Name: visualize drosophila leg motor neuron axons through the adult cuticle
Uploaded: 2018-10-30T14:30:00
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Wir danken Robert Renard für die Zubereitung von fliegen Essen Medium. Diese Arbeit wurde unterstützt durch einen NIH Grant NS070644, R.S.M und Finanzierung aus dem ALS Association (#256), FRM (#AJE20170537445) und ATIP-Avenir Programm, j.e.

1. Bein Dissektion und Fixierung
<ol><li>Nehmen Sie ein Glas Multi-well-Platte und Füllung entsprechende Anzahl von Brunnen mit 70 % Ethanol. Hinzufügen von 15 – 20 CO2-narkotisierten fliegen (der entweder Sex und jeden Alters) für jeden gut und mit einem Pinsel, sanft Tupfen die fliegen in die Ethanol-Lösung bis fliegen vollständig untergetaucht sind. Hinweis: Dieser Schritt ist der Hydrophobie der Nagelhaut entfernen. Nicht für mehr als 1 min waschen Sie, weil das Auto-Fluoreszenz der Kutikula e...

<ol>
	<li>Miller, A., Demerec, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+internal+anatomy+and+histology+of+the+imago+of+Drosophila+melanogaster.">The internal anatomy and histology of the imago of Drosophila melanogaster.</a> Biology of Drosophila. , 420-531 (1950).</li><li>Soler, C., Ladddada, L., Jagla, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coordinated+development+of+muscles+and+tendons+of+the+Drosophila+leg.">Coordinated development of muscles and tendons of the Drosophila leg.</a> Development. 131 (24), 6041-6051 (2004).</li><li>Baek, M., Mann, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lineage+and+Birth+Date+Specify+Motor+Neuron+Targeting+and+Dendritic+Architecture+in+adult+Drosophila.">Lineage and Birth Date Specify Motor Neuron Targeting and Dendritic Architecture in adult Drosophila.</a> Journal of Neuroscience. 29 (21), 6904-6916 (2009).</li><li>Brierley, D. J., Rathore, K., VijayRaghavan, K., Williams, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+origins+and+architecture+of+Drosophila+leg+motoneurons.">Developmental origins and architecture of Drosophila leg motoneurons.</a> Journal of Comparative Neurology. 520 (8), 1629-1649 (2012).</li><li>Enriquez, J., Mann, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specification+of+Individual+Adult+Motor+Neuron+Morphologies+by+Combinatorial+Transcription+Factor+Codes.">Specification of Individual Adult Motor Neuron Morphologies by Combinatorial Transcription Factor Codes.</a> Neuron. 86 (4), 955-970 (2015).</li><li>Mahr, A., Aberle, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+expression+pattern+of+the+Drosophila+vesicular+glutamate+transporter:+a+marker+protein+for+motoneurons+and+glutamatergic+centers+in+the+brain.">The expression pattern of the Drosophila vesicular glutamate transporter: a marker protein for motoneurons and glutamatergic centers in the brain.</a> Gene Expression Patterns. 6 (3), 299-309 (2006).</li><li>Lee, T., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mosaic+analysis+with+a+repressible+cell+marker+(MARCM)+for+Drosophila+neural+development.">Mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) for Drosophila neural development.</a> Trends in Neuroscience. 24 (5), 251-254 (2001).</li><li>Enriquez, J., Rio, L. Q., Blazeski, R., Bellemin, S., Godement, P., Mason, C. A., Mann, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differing+Strategies+Despite+Shared+Lineages+of+Motor+Neurons+and+Glia+to+Achieve+Robust+Development+of+an+Adult+Neuropil+in+Drosophila.">Differing Strategies Despite Shared Lineages of Motor Neurons and Glia to Achieve Robust Development of an Adult Neuropil in Drosophila.</a> Neuron. 97 (3), 538-554 (2018).</li><li>Preibisch, S., Saalfeld, S., Tomancak, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Globally+optimal+stitching+of+tiled+3D+microscopic+image+acquisitions.">Globally optimal stitching of tiled 3D microscopic image acquisitions.</a> Bioinformatics. 25 (11), 1463-1465 (2009).</li><li>Brierley, D. J., Blanc, E., Reddy, O. V., Vijayraghavan, K., Williams, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dendritic+targeting+in+the+leg+neuropil+of+Drosophila:+the+role+of+midline+signalling+molecules+in+generating+a+myotopic+map.">Dendritic targeting in the leg neuropil of Drosophila: the role of midline signalling molecules in generating a myotopic map.</a> PLoS Biology. 7 (9), e1000199 (2009).</li></ol>

