Name: large-scale production of recombinant rnas on a circular scaffold using a viroid-derived system in escherichia coli
Uploaded: 2018-11-30T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Large-scale Production of Recombinant RNAs on a Circular Scaffold Using a Viroid-derived System in Escherichia coli at JoVE.com

Ce travail a été soutenu par les subventions BIO2017-83184-R et BIO2017-91865-EXP de l’espagnol Ministerio de Ciencia, Innovación y Universidades (fonds de cofinancement FEDER).

1. Construction de plasmide
<ol><li>
Amplification par PCR (ou par transcription inverse PCR si partant d’un modèle de RNA) l’ADNc correspondant à l’ARN d’intérêt en utilisant des amorces avec extension de 5' pour permettre à l’Assemblée dans le plasmide d’expression. Pour éviter des mutations indésirables, utilisez une ADN polymérase haute fidélité.
	<ol>
<li>Pour insérer l’ADNc dans le plasmide d’expression par Gibson Assemblée20, ajoutez les exte...

<ol>
	<li>Wang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+Research+on+Non-Coding+Ribonucleic+Acid+(RNA).">Current Research on Non-Coding Ribonucleic Acid (RNA).</a> Genes. 8 (12), (2017).</li><li>Hamada, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+silico+approaches+to+RNA+aptamer+design.">In silico approaches to RNA aptamer design.</a> Biochimie. 145, 8-14 (2018).</li><li>Bobbin, M. L., Rossi, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA+Interference+(RNAi)-Based+Therapeutics:+Delivering+on+the+Promise?.">RNA Interference (RNAi)-Based Therapeutics: Delivering on the Promise?.</a> Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 56, 103-122 (2016).</li><li>Airs, P. M., Bartholomay, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA+Interference+for+Mosquito+and+Mosquito-Borne+Disease+Control.">RNA Interference for Mosquito and Mosquito-Borne Disease Control.</a> Insects. 8 (1), 4 (2017).</li><li>Ponchon, L., Dardel, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large+scale+expression+and+purification+of+recombinant+RNA+in+Escherichia+coli.">Large scale expression and purification of recombinant RNA in Escherichia coli.</a> Methods. 54 (2), 267-273 (2011).</li><li>Kikuchi, Y., Umekage, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extracellular+nucleic+acids+of+the+marine+bacterium+Rhodovulum+sulfidophilum+and+recombinant+RNA+production+technology+using+bacteria.">Extracellular nucleic acids of the marine bacterium Rhodovulum sulfidophilum and recombinant RNA production technology using bacteria.</a> FEMS Microbiology Letters. 365 (3), fnx268 (2018).</li><li>Ponchon, L., Dardel, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recombinant+RNA+technology:+the+tRNA+scaffold.">Recombinant RNA technology: the tRNA scaffold.</a> Nature Methods. 4 (7), 571-576 (2007).</li><li>Batey, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+methods+for+native+expression+and+purification+of+RNA+for+structural+studies.">Advances in methods for native expression and purification of RNA for structural studies.</a> Current Opinion in Structural Biology. 26, 1-8 (2014).</li><li>El Khouri, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+and+Purification+of+RNA-Protein+Complexes+in+Escherichia+coli.">Expression and Purification of RNA-Protein Complexes in Escherichia coli.</a> Methods in Molecular Biology. 1316, 25-31 (2015).</li><li>Ponchon, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Co-expression+of+RNA-protein+complexes+in+Escherichia+coli+and+applications+to+RNA+biology.">Co-expression of RNA-protein complexes in Escherichia coli and applications to RNA biology.</a> Nucleic Acids Research. 41 (15), e150 (2013).</li><li>Umekage, S., Kikuchi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+and+in+vivo+production+and+purification+of+circular+RNA+aptamer.">In vitro and in vivo production and purification of circular RNA aptamer.</a> Journal of Biotechnology. 139 (4), 265-272 (2009).</li><li>Dar&#242;s, J. -. A., Aragon&#233;s, V., Cordero, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+viroid-derived+system+to+produce+large+amounts+of+recombinant+RNA+in+Escherichia+coli.">A viroid-derived system to produce large amounts of recombinant RNA in Escherichia coli.</a> Scientific Reports. 