Name: visualize drosophila leg motor neuron axons through the adult cuticle
Uploaded: 2018-10-30T14:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Visualize Drosophila Leg Motor Neuron Axons Through the Adult Cuticle at JoVE.com

Ringraziamo Robert Renard per la preparazione di medie di volare. Questo lavoro è stato supportato da una sovvenzione di NIH NS070644 a r.s.m. e finanziamento dall'ALS Association (n. 256), FRM (#AJE20170537445) e programma ATIP-Avenir a J.E.

1. la dissezione e la fissazione della gamba
<ol><li>Prendere una piastra di vetro multi-pozzetto e riempimento appropriato numero di pozzetti con etanolo al 70%. Aggiungere 15-20 CO2-anestetizzati mosche (di sesso e di qualsiasi età) a ciascun bene e utilizzando un pennello, tamponare delicatamente le mosche nella soluzione di etanolo fino a quando le mosche sono completamente sommerse. Nota: Questo passaggio è quello di rimuovere l'idrofobicità della cuticola. Non lavare per più di 1 min, perché qu...

<ol>
	<li>Miller, A., Demerec, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+internal+anatomy+and+histology+of+the+imago+of+Drosophila+melanogaster.">The internal anatomy and histology of the imago of Drosophila melanogaster.</a> Biology of Drosophila. , 420-531 (1950).</li><li>Soler, C., Ladddada, L., Jagla, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coordinated+development+of+muscles+and+tendons+of+the+Drosophila+leg.">Coordinated development of muscles and tendons of the Drosophila leg.</a> Development. 131 (24), 6041-6051 (2004).</li><li>Baek, M., Mann, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lineage+and+Birth+Date+Specify+Motor+Neuron+Targeting+and+Dendritic+Architecture+in+adult+Drosophila.">Lineage and Birth Date Specify Motor Neuron Targeting and Dendritic Architecture in adult Drosophila.</a> Journal of Neuroscience. 29 (21), 6904-6916 (2009).</li><li>Brierley, D. J., Rathore, K., VijayRaghavan, K., Williams, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+origins+and+architecture+of+Drosophila+leg+motoneurons.">Developmental origins and architecture of Drosophila leg motoneurons.</a> Journal of Comparative Neurology. 520 (8), 1629-1649 (2012).</li><li>Enriquez, J., Mann, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specification+of+Individual+Adult+Motor+Neuron+Morphologies+by+Combinatorial+Transcription+Factor+Codes.">Specification of Individual Adult Motor Neuron Morphologies by Combinatorial Transcription Factor Codes.</a> Neuron. 86 (4), 955-970 (2015).</li><li>Mahr, A., Aberle, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+expression+pattern+of+the+Drosophila+vesicular+glutamate+transporter:+a+marker+protein+for+motoneurons+and+glutamatergic+centers+in+the+brain.">The expression pattern of the Drosophila vesicular glutamate transporter: a marker protein for motoneurons and glutamatergic centers in the brain.</a> Gene Expression Patterns. 6 (3), 299-309 (2006).</li><li>Lee, T., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mosaic+analysis+with+a+repressible+cell+marker+(MARCM)+for+Drosophila+neural+development.">Mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) for Drosophila neural development.</a> Trends in Neuroscience. 24 (5), 251-254 (2001).</li><li>Enriquez, J., Rio, L. Q., Blazeski, R., Bellemin, S., Godement, P., Mason, C. A., Mann, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differing+Strategies+Despite+Shared+Lineages+of+Motor+Neurons+and+Glia+to+Achieve+Robust+Development+of+an+Adult+Neuropil+in+Drosophila.">Differing Strategies Despite Shared Lineages of Motor Neurons and Glia to Achieve Robust Development of an Adult Neuropil in Drosophila.</a> Neuron. 97 (3), 538-554 (2018).</li><li>Preibisch, S., Saalfeld, S., Tomancak, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Globally+optimal+stitching+of+tiled+3D+microscopic+image+acquisitions.">Globally optimal stitching of tiled 3D microscopic image acquisitions.</a> Bioinformatics. 25 (11), 1463-1465 (2009).</li><li>Brierley, D. J., Blanc, E., Reddy, O. V., Vijayraghavan, K., Williams, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dendritic+targeting+in+the+leg+neuropil+of+Drosophila:+the+role+of+midline+signalling+molecules+in+generating+a+myotopic+map.">Dendritic targeting in the leg neuropil of Drosophila: the role of midline signalling molecules in generating a myotopic map.</a> PLoS Biology. 7 (9), e1000199 (2009).</li></ol>

