Name: transcranial direct current stimulation (tdcs) in mice
Uploaded: 2018-09-23T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Transcranial Direct Current Stimulation tDCS in Mice at JoVE.com

Nous remercions M. Rodrigo de Souza pour assistance au maintien de colonies de souris. L.A.V.M est un postdoc CAPES. Ce travail a été soutenu par la subvention PRONEX (FAPEMIG : APQ-00476-14).

Logement individuel mâle adulte (8-12 semaines) souris C57BL/6 ont été utilisés dans cette expérience. Les animaux ont reçu des soins appropriés avant, pendant et après les procédures expérimentales avec la nourriture et l’eau ad libitum. Toutes les procédures ont été approuvées par le Comité de l’éthique animale de l’Université fédérale de Minas Gerais (protocole numéro 59/2014).
1. Placement des électrodes
<ol><li>
Sédatifs et fixer l?...

<ol>
	<li>Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Applications+of+transcranial+direct+current+stimulation+for+understanding+brain+function.">Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function.</a> Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).</li><li>Nitsche, M. A., Paulus, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sustained+excitability+elevations+induced+by+transcranial+DC+motor+cortex+stimulation+in+humans.">Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans.</a> Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).</li><li>Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Current+Stimulation+Modulates+LTP+and+LTD:+Activity+Dependence+and+Dendritic+Effects.">Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects.</a> Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).</li><li>Pelletier, S. J., Cicchetti, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+and+Molecular+Mechanisms+of+Action+of+Transcranial+Direct+Current+Stimulation:+Evidence+from+In+Vitro+and+In+Vivo+Models.">Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models.</a> International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047 (2015).</li><li>Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhancement+of+cortical+excitability+and+lower+limb+motor+function+in+patients+with+stroke+by+transcranial+direct+current+stimulation.">Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation.</a> Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).</li><li>Lefaucheur, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence-based+guidelines+on+the+therapeutic+use+of+transcranial+direct+current+stimulation+(tDCS).">Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS).</a> Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).</li><li>Monai, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+imaging+reveals+glial+involvement+in+transcranial+direct+current+stimulation-induced+plasticity+in+mouse+brain.">Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain.</a> Nature Communications. 7, 11100 (2016).</li><li>Marquez-Ruiz, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcranial+direct-current+stimulation+modulates+synaptic+mechanisms+involved+in+associative+learning+in+behaving+rabbits.">Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).</li><li>Jackson, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+transcranial+direct+current+stimulation:+Methods+and+mechanisms.">Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms.</a> Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).</li><li>Cambiaghi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+transcranial+direct+current+stimulation+modulates+motor+excitability+in+mice.">Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice.</a> The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).</li><li>Monte-Silva, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+late+LTP-like+plasticity+in+the+human+motor+cortex+by+repeated+non-invasive+brain+stimulation.">Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation.</a> Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).</li><li>San-Juan, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcranial+Direct+Current+Stimulation+in+Mesial+Temporal+Lobe+Epilepsy+and+Hippocampal+Sclerosis.">Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis.</a> Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).</li><li>Brunoni, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcranial+direct+current+stimulation+(tDCS)+in+unipolar+vs.+bipolar+depressive+disorder.">Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder.</a> Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).</li><li>Brunoni, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trial+of+Electrical+Direct-Current+Therapy+versus+Escitalopram+for+Depression.">Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression.</a> New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).</li><li>Boggio, P. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prolonged+visual+memory+enhancement+after+direct+current+stimulation+in+Alzheimer's+disease.">Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer's disease.</a> Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).</li><li>Cosentino, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anodal+tDCS+of+the+swallowing+motor+cortex+for+treatment+of+dysphagia+in+multiple+sclerosis:+a+pilot+open-label+study.">Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study.</a> Neurological Sciences. , 7-9 (2018).</li><li>Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combining+physical+training+with+transcranial+direct+current+stimulation+to+improve+gait+in+Parkinson's+disease:+A+pilot+randomized+controlled+study.">Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson's disease: A pilot randomized controlled study.</a> Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).</li><li>Monai, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+imaging+reveals+glial+involvement+in+transcranial+direct+current+stimulation-induced+plasticity+in+mouse+brain.">Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain.</a> Nature Communications. 7, 11100 (2016).</li><li>Fritsch, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+current+stimulation+promotes+BDNF-dependent+synaptic+plasticity:+potential+implications+for+motor+learning.">Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning.</a> Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).</li><li>Winkler, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensory+and+Motor+Systems+Anodal+Transcranial+Direct+Current+Stimulation+Enhances+Survival+and+Integration+of+Dopaminergic+Cell+Transplants+in+a+Rat+Parkinson+Model.">Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model.</a> New Research. 4 (5), 17-63 (2017).</li><li>Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+left+frontal+transcranial+direct-current+stimulation+on+propranolol-induced+fear+memory+acquisition+and+consolidation+deficits.">The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits.</a> Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).</li><li>Souza, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurobiological+mechanisms+of+antiallodynic+effect+of+transcranial+direct+current+stimulation+(tDCS)+in+a+mice+model+of+neuropathic+pain.">Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain.</a> Brain Research. 1682 (14-23), (2018).</li><li>Woods, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technical+guide+to+tDCS,+and+related+non-invasive+brain+stimulation+tools.">A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools.</a> Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).</li><li>Cogan, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+damage+thresholds+during+therapeutic+electrical+stimulation.">Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation.</a> Journal of Neural Engineering. 13, 2 (2017).</li><li>Podda, M. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anodal+transcranial+direct+current+stimulation+boosts+synaptic+plasticity+and+memory+in+mice+via+epigenetic+regulation+of+Bdnf+expression.">Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression.</a> Scientific reports. 6 (October 2015), 22180 (2015).</li></ol>