8 (1), 1904 (1904).</li><li>Dar&#242;s, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viroids:+small+noncoding+infectious+RNAs+with+the+remakable+ability+of+autonomous+replication.">Viroids: small noncoding infectious RNAs with the remakable ability of autonomous replication.</a> Current Research Topics in Plant Virology. , 295-322 (2016).</li><li>Flores, R., Hern&#225;ndez, C., Mart&#237;nez de Alba, A. E., Dar&#242;s, J. A., Di Serio, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viroids+and+viroid-host+interactions.">Viroids and viroid-host interactions.</a> Annual Review of Phytopathology. 43, 117-139 (2005).</li><li>Di Serio, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ICTV+Virus+Taxonomy+Profile:+Avsunviroidae.">ICTV Virus Taxonomy Profile: Avsunviroidae.</a> The Journal of General Virology. 99 (5), 611-612 (2018).</li><li>Nohales, M. A., Flores, R., Dar&#242;s, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viroid+RNA+redirects+host+DNA+ligase+1+to+act+as+an+RNA+ligase.">Viroid RNA redirects host DNA ligase 1 to act as an RNA ligase.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (34), 13805-13810 (2012).</li><li>Nohales, M. A., Molina-Serrano, D., Flores, R., Dar&#242;s, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Involvement+of+the+chloroplastic+isoform+of+tRNA+ligase+in+the+replication+of+viroids+belonging+to+the+family+Avsunviroidae.">Involvement of the chloroplastic isoform of tRNA ligase in the replication of viroids belonging to the family Avsunviroidae.</a> Journal of Virology. 86 (15), 8269-8276 (2012).</li><li>Dar&#242;s, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Eggplant+latent+viroid:+a+friendly+experimental+system+in+the+family+Avsunviroidae.">Eggplant latent viroid: a friendly experimental system in the family Avsunviroidae.</a> Molecular Plant Pathology. 17 (8), 1170-1177 (2016).</li><li>Cordero, T., Ortol&#224;, B., Dar&#242;s, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutational+Analysis+of+Eggplant+Latent+Viroid+RNA+Circularization+by+the+Eggplant+tRNA+Ligase+in+Escherichia+coli.">Mutational Analysis of Eggplant Latent Viroid RNA Circularization by the Eggplant tRNA Ligase in Escherichia coli.</a> Frontiers in Microbiology. 9 (635), (2018).</li><li>Gibson, D. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enzymatic+assembly+of+DNA+molecules+up+to+several+hundred+kilobases.">Enzymatic assembly of DNA molecules up to several hundred kilobases.</a> Nature Methods. 6 (5), 343-345 (2009).</li><li>Timmons, L., Court, D. L., Fire, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ingestion+of+bacterially+expressed+dsRNAs+can+produce+specific+and+potent+genetic+interference+in+Caenorhabditis+elegans.">Ingestion of bacterially expressed dsRNAs can produce specific and potent genetic interference in Caenorhabditis elegans.</a> Gene. 263 (1-2), 103-112 (2001).</li><li>Schumacher, J., Randles, J. W., Riesner, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+two-dimensional+electrophoretic+technique+for+the+detection+of+circular+viroids+and+virusoids.">A two-dimensional electrophoretic technique for the detection of circular viroids and virusoids.</a> Analytical Biochemistry. 135 (2), 288-295 (1983).</li><li>Hansen, J. N., Pheiffer, B. H., Boehnert, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemical+and+electrophoretic+properties+of+solubilizable+disulfide+gels.">Chemical and electrophoretic properties of solubilizable disulfide gels.</a> Analytical Biochemistry. 105 (1), 192-201 (1980).</li><li>Gigu&#232;re, T., Adkar-Purushothama, C. R., Bolduc, F., Perreault, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elucidation+of+the+structures+of+all+members+of+the+Avsunviroidae+family.">Elucidation of the structures of all members of the Avsunviroidae family.</a> Molecular Plant Pathology. 15 (8), 767-779 (2014).</li><li>L&#243;pez-Carrasco, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+transcription+initiation+sites+of+eggplant+latent+viroid+strands+map+within+distinct+motifs+in+their+in+vivo+RNA+conformations.">The transcription initiation sites of eggplant latent viroid strands map within distinct motifs in their in vivo RNA conformations.</a> RNA Biology. 13 (1), 83-97 (2016).</li></ol>