La cuticola della drosofila adulta e di altri artropodi, che contiene molti pigmenti scuri, è dei principali ostacoli per la visualizzazione di strutture all'interno del loro corpo. In aggiunta, è fortemente auto fluorescente che è aggravata dalla fissazione. Queste due caratteristiche sono molto problematiche per le osservazioni di coloranti fluorescenti o molecole all'interno del corpo di animali con un esoscheletro.
La procedura che abbiamo descritto e che utilizziamo ordinariamente in l...

Come l'arto dei vertebrati, la gamba di adulto di Drosophila è organizzata in segmenti. Ogni gamba Vola contiene 14 muscoli, ognuno dei quali comprende più fibre muscolari1,2. I corpi cellulari dei MNs gamba adulto si trovano nel T1 (protoraciche), T2 (mesotoraciche) e T3 (metatoraciche) gangli su ogni lato del midollo ventrale del nervo (VNC), una strutturale analoga al midollo spinale dei vertebrati (Figura 1). Ci sono circa 50 MNs in ogni gangli, quale destinazione muscoli in quattro segmenti della gamba ipsilateral (coxa, trocantere, femore e tibia) (Figura 1)3. Soprattutto, ogni gamba adulto singolo MN ha una propria identità morfologica che è altamente stereotipata tra animali3,4. Tutti questi unici MNs sono derivati da cellule staminali 11, chiamate neuroblasti (NBs) producendo gamba MNs durante gli stadi larvali3,4. Alla fine di tutti gli stadi larvali l'immaturo MNs postmitotic differenziare durante la metamorfosi di acquisire loro specifici supporti conici dendritiche e axonal terminali obiettivi che definiscono la loro morfologia unica3,4. In precedenza abbiamo verificato l'ipotesi che un codice combinatorio di fattori di trascrizione (TFs) specifica la morfologia unica di ciascuna gamba adulto di Drosophila MN5. Come modello, abbiamo usato il lignaggio B, uno dei lignaggi NB 11 che produce sette sulla MNs e ha dimostrato che un codice combinatorio di TFs espressa in gamba adulto postmitotic MNs impone loro morfologie individuali. Di riprogrammazione del codice TF di MNs siamo stati in grado di passare morfologie di MN in modo prevedibile. Chiamiamo questi TFs: sistemi multilaterali di negoziazione (morfologiche TFs)5.
Una delle parti più impegnative delle analisi morfologiche di adulto MNs è visualizzare gli assoni attraverso una cuticola spessa e auto-fluorescente ad alta risoluzione. Etichettiamo solitamente gli assoni con un membrana-tagged GFP che si esprime in MNs con un sistema di espressione binaria, ad esempio DVglut-Gal4/UAS-mCD8::GFP o DVglut-QF / QUAS mCD8::GFP, dove DVglut è un pilota forte espresso in motoneuroni6. Combinando questi strumenti con altre tecniche clonale come analisi di mosaico con un marcatore reprensibile (MARCM)7, cis-MARCM8o MARCMbow5, possiamo limitare l'espressione di GFP alle sottopopolazioni di MNs rendendo l'analisi fenotipica degli assoni più facili. Abbiamo generato un protocollo al fine di mantenere la gamba morfologia assonale MN intatto per imaging e successiva ricostruzione 3D di questioni specifiche intrinseche alla gamba della drosofila adulta come (1) fissazione delle strutture interne della gamba adulta senza alterare la morfologia dell'assone, espressione endogena di fluorescente e piedino la muscolatura, (2) montaggio del piedino per preservare la struttura complessiva sotto un vetrino coprioggetto e nell'orientamento appropriato per imaging e (3) elaborazione delle immagini per ottenere la cuticola Priorità bassa come pure axonal segnale fluorescente. Mentre questo protocollo è stato dettagliato per la rilevazione dell'espressione fluorescente in assoni MN, può essere applicato per visualizzare altri componenti di gamba neuromusculature in artropodi.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Ethanol absolute</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>E/6550DF/17</td>
			<td>Absolute analytical reagent grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>nonionic&#160;surfactant&#160;detergent</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T8787</td>
			<td>Triton X-100, for molecular biology</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine forceps</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F6521</td>
			<td>Jewelers forceps, Dumont No. 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass multi-well plate</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>71563-01</td>
			<td>9 cavity Pyrex, 100x85 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PFA</td>
			<td>Thermofisher</td>
			<td>28908</td>
			<td>Pierc 16% Formaldehyde (w/v), Methanol-free</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerol</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP 229-1</td>
			<td>Glycerol (Molecular Biology)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spacers</td>
			<td>Sun Jin Lab Co</td>
			<td>IS006</td>
			<td>iSpacer, four wells, around 12 &#956;L working volume per well, 7 mm diameter, 0.18 mm deep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Square 22x22 mm coverslips</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>FIS#12-541-B</td>
			<td>No.1.5 -0.16 to 0.19mm thick</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mounting Medium</td>
			<td>Vector Laboratories</td>
			<td>H-1000</td>
			<td>Vectashield Antifade Mounting Medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal microscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td></td>
			<td>LSM780; objective used LD LCI Plan-Apochromat 
			25x/0,8 Imm Korr DIC M27 (oil/ 
			silicon/glycerol/water 
			immersion) (420852-9871-000)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>imaging software</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td></td>
			<td>ZEN 2011</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3D-Image software</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td>Amira 6.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>National Institutes of Health</td>
			<td>https://imagej.nih.gov/ij/</td>
			<td>ImageJ/FIJI</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