Die Cuticula von Erwachsenen Drosophila und anderen Arthropoden, die vielen dunklen Pigmente enthält, ist ein großes Hindernis für die Anzeige von Strukturen im Inneren ihres Körpers. Darüber hinaus ist es stark Auto fluoreszierend, durch Fixierung verschlimmert. Diese beiden Funktionen sind sehr problematisch für Beobachtungen von Fluoreszenzfarbstoffen oder Molekülen im Körper von Tieren mit ein Exoskelett.
Das Verfahren, die wir beschrieben haben und dass wir routinemäßig im Labor...

Wie das vertebrate Glied gliedert sich die Drosophila Erwachsenen Bein in Segmente. Jede Fliege Bein enthält 14 Muskeln, von die jeder mehrere Muskelfasern1,2umfasst. Die Zellkörper der Erwachsenen Bein MNs befinden sich in der T1 (prothoracic), T2 (mesothoracic) und T3 (metathoracic) Ganglien auf jeder Seite der ventralen Nervenstrang (VNC), strukturell analog zu den Wirbeltieren Rückenmark (Abbildung 1). In jedem Ganglien, welches Ziel in vier Segmenten des ipsilateralen Beins (Coxa, Trochanter, Femur und Tibia) (Abbildung 1)3Muskeln gibt es etwa 50 MNs. Wichtig ist, hat jedes einzelnen Erwachsenen Bein MN eine eindeutige morphologische Identität, die zwischen Tieren3,4sehr Stereotyp ist. Diese einzigartige MNs stammen aus 11 Stammzellen genannt Neuroblasten (NBs) produzieren Bein MNs während der Larvenstadien3,4. Am Ende alle Larvenstadien unterschieden werden die unreifen postmitotischen MNs während der Metamorphose zu erwerben, ihre spezifischen dendritischer Dorne und axonalen terminal Ziele, die ihre einzigartigen Morphologie3,4definieren. Zuvor haben wir die Hypothese, dass ein kombinatorischer Code von Transkriptionsfaktoren (TFs) die einzigartige Morphologie jedes Drosophila Erwachsenen Bein MN5 gibtgetestet. Als ein Modell haben wir Linie B, einer der 11 NB Linien die sieben von der MNs produziert und hat gezeigt, dass ein kombinatorischer Code von TFs in postmitotischen Erwachsenen Bein MNs ausgedrückt ihre individuelle Morphologien diktiert. Durch Umprogrammieren des TF-Codes des MNs konnten wir MN Morphologien in einer vorhersagbaren Weise wechseln. Wir nennen diese TFs: MTF (morphologische TFs)5.
Eines der schwierigsten Teile der morphologischen Analysen der Erwachsenen MNs ist die Axone durch eine Dicke und Auto-fluoreszierende Kutikula mit hoher Auflösung zu visualisieren. Wir bezeichnen in der Regel Axone mit einer Membran-Tags GFP, die mit einem binären Ausdruck System, wie DVglut-Gal4MNs ausgedrückt wird /FH-mCD8::GFP oder DVglut-QF / QUAS mCD8::GFP, wo DVglut ist ein starker Motor, ausgedrückt in Motoneurone6. Durch die Kombination dieser Tools mit anderen klonalen Techniken wie Mosaik-Analyse mit einem tragen Marker (MARCM)7, Cis-MARCM8oder MARCMbow5, können wir die GFP Ausdruck Subpopulationen von MNs die phänotypische Analyse beschränken. der Axone einfacher. Wir haben ein Protokoll erzeugt, um Bein MN axonalen Morphologie für Bildbearbeitung und anschließende 3D-Rekonstruktion intakt zu halten, durch bestimmte Fragen untrennbar mit den Erwachsenen Drosophila Bein wie (1) Fixierung der internen Strukturen von Erwachsenen Bein ohne Axon Morphologie, endogene fluoreszierende Ausdruck und Beinmuskulatur, (2) Montage des Beines, die gesamte Struktur unter einem Deckgläschen und in der entsprechenden Orientierung für Bildverarbeitungs-Bildgebung und (3) um die Nagelhaut zu erhalten zu bewahren Hintergrund sowie axonalen Fluoreszenzsignal. Während dieses Protokolls für den Nachweis von fluoreszierenden Ausdruck in MN Axone detailliert wurde, kann es angewendet werden, um andere Bestandteile des Bein Neuromusculature in Arthropoden zu visualisieren.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Ethanol absolute</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>E/6550DF/17</td>
			<td>Absolute analytical reagent grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>nonionic&#160;surfactant&#160;detergent</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T8787</td>
			<td>Triton X-100, for molecular biology</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine forceps</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F6521</td>
			<td>Jewelers forceps, Dumont No. 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass multi-well plate</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>71563-01</td>
			<td>9 cavity Pyrex, 100x85 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PFA</td>
			<td>Thermofisher</td>
			<td>28908</td>
			<td>Pierc 16% Formaldehyde (w/v), Methanol-free</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerol</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP 229-1</td>
			<td>Glycerol (Molecular Biology)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spacers</td>
			<td>Sun Jin Lab Co</td>
			<td>IS006</td>
			<td>iSpacer, four wells, around 12 &#956;L working volume per well, 7 mm diameter, 0.18 mm deep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Square 22x22 mm coverslips</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>FIS#12-541-B</td>
			<td>No.1.5 -0.16 to 0.19mm thick</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mounting Medium</td>
			<td>Vector Laboratories</td>
			<td>H-1000</td>
			<td>Vectashield Antifade Mounting Medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal microscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td></td>
			<td>LSM780; objective used LD LCI Plan-Apochromat 
			25x/0,8 Imm Korr DIC M27 (oil/ 
			silicon/glycerol/water 
			immersion) (420852-9871-000)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>imaging software</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td></td>
			<td>ZEN 2011</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3D-Image software</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td>Amira 6.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>National Institutes of Health</td>
			<td>https://imagej.nih.gov/ij/</td>
			<td>ImageJ/FIJI</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