Tout en cherchant la séquence ELVd et exigences de structure impliquées dans la reconnaissance de la ligase tRNA aubergine, nous avons remarqué que la co-expression de chacune des molécules dans les non-hôtes de e. coli a conduit à une accumulation importante inattendue du viroïde circulaire formules dans les cellules bactériennes,19. Nous avons compris que la grande accumulation du viroïde RNA chez e. coli est très probablement la conséquence d’exprimer conjointemen...

Contrairement à l’ADN et les protéines, les protocoles pour simple, efficace et rentable de production de grandes quantités d’ARN ne sont pas abondantes. Cependant, recherche et industrie demande augmentant les montants de ces biomolécules pour étudier leurs propriétés biologiques uniques1ou devant être utilisés dans sophistiquée des applications biotechnologiques, y compris leur utilisation comme aptamères hautement spécifiques 2, agents thérapeutiques3ou pesticides sélectifs4. Transcription in vitro et synthèse chimique sont couramment utilisés en recherche pour produire des RNA. Cependant, ces méthodes entraînent des limitations importantes lorsque de grandes quantités de produits sont nécessaires. L’alternative logique consiste à utiliser la machinerie de transcription endogène des cellules vivantes, suivie d’un processus de purification pour séparer les compagnons cellulaires de l’ARN d’intérêt. Suite à cette stratégie, des méthodes ont été développées pour produire des ARN recombinants dans des cellules bactériennes, telles que le laboratoire de l’environnement Escherichia coli5 ou la marine violet phototrophe alpha-protéobactérie Rhodovolum sulfidophilum 6. la plupart des méthodes pour produire des ARN recombiné dans les bactéries s’appuient sur l’expression d’un échafaudage de RNA extrêmement stable indigène, tels qu’un ARNt ou un ARNr, dans lequel l’ARN d’intérêt est inséré7. Cela impose la nécessité de libérer l’ARN d’intérêt hors de la molécule chimérique, si la présence d’ARN supplémentaire est un problème pour les applications en aval à8. Un autre concept en recombinant biotechnologie RNA est la production des complexes ribonucléoprotéiques recombinant qui peut être le produit désiré en soi ou utilisés comme une stratégie de protection pour augmenter la stabilité de l’ARN d’intérêt9, 10. De même, la production d’ARN circulaire a également été suggérée comme une stratégie visant à générer la plus stable de produits11.
Nous avons récemment développé une nouvelle méthode pour produire de grandes quantités d’ARN recombiné dans e. coli qui participe à trois des concepts ci-dessus : l’insertion de l’ARN d’intérêt dans un échafaudage de RNA circulaire très stable et la co-expression de la ARN recombiné avec une protéine d’interaction pour produire probablement un complexe ribonucléoprotéique stable qui s’accumule en quantités remarquables dans bacterial cells12. Par contraste avec les développements précédents, nous avons utilisé un échafaudage de RNA totalement étranger à e. coli, à savoir un viroïde. Viroïdes sont un type très particulier d’agents infectieux des plantes supérieures qui sont exclusivement constitués par une relativement petite (nt 246-401) fortement couplé base circulaire RNA13. Fait intéressant, les viroïdes sont non-coding RNAs et, sans aide de leurs propres protéines, ils sont capables de remplir des cycles complexes infectieuses dans les hôtes infectés14. Ces cycles incluent la réplication de l’ARN-à-ARN dans les noyaux ou les chloroplastes, selon la famille du viroïde —Pospiviroidae ou Avsunviroidae, respectivement — mouvement à travers la plante infectée et l’évasion de la réponse défensive de l’hôte. Viroïdes doivent être classés parmi les ARN plus stables dans la nature, par suite d’avoir un ARN circulaire nue et devoir survivre dans l’environnement hostile des cellules végétales infectés. Cette propriété peut rendre les viroïdes particulièrement adapté comme les échafaudages pour stabiliser recombinant RNA dans les approches biotechnologiques. En outre, la nouvelle méthode s’inspire de la co-expression de l’échafaud viroïde avec une interaction protéine végétale. Viroïdes se répliquent via un mécanisme de cercle roulant dans quel hôte enzymes sont