visualize drosophila leg motor neuron axons through the adult cuticle

La maggior parte del lavoro sulla specifica neuronale è stata effettuata nei modelli geneticamente e fisiologicamente trattabili come C. elegans, larve di Drosophila e pesce, che tutti impegnarsi in movimenti ondulatorio (come la ricerca per indicizzazione o nuotare) come loro principale mezzo di locomozione. Tuttavia, una più sofisticata comprensione della specifica individuale del neurone di motore (MN) — almeno in termini di informazione terapie malattia — richiede un sistema altrettanto docile che modella meglio gli schemi complessi basati su appendice locomozione dei vertebrati. Apparato locomotore Drosophila adulto incaricato a piedi soddisfa tutti questi criteri con facilità, dato che questo modello è possibile studiare la specifica di un piccolo numero di gamba facilmente distinto MNs (circa 50 MNs per gamba) sia utilizzando una vasta matrice di potenti strumenti di genetiche e nel contesto di un regime basato su appendice locomozione fisiologico. Qui descriviamo un protocollo per visualizzare l'innervazione muscolare gamba in una mosca adulta.

Come mostrato nella Figura 4, questa procedura permette un'eccellente immagine degli assoni GFP-etichettata in adulte gambe di Drosophila , insieme al loro terminale pergole. Soprattutto un segnale pulito di GFP è ottenuto senza alcuna contaminazione della fluorescenza emessa dalla cuticola di gamba. Il segnale dalla cuticola può quindi essere combinato con il segnale GFP per identificare il posizionamento degli assoni delle gambe (Video 1, <strong...