visualize drosophila leg motor neuron axons through the adult cuticle

Der Großteil der Arbeit auf der neuronalen Spezifikation wurde in genetisch und physiologisch gefügig Modellen wie z.B. Cdurchgeführt. Elegans, Drosophila Larven und Fische, die alle in Mischstrom Bewegungen (wie kriechen oder Schwimmen) als ihre primäre Form der Fortbewegung zu engagieren. Jedoch eine anspruchsvollere Verständnis der einzelnen Motoneuron (MN) Spezifikation – zumindest in Bezug auf die Information der Krankheit Therapien – erfordert eine ebenso steuerbar System, das besser die komplexen Anhängsel-basierte Fortbewegung Systeme der Modelle Wirbeltiere. Erwachsenen Drosophila Bewegungsapparates verantwortlich für zu Fuß erfüllt alle diese Kriterien mit Leichtigkeit, da in diesem Modell es möglich ist, die Spezifikation einer kleinen Anzahl von leicht unterschieden Bein MNs (ca. 50 MNs pro Bein) zu studieren beide mit einem riesigen Reihe von genetischen Werkzeuge und in der physiologischen Rahmen ein Anhängsel-basierte Fortbewegung. Hier beschreiben wir ein Protokoll, um das Bein Muskel Innervation in einem Erwachsenen fliegen zu visualisieren.

Wie in Abbildung 4gezeigt, ermöglicht dieses Verfahren hervorragende Darstellung der GFP-Label Axone in Erwachsenen Drosophila -Beine, zusammen mit ihre terminal Dorne. Vor allem erhält man ein klares Signal der GFP ohne jegliche Kontamination aus der Fluoreszenz emittierten Bein Nagelhaut. Das Signal von der Nagelhaut kann dann mit der GFP-Signal zu identifizieren, die Positionierung der Axone in den Beinen (Video 1,Abbildung ...

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Visualize Drosophila Leg Motor Neuron Axons Through the Adult Cuticle

Drosophila Bein Motoneuronen Axone durch die Erwachsenen Nagelhaut zu visualisieren

Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Visualisierung der axonalen targeting mit ein fluoreszierendes Protein in Erwachsenen Beinen von Drosophila durch Fixierung, Montage, imaging und Post-Bildgebung Schritte.