recrutés pour catalyser les différentes étapes du processus. Notamment certains viroïdes, plus particulièrement ceux qui appartiennent à la famille Avsunviroidae15contiennent des ribozymes également impliqués dans la réplication. Selon l’espèce viroïde, transcription du viroïde RNAs est médiée par l’hôte de l’ARN polymérase II ou le chloroplaste codées ARN polymérase (NEP). Traitement du viroïde RNA semble être catalysée par un hôte type III RNase, bien que dans les viroïdes ribozymes ARN oligomériques intermédiaires cleave automatique lors de la réplication. Enfin, les monomères viroïde qui en résultent sont prospectés, selon la famille du viroïde, par la hôte DNA ligase 1 ou l’isoforme chloroplastique de tRNA ligase16,17. Cette dernière enzyme est impliquée dans la ligature des formes monomères des viroïdes appartenant à la famille Avsunviroidae, tels que l' aubergine viroid latent (ELVd)18.
Dans le cadre d’un travail d’analyser les exigences structurelles et séquence de ELVd qui déterminent la reconnaissance de l’aubergine (Solanum melongena L.) ligase d’ARNt, nous avons mis en place un système expérimental basé sur la co-expression de ces deux molécules chez e. coli 19. nous avons remarqué que transcriptions ELVd plus-que-unit cleave automatique efficacement dans les cellules d’Escherichia coli par les ribozymes hammerhead incorporé et que les résultante monomères viroïde avec 5'-hydroxyle et 2', 3'-phosphodiester termini était prospectés efficacement par la ligase d’ARNt aubergine conjointement exprimé. Plus encore, l’ARN viroïde circulaire qui en résulte atteint une concentration élevée inattendue chez e. coli, supérieures à celles de l' endogène rRNA12. Absence d’intermédiaires de réplication a indiqué manque d’amplification ELVd ARN-à-ARN dans ces cellules bactériennes. Fait intéressant, insertion de RNAs hétérologues dans une position particulière de la molécule du viroïde avait un effet modéré sur l’accumulation de l' ARN circulaire viroïde dérivés12. Ces observations nous a fait imaginer une méthode pour produire de grandes quantités de recombinaison ARN chez les bactéries. Dans cette méthode, l’ADNc correspondant à l’ARN d’intérêt sont insérés dans le cDNA ELVd et l’ARN chimérique qui en résulte est exprimée chez e. coli par un promoteur constitutif fort. Pour le système fonctionne, e. coli doit être transformé conjointement avec un plasmide d’exprimer la ligase tRNA aubergine. La transcription de plus-que-unit ELVd-dérivé est traitée par les ribozymes hammerhead embarqués et les monomères qui en résulte avec la termini appropriée sont reconnus et prospectés par la ligase tRNA conjointement exprimé. De cette façon, l’ARN d’intérêt est insérée dans un échafaudage circulaire très stable composé de la molécule circulaire viroïde. Cet ARN chimérique recombinant est très probablement encore stabilisé à l’intérieur des cellules d’Escherichia coli par la formation d’un complexe grâce à l’interaction avec la ligase d’ARNt ribonucléoprotéique. En utilisant cette méthode (voir le protocole ci-dessous), RNA aptamères, hairpin RNAs et autres ARN structurés ont été produites en quantités de dizaines de milligrammes par litre de culture d’e. coli dans des conditions de laboratoire réguliers et purifiée jusqu'à homogénéité prenant facilement avantage de circularité12.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Phusion High-Fidelity DNA polymerase</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>F530S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bpi I</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>ER1011</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>Conda</td>
			<td>8010</td>
			<td>D1 low EEO</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris</td>
			<td>PanReac AppliChem</td>
			<td>A1086,1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetic acid</td>
			<td>PanReac AppliChem</td>
			<td>131008.1214</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EDTA</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>E5134-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethidium bromide</td>
			<td>PanReac AppliChem</td>
			<td>A1152,0025</td>
			<td>1%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zymoclean Gel DNA Recovery</td>