Watch this Scientific Journal Video about Visualize Drosophila Leg Motor Neuron Axons Through the Adult Cuticle at JoVE.com

Visualize Drosophila Leg Motor Neuron Axons Through the Adult Cuticle

Visualizzare Drosophila gamba del neurone di motore assoni attraverso la cuticola adulto

Qui descriviamo un protocollo per visualizzare il targeting assonale con una proteina fluorescente in gambe adulte della drosofila di fissazione, di montaggio, di imaging e passaggi di post-formazione immagine.

The majority of work on the neuronal specification has been carried out in genetically and physiologically tractable models such as C. elegans, Drosophila ...

Questo metodo può essere facilmente adattato per osservare segnali provenienti da altre proteine fluorescenti o può essere utilizzato per immaginare assoni in altri adulti Il vantaggio principale di questa tecnica facilita un'eccellente ricostruzione tridimensionale e la visualizzazione degli assoni e dei loro pergolati terminali. Iniziare riempiendo il numero appropriato di pozzi in una piastra multi-pozzo di vetro con 70%etanolo. Utilizzare un pennello per aggiungere da 15 a 20 mosche anestetizzate di anidride carbonica di qualsiasi età o sesso a ciascun pozzo e tamponare delicatamente le mosche nell'etanolo fino a quando non sono completamente sommerse.Dopo non più di un minuto, sciacquare le mosche tre volte con una soluzione detergente tensioattiva non ionica allo 0,3% in salina tamponata con fosfato per almeno 10 minuti per lavaggio. Dopo l'ultimo lavaggio, utilizzare le forcelle per rimuovere la testa e l'addome di ogni mosca senza danneggiare il segmento toracico o le gambe e utilizzare la punta di un paio di forcelle fini per applicare delicatamente ma saldamente pressione alla giunzione coxa-torace per staccare una gamba dal segmento toracico. Posizionare le gambe in un pozzo di una nuova piastra multi-pozzo contenente paraformaldeide al 4% preparata al momento sul ghiaccio per un'incubazione notturna a quattro gradi Celsius.È importante spingere delicatamente le gambe nel tampone di fissazione senza lasciarle galleggiare per ottenere gambe ben fissate. Il giorno successivo, lavare le gambe cinque volte in una soluzione di detersivo tensioattivo fresco allo 0,3% non ionico per 20 minuti per lavaggio. Dopo l'ultimo lavaggio, sostituire il detergente con il mezzo di montaggio e mantenere le gambe nel mezzo di montaggio per almeno 24 ore.Il giorno successivo, aggiungere circa 20 microlitri di glicerolo al 70% accanto all'estremità rivestita dello scivolo del microscopio di vetro e coprire il glicerolo con un coverslip da 22 x 22 millimetri. Successivamente, aggiungere circa 10 microliter di mezzo di montaggio a destra del coverslip e applicare una seconda linea di 30 microliter di mezzo di montaggio a destra della linea da 10 microliter. Utilizzando forcep fini, trasferire una gamba dalla piastra multi-pozzo in una goccia di media alla striscia di 10 microliter del mezzo di montaggio in un lato esterno verso l'alto o verso il basso.Ripetere fino a quando da sei a otto gambe sono state montate e allineate e posizionare una seconda coverlip sopra le gambe in modo che il secondo coverslip poggia leggermente sul primo copripasci. Quindi utilizzare lo smalto per unghie in ogni angolo dei copripasci per fissarli in posizione. Per immagini le gambe, utilizzare il laser da 488 nanometri e due rivelatori contemporaneamente per impostare la prima traccia per ottenere sia la fluorescenza automatica GFP che la cuticola.Selezionare un obiettivo di immersione dell'olio da 20 a 25X e impostare la risoluzione su 1024 per 1024 pixel con una profondità di 12 bit e impostare la spaziatura z su un micrometro. Caricare lo scivolo sullo stadio del microscopio e utilizzare la stessa potenza laser per entrambi i rivelatori, regolare il guadagno del primo rivelatore per ottenere un segnale GFP luminoso e regolare il secondo rilevatore per garantire che alcune aree con un segnale cuticolare elevato producano un segnale saturo in questo rilevatore. Quindi immagini le gambe usando le opzioni di piastrella o posizione per catturare l'intera gamba se una gamba è