The majority of work on the neuronal specification has been carried out in genetically and physiologically tractable models such as C. elegans, Drosophila ...

Diese Methode kann leicht für die Beobachtung von Signalen von anderen fluoreszierenden Proteinen angepasst werden oder kann verwendet werden, um Axone bei anderen Erwachsenen abzubilden Der Hauptvorteil dieser Technik ermöglicht eine hervorragende dreidimensionale Rekonstruktion und Visualisierung der Axone und ihrer Terminallaube. Beginnen Sie mit dem Befüllen der entsprechenden Anzahl von Brunnen in einer Glas-Multi-Well-Platte mit 70% Ethanol. Verwenden Sie einen Pinsel, um 15 bis 20 Kohlendioxid-anästhetisierte Fliegen jeden Alters oder Geschlechts zu jedem Brunnen hinzuzufügen und die Fliegen vorsichtig in das Ethanol zu tappen, bis sie vollständig untergetaucht sind.Nach nicht mehr als einer Minute die Fliegen dreimal mit 0,3% nichtionischer Tensid-Waschmittellösung in phosphatgepufferter Saline für mindestens 10 Minuten pro Wäsche abspülen. Nach der letzten Wäsche, verwenden Sie Zange, um den Kopf und Bauch jeder Fliege zu entfernen, ohne das Brustsegment oder die Beine zu beschädigen und verwenden Sie die Spitze eines Paares von feinen Zangen, um sanft, aber fest Druck auf die Coxa-Thorax-Kreuzung auszuüben, um ein Bein vom Brustsegment zu lösen. Legen Sie die Beine in einen Brunnen einer neuen Multi-Well-Platte mit frisch zubereitetem 4%Paraformaldehyd auf Eis für eine nächtliche Inkubation bei vier Grad Celsius.Es ist wichtig, die Beine sanft in den Fixationspuffer zu schieben, ohne sie schweben zu lassen, um gut fixierte Beine zu erhalten. Am nächsten Tag die Beine fünfmal in frischer 0,3% nicht-ionischer Tensid-Waschmittellösung für 20 Minuten pro Waschgang waschen. Nach der letzten Wäsche das Reinigungsmittel durch ein Montagemedium ersetzen und die Beine mindestens 24 Stunden im Montagemedium halten.Am nächsten Tag ca. 20 Mikroliter 70% Glycerin neben das beschichtete Ende des Glasmikroskopschlittens geben und das Glycerin mit einem 22 mal 22 Millimeter großen Deckelbedecken bedecken. Als nächstes fügen Sie ca. 10 Mikroliter Linie des Montagemediums auf der rechten Seite des Coverslip und wenden Sie eine zweite 30 Mikroliter Linie von Montagemedium auf der rechten Seite der 10-Mikroliter-Linie. Mit feinen Zangen ein Bein von der Multi-Well-Platte in einem Tropfen Medium auf den 10-Mikroliter-Streifen des Montagemediums in einer äußeren Seitenausrichtung nach oben oder unten übertragen.Wiederholen Sie dies, bis sechs bis acht Beine montiert und ausgerichtet sind, und legen Sie einen zweiten Coverslip über die Beine, so dass der zweite Coverslip leicht auf dem ersten Coverslip ruht. Dann nagellackieren an jeder Ecke der Abdeckungenlips, um sie an Ort und Stelle zu sichern. Um die Beine abzubilden, verwenden Sie den 488-Nanometer-Laser und zwei Detektoren gleichzeitig, um die erste Spur für die Erlangung sowohl der GFP- als auch der Cuticle-Autofluoreszenz einzurichten.Wählen Sie ein 20- bis 25-faches Öl-Eintauchziel aus und legen Sie die Auflösung auf 1024 x 1024 Pixel mit einer 12-Bit-Tiefe fest, und legen Sie den Z-Abstand auf ein Mikrometer fest. Laden Sie den Schlitten auf die Mikroskopstufe und verwenden Sie die gleiche Laserleistung für beide Detektoren, passen Sie die Verstärkung des ersten Detektors an, um ein helles GFP-Signal zu erhalten, und passen Sie den zweiten Detektor an, um sicherzustellen, dass einige Bereiche mit einem hohen Cuticle-Signal ein gesättigtes Signal in diesem Detektor erzeugen. Zeigen Sie dann die Beine mit den Kachel- oder Positionsoptionen, um das gesamte Bein zu erfassen, wenn ein Bein verlängert oder zu groß ist, um in einem einzigen Rahmen abgebildet zu werden.Für die Bildverarbeitung öffnen Sie den konfokalen Stapel in ImageJ Fiji und verwenden Sie das Bio-Formats-Plugin, um alle Bilder zu öffnen, die nicht im TIFF-Format vorliegen. Um die Kanäle aufzuteilen, wählen