			<td>Zymo Research</td>
			<td>D4001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NanoDrop</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>ND-3300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NEBuilder HiFi DNA Assembly Master Mix</td>
			<td>New England BioLabs</td>
			<td>E2621S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNA Clean &#38; Concentrator</td>
			<td>Zymo Research</td>
			<td>D4003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eporator</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>4309000019</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Escherichia coli DH5&#945;</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>18265-017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tryptone</td>
			<td>Intron Biotechnology</td>
			<td>Ba2014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yeast extract</td>
			<td>Intron Biotechnology</td>
			<td>48045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>PanReac AppliChem</td>
			<td>131659.1211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agar</td>
			<td>Intron Biotechnology</td>
			<td>25999</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ampicillin</td>
			<td>PanReac AppliChem</td>
			<td>A0839,0010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>X-gal</td>
			<td>Duchefa</td>
			<td>X1402.1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N,N-Dimethylformamide</td>
			<td>PanReac AppliChem</td>
			<td>131785.1611</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NucloSpin Plasmid</td>
			<td>Macherey-Nagel</td>
			<td>22740588.250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Escherichia coli BL21(DE3)</td>
			<td>Novagen</td>
			<td>69387-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Escherichia coli HT115(DE3)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Ref. Timmons et al., 2001</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chloramphenicol</td>
			<td>Duchefa</td>
			<td>C 0113.0025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerol</td>
			<td>PanReac AppliChem</td>
			<td>122329.1211</td>
			<td>87%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>PanReac AppliChem</td>
			<td>131509.1210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>K2HPO4</td>
			<td>PanReac AppliChem</td>
			<td>122333.1211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HCl</td>
			<td>PanReac AppliChem</td>
			<td>131020.1211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phenol</td>
			<td>Scharlau</td>
			<td>FE04791000</td>
			<td>90%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chloroform</td>
			<td>PanReac AppliChem</td>
			<td>A3691,1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filtropur S 0.2</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>83.1826.001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HiTrap DEAE Sepharose FF column</td>
			<td>GE Healthcare Life Sciences</td>
			<td>17-5055-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#196;KTAprime plus liquid chromatography system</td>
			<td>GE Healthcare Life Sciences</td>
			<td>11001313</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acrylamyde</td>
			<td>PanReac AppliChem</td>
			<td>A1089,1000</td>
			<td>2K</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N,N&#8217;-methylenebisacrylamide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M7279-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Urea</td>
			<td>PanReac AppliChem</td>
			<td>146392.1211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Boric acid</td>
			<td>PanReac AppliChem</td>
			<td>A2940,1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formamide</td>
			<td>PanReac AppliChem</td>
			<td>A0937,2500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bromophenol blue</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>B8026-5G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylene cyanol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>X4126-10G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N,N&#8242;-Bis(acryloyl)cystamine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A4929-5G</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

