ASV-ECM, el dolor y la ROM del paciente mejoraron.Para la semana 16, el dolor y la ROM del paciente mejoraron significativamente más del 70%De la rmN de tratamiento posterior, tomada después de la semana 16, mostraron el mayor grosor del tejido similar al cartílago en el lado medial de la rodilla. Otro paciente con OA en etapa tres recibió el tratamiento como se describe en la sección de protocolo. Después de la segunda semana de la inyección de mezcla ASV-ECM, el dolor y la ROM del paciente mejoraron.Para la semana 18, el dolor y rom mejoraron significativamente a 80%Rmn repetida tomada después de la semana 18 mostró un aumento en la altura del tejido similar al cartílago en el lado medial anterior de la rodilla. El tercer paciente con OA en la etapa tres recibió el tratamiento descrito en la sección de protocolo. Después de la segunda semana de inyección de mezcla ASV-ECM, el dolor y la ROM del paciente mejoraron en aproximadamente 50%Por la semana 22, el dolor y la ROM mejoraron significativamente más del 80%De la resonancia magnética repetida tomada después de la semana 22 mostró un aumento en la altura del tejido similar al cartílago en el lado medial de la rodilla.Actualmente no hay terapia curativa disponible para el tratamiento de OA. Sin embargo, la inyección percutánea de terapia con células madre con ASCs y ECM homogeneizado junto con HA y PRP análogo activado con cloruro de calcio pueden proporcionar una alternativa a la terapia de tratamiento actual del tratamiento de la OA de rodilla.

Research

JoVE Journal

Medicine

Experimental Generation of Carcinoma-Associated Fibroblasts (CAFs) from Human Mammary Fibroblasts

Experimental Generation of Carcinoma-Associated Fibroblasts CAFs from Human Mammary Fibroblasts

Generación experimental de carcinoma asociada a los fibroblastos (CAF) a partir de fibroblastos humanos mamarios

Carcinomas are complex tissues comprised of neoplastic cells and a non-cancerous compartment referred to as the 'stroma'. The stroma consists of ...

Investigación

Medicina

Repair of a Critical-sized Calvarial Defect Model Using Adipose-derived Stromal Cells Harvested from Lipoaspirate

La reparación de un modelo de defecto crítico del tamaño de calota Uso adiposo derivados de las células del estroma cosechadas desde lipoaspirado

Craniofacial skeletal repair and regeneration offers the promise of de novo tissue formation through a cell-based approach utilizing stem cells. ...

Improved Protocol For Laser Microdissection Of Human Pancreatic Islets From Surgical Specimens

Protocolo mejorado para microdisección láser de islotes pancreáticos humanos a partir de muestras quirúrgicas

Laser microdissection (LMD) is a technique that allows the recovery of selected cells and tissues from minute amounts of parenchyma 1,2. The dissected ...

Clinical Examination Protocol to Detect Atypical and Classical Scrapie in Sheep

Protocolo de examen clínico para detectar la tembladera atípica y clásica en ovejas

The diagnosis of scrapie, a transmissible spongiform encephalopathy (TSEs) of sheep and goats, is currently based on the detection of disease-associated ...

Three-dimensional Co-culture Model for Tumor-stromal Interaction

Tridimensional Modelo Co-cultura para la interacción tumor estromal

Cancer progression (initiation, growth, invasion and metastasis) occurs through interactions between malignant cells and the surrounding tumor stromal ...

Visualization of Vascular and Parenchymal Regeneration after 70% Partial Hepatectomy in Normal Mice

La visualización del parénquima vascular y la regeneración después del 70% hepatectomía parcial en ratones normales

A modified silicone injection procedure was used for visualization of the hepatic vascular tree. This procedure consisted of in-vivo injection of the ...

A Novel Clinical Grade Isolation Method for Human Kidney Perivascular Stromal Cells

Un método de aislamiento de grado clínico novedoso para Stromal células de riñón humano perivasculares

Mesenchymal Stromal Cells (MSCs) are tissue homeostatic and immune modulatory cells that have shown beneficial effects in kidney diseases and ...

Stromal Vascular Fraction-enriched Fat Grafting for the Treatment of Symptomatic End-neuromata

Estroma Vascular fracción enriquecida Lipo para el tratamiento de neuromas de extremo sintomáticos

The purpose of this study was to methodically illustrate and highlight the crucial steps of stromal vascular fraction (SVF)-enriched fat grafting as a ...

An Optimized Evans Blue Protocol to Assess Vascular Leak in the Mouse

Un optimizado Evans azul protocolo para evaluar la fuga Vascular en el ratón

Vascular leak, or plasma extravasation, has a number of causes, and may be a serious consequence or symptom of an inflammatory response. This study may ...

Transplantation of Adipose Tissue-Derived Stem Cell Sheet to Reduce Leakage After Partial Colectomy in A Rat Model

Trasplante de células madre derivadas de tejido adiposo hoja para reducir fugas después de colectomía parcial en un modelo de rata

Anastomotic leakage is a disastrous complication after colorectal surgery. Although current methods for leakage prevention have different levels of ...