Sie Bild, Farbe und Geteilte Kanäle aus. Um das Nagelsignal vom GFP-Signal zu subtrahieren, öffnen Sie den Prozess- und Bildrechner und wählen Sie den Stapel aus Detektor eins als Bild eins aus.Wählen Sie im Betriebsfenster subtrahieren und wählen Sie die Spur aus Detektor zwei als Bild zwei aus, so dass nur das endogene GFP-Signal erhalten wird. Verwenden Sie Image, Stacks, Z Protect, um maximale Intensitätsprojektion für das endogene GFP-Signal zu generieren. Verwenden Sie die Steuerelemente im Helligkeitskontrollfenster, um die Helligkeit und den Kontrast anzupassen.Generieren Sie dann eine durchschnittliche Intensität für die Nagelhaut, gefolgt von Bild-, Farb- und Mergekanälen, um den GFP-Stack wieder mit dem nur von Detektor zwei erworbenen Cuticle-Stack zu verschmelzen. Dies führt zu einem RGB-Bild, das aus dem gewebespezifischen GFP-Signal sowie dem Nagelhautsignal besteht, um die Axon-Arbors innerhalb der Beinsegmente zu identifizieren. Um das Makro zu verwenden, öffnen Sie den konfokalen Stapel, und klicken Sie auf Bild, Anpassen und Helligkeit/Kontrast.Klicken Sie dann auf Plugin und Makroausführen, um das Makro auszuführen und den Anweisungen zu folgen. Wenn Sie aufgefordert werden, den Vorgang im Bildrechnerfenster anzugeben, wählen Sie Bild eins als Stapel eins aus. Wählen Sie im Vorgangsfenster Subtrahieren aus.Wählen Sie Bild zwei als Stapel zwei aus. Wenn Sie aufgefordert werden, den Kontrast anzupassen, verwenden Sie die Steuerelemente im Helligkeitskontrollfenster, um den Helligkeitskontrast des maximalen Projektionsbildes von GFP und der durchschnittlichen Projektion der Nagelhaut anzupassen, um ein RGB-zusammengeführtes Bild beider Signale zu erzeugen, das das GFP in Grün und die Nagelhaut in Grau anzeigt. Führen Sie dann die Ergebnisse von Stapel eins und Stapel zwei zusammen, um einen kombinierten GFP- und Cuticle-Stack zu generieren, der in der nächsten Phase verwendet werden kann.Um die Beine in drei Dimensionen zu visualisieren, öffnen Sie den RGB-Stack in einem geeigneten 3D-Softwareprogramm. Wählen Sie im Popup-Dialogfenster alle Kanäle im Moduskonvertierungsabschnitt aus und geben Sie die Größe eines Voxels ein, der aus der vorherigen Analyse erhalten wurde. Klicken Sie im Kanal-Modul mit der rechten Maustaste und wählen Sie Display und Volren aus.Klicken Sie dann mit der linken Maustaste auf das Volren-Modul. Klicken Sie im Abschnitt Eigenschaften mit der linken Maustaste auf Erweitert, und wählen Sie DDR aus. Passen Sie dann den Gammawert an, um den Nagelhintergrund anzuzeigen.Klicken Sie im Modul Kanal 2 mit der rechten Maustaste, und wählen Sie Volren anzeigen aus. Klicken Sie dann mit der linken Maustaste auf das Volren-Modul, Bearbeiten und wählen Sie volrenGreen.col aus. Mit diesem Verfahren kann das Signal aus der Nagelhaut mit dem GFP-Signal kombiniert werden, um die Positionierung der Axone in den Beinen zu identifizieren.Es ist von entscheidender Bedeutung, gut fixierte Beine zu erhalten. In richtig fixierten Beinen sind die inneren Strukturen in den Beinen einheitlich und die dunkel sind sichtbar. In schlecht fixierten Beinen ist dunkles Material im Tarsus und Tibia vorhanden und das Trachealsystem ist im Oberschenkelknochen und coxa nicht deutlich sichtbar.Das verfahren, das wir hier beschrieben haben, überwindet die Herausforderung, fluoreszierende Expression in motorischen Neuronaxonen durch eine dicke und autofluoreszierende Nagelhaut mit hoher Auflösung zu erkennen. Das erhaltene saubere und detaillierte Fluoreszenzsignal ermöglicht es uns, das dreidimensionale Merkmal der Axon-Arbors mit 3D-Bildgebungsprogrammen zu visualisieren und zu quantitieren. Diese Technik wird es uns ermöglichen, erwachsene Drosophila als Modell zu verwenden, um nicht nur die Entwicklung von motorischem Neuron zu studieren, sondern auch zu studieren, um die Auswirkungen degenerativer Erkrankungen wie ERAS auf das integrierte Bewegungssystem zu verstehen.