large-scale production of recombinant rnas on a circular scaffold using a viroid-derived system in escherichia coli

Avec un intérêt croissant dans biologie des ARN et de l’utilisation de molécules d’ARN dans des applications biotechnologiques sophistiquées, les méthodes pour produire de grandes quantités d’ARN recombinant sont limités. Nous décrivons ici un protocole pour produire de grandes quantités d’ARN recombiné dans Escherichia coli , basé sur la co-expression de molécule chimérique qui contient de l’ARN d’intérêt dans un échafaudage viroïde et une usine de ligase d’ARNt. Viroïdes sont relativement petites, non codante, fortement couplé base ARN circulaire qui est infectieux aux plantes supérieures. L’hôte plante tRNA ligase est une enzyme recrutée par les viroïdes qui appartiennent à la famille Avsunviroidae, tels que l' aubergine viroid latent (ELVd), comme médiateur circularization RNA lors de la réplication viroïde. Bien que ELVd ne se répliquent pas dans e. coli, un précurseur ELVd est efficacement transcrits par l’ARN polymérase d’e. coli et traité par les ribozymes hammerhead embarqués dans des cellules bactériennes et les monomères résultants sont prospectés par la ligase d’ARNt exprimée conjointement pour atteindre une concentration remarquable. L’insertion d’un ARN d’intérêt dans l’échafaudage ELVd permet la production de dizaines de milligrammes de recombinant RNA par litre de culture bactérienne dans des conditions de laboratoire réguliers. Une fraction principale du produit RNA est circulaire, une fonctionnalité qui facilite la purification de l’ARN recombiné à l’homogénéité de virtuelle. Dans le présent protocole, un ADN (cDNA) complémentaire correspondant à l’ARN d’intérêt est inséré dans une position particulière du cDNA ELVd dans un plasmide d’expression qui est utilisé, le long du plasmide d’exprimer conjointement aubergine ligase d’ARNt, pour transformer les e. coli. La co-expression de ces deux molécules sous le contrôle des promoteurs constitutifs fortes mène à la production de grandes quantités de l’ARN recombiné. L’ARN recombiné peut être extrait des cellules bactériennes et séparé de la majeure partie des ARN bactérien en profitant de sa circularité.

Pour produire le recombinant RNA chez e. coli en utilisant le système dérivé de ELVd12, l’ARN d’intérêt est greffée sur un échafaudage ELVd ARN. Cet ARN chimérique est exprimé conjointement le long de la ligase d’ARNt aubergine chez e. coli. Une fois traitées, clivés et prospectés, l’ARN circulaire chimérique, qui dépasse de l’ARN d’intérêt, constitue sans doute une ribonucléoprotéine complexe avec l’enzyme aubergin...

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Large-scale Production of Recombinant RNAs on a Circular Scaffold Using a Viroid-derived System in Escherichia coli

Production à grande échelle d’ARN Recombinant sur un échafaudage circulaire utilisant un système dérivé de Viroid chez Escherichia coli

Nous présentons ici un protocole pour produire de grandes quantités d’ARN recombiné dans Escherichia coli en exprimant conjointement un ARN chimérique qui contient de l’ARN d’intérêt à un échafaudage viroïde et une usine ligase d’ARNt. Le produit principal est une molécule circulaire qui facilite la purification jusqu'à homogénéité.

With increasing interest in RNA biology and the use of RNA molecules in sophisticated biotechnological applications, the methods to produce large amounts ...