estesa o troppo grande per essere immagine in un'unica cornice.Per l'elaborazione delle immagini, apri lo stack confocale in ImageJ Fiji e usa il plug-in Bio-Formats per aprire tutte le immagini che non sono in formato TIFF. Per dividere i canali, selezionate Immagine, Colore e Dividi canali. Per sottrarre il segnale della cuticola dal segnale GFP, aprire Calcolatore processo e immagine e selezionare la pila dal rilevatore uno come immagine uno.Nella finestra di funzionamento, selezionare sottrai e seleziona la traccia dal rivelatore due come immagine due in modo che venga ottenuto solo il segnale GFP endogeno. Utilizzare Image, Stacks, Z Protect per generare la proiezione di intensità massima per il segnale GFP endogeno. Utilizzare i controlli nella finestra di controllo della luminosità per regolare la luminosità e il contrasto.Quindi genera un'intensità media per la cuticola, seguita da Immagine, Colore e Unisci canali per unire lo stack GFP con lo stack solo cuticola acquisito dal rivelatore due. Ciò si tradurrà in un'immagine RGB composta dal segnale GFP specifico del tessuto e dal segnale della cuticola per aiutare a identificare gli arbori dell'assone all'interno dei segmenti delle gambe. Per utilizzare la macro, aprire lo stack confocale e fare clic su Immagine, Regola e Luminosità/Contrasto.Quindi fare clic su Plug-in ed Esecuzione macro per eseguire la macro e seguire le istruzioni. Quando viene chiesto di specificare l'operazione nella finestra della calcolatrice dell'immagine, selezionare l'immagine uno come pila uno. Nella finestra dell'operazione selezionare sottrai.Selezionare l'immagine due come pila due. Quando viene chiesto di regolare il contrasto, utilizzare i controlli nella finestra di controllo della luminosità per regolare il contrasto di luminosità dell'immagine di proiezione massima di GFP e della proiezione media della cuticola per generare un'immagine unita RGB di entrambi i segnali che mostrano il GFP in verde e la cuticola in grigio. Quindi unire i risultati dello stack uno e impilarne due per generare una GFP combinata e una pila di cuticola che possono essere utilizzate nella fase successiva.Per visualizzare le gambe in tre dimensioni, apri lo stack RGB in un programma software 3D appropriato. Nella finestra di dialogo popup, selezionare tutti i canali nella sezione di conversione della modalità e immettere le dimensioni di un voxel ottenuto dall'analisi precedente. Nel modulo canale uno fare clic con il pulsante destro del mouse e scegliere Visualizza e Volren.Quindi fare clic con il pulsante sinistro del mouse sul modulo Volren. Nella sezione Proprietà fare clic con il pulsante sinistro del mouse su Avanzate e scegliere DDR. Quindi regolare il valore gamma per visualizzare lo sfondo della cuticola.Nel modulo canale due fare clic con il pulsante destro del mouse e scegliere Visualizza volren. Quindi fare clic con il pulsante sinistro del mouse sul modulo Volren, modificare e selezionare volrenGreen.col. Utilizzando questa procedura, il segnale della cuticola può essere combinato con il segnale GFP per identificare il posizionamento degli assoni all'interno delle gambe.È di fondamentale importanza ottenere gambe ben fissate. Nelle gambe correttamente fisse, le strutture interne all'interno delle gambe sono di un colore uniforme e le trachee, che sono scure, sono visibili. Nelle gambe mal fissate, il materiale scuro è presente nel tarso e nella tibia e il sistema tracheale non è chiaramente visibile nel femore e nella coxa.La procedura che abbiamo descritto qui supera la sfida di rilevare l'espressione fluorescente negli assoni dei motoneuroni attraverso una cuticola fluorescente spessa e auto ad alta risoluzione. Quindi il segnale fluorescente pulito e dettagliato ottenuto ci permette di visualizzare e quantificare la caratteristica tridimensionale degli arbori dell'assone utilizzando programmi di imaging 3D. Quindi questa tecnica ci permetterà di utilizzare la Drosophila adulta come modello non solo per studiare lo sviluppo del motoneurone, ma anche per studiare, per comprendere l'impatto di malattie degenerative come l'ERAS sul sistema locomotore integrato.