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Visualize Drosophila Leg Motor Neuron Axons Through the Adult Cuticle

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Live-Bilder aus dem<em&gt; Drosophila</em&gt; Pupal Augen

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

Mechanism of Regulation of Adipocyte Numbers in Adult Organisms Through Differentiation and Apoptosis Homeostasis

Mechanismus der Regulierung der Adipocyte Zahlen in adulten Organismen durch Differenzierung und Apoptosis Homöostase

Considering that adipose tissue (AT) is an endocrine organ, it can influence whole body metabolism. Excessive energy storage leads to the dysregulation of ...

Methods to Examine the Lymph Gland and Hemocytes in Drosophila Larvae

Methods to Examine the Lymph Gland and Hemocytes in Drosophila Larvae

Methoden, um die Lymphdrüsen und Blutzellen zu prüfen, die in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larvae

Many parallels exist between the Drosophila and mammalian hematopoietic systems, even though Drosophila lack the lymphoid lineage that characterize ...

Biosensing Motor Neuron Membrane Potential in Live Zebrafish Embryos

Biosensing Motor Neuron Membran Potenzial in Live Zebrafisch Embryos

The protocols described here are designed to allow researchers to study cell communication without altering the integrity of the environment in which the ...

Generation of Genetically Modified Mice through the Microinjection of Oocytes

Erzeugung von genetisch modifizierten Mäusen durch die Mikroinjektion von Oozyten

The use of genetically modified mice has significantly contributed to studies on both physiological and pathological in vivo processes. The pronuclear ...

Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains

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Dissektion, Immunofluorescent Färbung der Pilz Körper und Photorezeptor Neuronen im Gehirn Erwachsener Taufliege melanogaster

Nervous system development involves a sequential series of events that are coordinated by several signaling pathways and regulatory networks. Many of the ...

Thawing, Culturing, and Cryopreserving Drosophila Cell Lines

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Auftauen, Kultivierung und Cryopreserving Drosophila -Zell-Linien

There are currently over 160 distinct Drosophila cell lines distributed by the Drosophila Genomics Resource Center (DGRC). With genome engineering, the ...

A Direct and Simple Method to Assess Drosophila melanogaster's Viability from Embryo to Adult

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Eine direkte und einfache Methode zur Beurteilung der Lebensfähigkeit von Drosophila melanogastervom Embryo zum Erwachsenen

In Drosophila melanogaster, viability assays are used to determine the fitness of certain genetic backgrounds. Allelic variations can result in partial or ...

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Isolierung spezifischer Neuronenpopulationen von Roundworm Caenorhabditis elegans

During the aging process, many cells accumulate high levels of damage leading to cellular dysfunction, which underlies many geriatric and pathological ...

Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes

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Retrograde Tracing von Drosophila Embryonal Motor Neuronen mit lipophilen fluoreszierenden Farbstoffen

We describe a technique for retrograde labeling of motor neurons in Drosophila. We use an oil-dissolved lipophilic dye and deliver a small droplet to an ...