Cette méthode peut aider à produire de grandes quantités d’ARN recombinants d’intérêt pour l’application dans la recherche ou l’industrie. Le principal avantage est que l’ARN recombinant est produit à Escherichia coli dans un processus bon marché qui peut être facilement mis à l’échelle. Fait important, l’ARN est produit sur un échafaudage circulaire d’ARN, qui facilite la purification à l’homogénéité.Contrairement à l’ADN ou aux protéines, les ARN d’intérêt ne sont pas facilement produits en grandes quantités dans les systèmes biofactoriels, une telle culture d’Escherichia coli. Notre méthode est basée sur la co-expression de l’ARN d’intérêt inséré dans un échafaudage circulaire hautement stable et l’application d’une ligase qui médie la circularisation de l’ARN. L’échafaudage circulaire d’ARN dérive d’un viroïde breveté.Les viroïdes sont des ARN circulaires relativement petits, non ensilants et hautement appariés à base qui sont infectieux pour certaines plantes plus élevées. Nous pouvons produire des dizaines de milligrammes de l’ARN recombinant par litre de culture bactérienne dans des conditions de laboratoire régulières. Pour commencer cette procédure, amplifiez l’ADNC par PCR tel qu’il est décrit dans le protocole de texte.Ensuite, ajoutez 100 nanogrammes du pLELVd-BZB plasmide à un tube de 0,5 millilitre. Ajouter 10 U de l’enzyme de restriction IIS de type BpiI et suffisamment de tampon G pour créer une réaction de 20 microlitres. Incuber à 37 degrés Celsius pendant une heure pour digérer le plasmide.Après cela, séparez le PCR et les produits de digestion par électrophoresis dans un gel d’agarose d’un pour cent dans le tampon de TAE. Tacher le gel en le secouant en bromure d’éthidium de 200 millilitres à une concentration de 0,5 microgramme par millilitre. À l’aide d’un transilluminateur UV, visualisez l’ADN.Utilisez un scalpel pour découper les bandes correspondant à l’ADNC amplifié et au plasmide digéré BpiI. À l’aide de colonnes de gel de silice, élitez les ADN des fragments de gel. Quantifier la concentration de l’ADN par analyse spectrophotométrique.Configurer une réaction Gibson Assembly à l’aide de l’ADND amplifié et du plasmide digéré. Incuber à 50 degrés Celsius pendant une heure. Ensuite, utilisez une colonne de gel de silice pour purifier la réaction.Après avoir électroporé les cellules E.coli DH5-Alpha compétentes, choisissez plusieurs colonies blanches et transférez-les au milieu liquide LB. Cultivez les colonies pendant la nuit à 37 degrés Celsius. Ensuite, utilisez un kit miniprep pour purifier les plasmides, et d’analyser leurs tailles par électrophoresis dans un gel agarose d’un pour cent dans tae tampon.Tout d’abord, co-électroporer la souche E.coli sélectionnée avec à la fois le dérivé pLELVd-BZB qui contient l’ADNC correspondant à l’ARN d’intérêt et le plasmide P15LTRNISM pour co-exprimer la ligase d’ARN tRNA aubergine. Transférer le milieu liquide SOC dans la cuvette d’électroporation pour récupérer les cellules, et incuber à 37 degrés Celsius pendant une heure. Ensuite, plaquez les bactéries sur le milieu solide LB contenant 50 microgrammes par ampicilline millilitre, et 34 microgrammes par chloramphénicol millilitre.Incuber à 37 degrés Celsius pendant la nuit. Le lendemain, ajoutez 250 millilitres de liquide tb medium, contenant 50 microgrammes par millilitre d’ampicilline, et 34 microgrammes par chloramphénicol millilitre, à un flacon Erlenmeyer déconcerté d’un litre. Récupérez l’E.Coli incubé, puis cueillez une colonie et inoculez le milieu dans le flacon.Incuber à 37 degrés Celsius avec des secousses vigoureuses à 180 RPM pendant 12 à 16 heures avant de récolter la bactérie. Versez la culture E.Coli récoltée dans une bouteille de centrifugeuse de 250 millilitres et faites tourner les cellules à 14 000 G pendant 10 minutes. Jetez le supernatant et resuspendez les cellules dans 30 millilitres d’eau.Transférez cette suspension dans un tube de centrifugeuse et faites tourner à nouveau les cellules en utilisant les conditions précédentes. Jetez le supernatant et ajoutez 10 millilitres de tampon de chromatographie à la pastille cellulaire. Vortex pour résuspendre les cellules dans le tampon.Ajouter un volume de phénol: chloroforme