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Visualize Drosophila Leg Motor Neuron Axons Through the Adult Cuticle

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Live-imaging del<em&gt; Drosophila</em&gt; Pupa Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

Ricerca

Biologia dello sviluppo

Mechanism of Regulation of Adipocyte Numbers in Adult Organisms Through Differentiation and Apoptosis Homeostasis

Meccanismo di regolazione dei numeri adipociti in organismi adulti attraverso la differenziazione e l&#39;apoptosi omeostasi

Considering that adipose tissue (AT) is an endocrine organ, it can influence whole body metabolism. Excessive energy storage leads to the dysregulation of ...

Methods to Examine the Lymph Gland and Hemocytes in Drosophila Larvae

Methods to Examine the Lymph Gland and Hemocytes in Drosophila Larvae

I metodi per esaminare le ghiandole linfatiche e ematociti concentrati in<em&gt; Drosophila</em&gt; Le larve

Many parallels exist between the Drosophila and mammalian hematopoietic systems, even though Drosophila lack the lymphoid lineage that characterize ...

Biosensing Motor Neuron Membrane Potential in Live Zebrafish Embryos

Biosensing potenziale del membrane del neurone del motore in embrioni di Zebrafish in tensione

The protocols described here are designed to allow researchers to study cell communication without altering the integrity of the environment in which the ...

Generation of Genetically Modified Mice through the Microinjection of Oocytes

Generazione di topi modificati geneticamente attraverso la microinjection of oocytes

The use of genetically modified mice has significantly contributed to studies on both physiological and pathological in vivo processes. The pronuclear ...

Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains

Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains

Dissezione e macchiatura immunofluorescente del corpo di fungo e del fotoricettore neuroni nel cervello adulto Drosophila melanogaster

Nervous system development involves a sequential series of events that are coordinated by several signaling pathways and regulatory networks. Many of the ...

Thawing, Culturing, and Cryopreserving Drosophila Cell Lines

Thawing, Culturing, and Cryopreserving Drosophila Cell Lines

Scongelamento, coltura e Cryopreserving linee di cellule di Drosophila

There are currently over 160 distinct Drosophila cell lines distributed by the Drosophila Genomics Resource Center (DGRC). With genome engineering, the ...

A Direct and Simple Method to Assess Drosophila melanogaster's Viability from Embryo to Adult

A Direct and Simple Method to Assess Drosophila melanogaster's Viability from Embryo to Adult

Un metodo diretto e semplice per valutare la vitalità di Drosophila melanogasterda embrione ad adulto

In Drosophila melanogaster, viability assays are used to determine the fitness of certain genetic backgrounds. Allelic variations can result in partial or ...

Isolation of Specific Neuron Populations from Roundworm Caenorhabditis elegans

Isolation of Specific Neuron Populations from Roundworm Caenorhabditis elegans

Isolamento di popolazioni di neuroni specifici da nematode Caenorhabditis elegans

During the aging process, many cells accumulate high levels of damage leading to cellular dysfunction, which underlies many geriatric and pathological ...

Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes

Retrograde Tracing of Drosophila Embryonic Motor Neurons Using Lipophilic Fluorescent Dyes

Tracciamento retrogrado dei neuroni motori embrionali della Drosophila utilizzando coloranti fluorescenti lipofilici

We describe a technique for retrograde labeling of motor neurons in Drosophila. We use an oil-dissolved lipophilic dye and deliver a small droplet to an ...