et vortex vigoureusement pour briser les cellules. Puis, centrifugeuse à 12 000 G pendant 10 minutes. Récupérer la phase aqueuse, ajouter un volume de chloroforme, et vortex vigoureusement.Centrifugeuse à 12 000 G pendant 10 minutes. Après cela, filtrer la préparation de l’ARN à l’aide d’un filtre à seringues de 45 micromètres. Purifier l’ARN à l’aide d’une colonne d’amine d’éthanol d’un millilithe reliée à un système de chromatographie liquide.Ajustez le débit à un millilitre par minute et équilibrez la colonne avec 10 millilitres de tampon chromatographie. Ensuite, chargez l’échantillon et lavez la colonne avec 10 millilitres de tampon de chromatographie. Elute l’ARN avec 20 millilitres de tampon d’élitution, et de recueillir un milliliter aliquots.À l’aide d’électrophoresis en gel polyacrylamide bidimensionnel, séparez les ARN circulaires de leurs homologues linéaires. Tout d’abord, préparer un gel de polyacrylamide de cinq pour cent dans le tampon TBE et contenant huit urée molaire comme décrit dans le protocole de texte. Mélanger 20 microlitres des préparations arn avec un volume de tampon de chargement.Incuber à 95 degrés Celsius dans un bloc chauffant pendant 1,5 minutes, puis se rafraîchir sur la glace. Chargez les échantillons dans le gel polyacrylamide et exécutez l’électrophorèse aux conditions appropriées pour la dimension gel. Après cela, tacher le gel en 0,5 microgramme par bromure d’éthidium millilitre pendant 15 minutes.Laver le gel taché avec de l’eau, puis visualiser l’ARN sous la lumière UV. L’analyse électrophoretic de plusieurs plasmides recombinants dans lesquels différents CDNAs sont insérés montrent différentes migrations par rapport à pLELVd-BZB. Notez que pLELVd-BZB contient le marqueur lacZ, qui est remplacé par l’ADNC correspondant à l’ARN d’intérêt, de sorte que si la migration dépend de la taille de l’ADNC inséré, les plasmides recombinants migrent généralement plus rapidement que le plasmide de contrôle.La production de l’ARN recombinant dans les cultures bactériennes co-électroporées est surveillée en cassant les cellules et en analysant l’ARN en dénaturant PAGE. Des bandes fortes peuvent être vues qui correspondent à des ELVd vides et à des formes chimériques d’ELVd, dans lesquelles différents ARN d’intérêt ont été insérés. Fait intéressant, une fraction importante de l’ARN recombinant est considérée comme une forme circulaire.La circularité de la fraction principale est observée en utilisant une combinaison de deux PAGE dans des conditions de dénaturation à haute et basse résistance ionique. La préparation de l’ARN peut être encore purifiée par la chromatographie d’échange d’anion. Comme on le voit ici, l’ARN E.Coli est efficacement conservé à faible résistance ionique, et par la suite élucidé à haute résistance ionique, avec la plupart de l’ARN étant recueilli en fractions deux et trois.L’ARN recombinant peut être encore purifié à l’homogénéité par électrophorèse 2D. Ce protocole permet la production facile de grandes quantités d’ARN recombinant dans Escherichia coli et la purification à l’homogénéité grâce à la circularité du produit final. Rappelez-vous que l’ARN d’intérêt résulte intégré dans un échafaudage circulaire d’ARN dérivé d’un viroïde végétale.Si vous souhaitez séparer les deux moieties, vous devez utiliser une stratégie standard, comme ribozymes, DNAzymes, ou RNase H.Le rendement de ce protocole dépend de l’ARN particulier d’intérêt, car les petits ARN sont susceptibles d’être produits en quantités plus élevées que les plus grandes. Pour les expressions à plus grande échelle, prenez en considération que le temps optimal pour récolter les bactéries dépend de nombreux facteurs, y compris la souche E.Coli, le milieu de culture et les conditions de croissance. Nous vous recommandons un test de cours préliminaire pour trouver la fenêtre de production optimale dans vos conditions particulières.Rappelez-vous que les ARN recombinants s’accumulent dans les cellules bactériennes de façon transitoire, et qu’ils disparaissent complètement à la phase de croissance tardive.

Research

JoVE Journal

Biochemistry

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Recherche

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