Ces dernières années, les techniques de neurostimulation ont été entrant pratique clinique comme une procédure prometteur pour traiter les troubles neuropsychiatriques23. Pour réduire la contrainte imposée par le manque de connaissance des mécanismes de la neurostimulation, nous avons présenté ici un modèle de souris tDCS transportant une électrode qui peut cibler des régions du cerveau. L’électrode étant chroniquement implantable, ce modèle animal permet l’étude des effets bi...

La Stimulation transcrânienne courant continu (CDV) est une technique non invasive, peu coûteux, thérapeutique, qui met l’accent sur la modulation neuronale par l’utilisation de courant continu de faible intensité1. Il y a actuellement deux configurations (anodiques et cathodiques) pour CDV. Tandis que la stimulation anodique exerce un champ électrique courant trop faible pour déclencher des potentiels d’action, les études électrophysiologiques ont montré que cette méthode produit des changements dans la plasticité synaptique2. Par exemple, les éléments de preuve montrent que tDCS induit des effets de potentialisation (pp) à long terme tels que l’amplitude de crête accrue des potentiels postsynaptiques excitateurs3,4 et la modulation de l’excitabilité corticale5.
À l’inverse, cathodique stimulation induit une inhibition, résultant dans hyperpolarisation de la membrane6. Une hypothèse pour ce mécanisme repose sur les constatations physiologiques où tDCS est décrite pour moduler la fréquence de potentiel d’action et la durée dans le corps neuronaux3. Notamment, cet effet n’évoque pas directement les potentiels d’action, même si elle peut passer le seuil de dépolarisation et faciliter ou entraver neuronale tir7. Ces effets contrastants ont été précédemment démontrés. Par exemple, stimulation anodique et cathodique produit des effets adverses conditionné réponses enregistrées par électromyographie activité lapins8. Cependant, les études ont également montré que des séances de stimulation anodiques prolongée peuvent diminuent l’excitabilité tandis qu’augmentant courants cathodiques peut conduire à l’excitabilité, présentant Self contrastées effets3.
Des stimuli fois anodiques et cathodiques agrègent l’utilisation de paires d’électrodes. Par exemple, stimulation anodique, « actif » ou « anode » électrode est placée au-dessus de la région du cerveau pour être modulé, tandis que l’électrode « référence » ou « cathode » est situé dans une région où l’effet du courant est censé pour être insignifiante9. Dans la stimulation cathodique, disposition de l’électrode est inversée. L’intensité de stimulation pour tDCS efficace dépend de l’intensité du courant et dimensions des électrodes, qui affectent l’électrique sur le terrain différemment10. Dans la plupart des études publiées, l’intensité du courant moyenne est entre 0,10 à 2,0 mA et 0,1 mA à 0,8 mA pour l’homme et la souris, respectivement de6,11. Bien que la taille de l’électrode de 35 cm2 est généralement utilisée chez l’homme, il n’y a aucune bonne compréhension concernant les dimensions de l’électrode pour rongeurs et une enquête plus approfondie est nécessaire6.
TDC a été proposé dans les études cliniques avec la tentative de proposer un traitement alternatif ou complémentaire pour plusieurs troubles neurologiques et neuropsychiatriques11 tels que l’épilepsie12/12,13de trouble bipolaire, AVC5 , major dépression,14,15de la maladie d’Alzheimer, sclérose en plaques,16 et17de la maladie de Parkinson. Malgré l’intérêt croissant STD et son utilisation dans des essais cliniques, cellulaire détaillée et des altérations moléculaires évoquées dans le tissu cérébral, court et effets de longue durée, ainsi que résultats comportements, sont encore pour être plus profondément étudié18, 19. comme une approche humaine directe à étudier en profondeur tDCS n’est pas viable, l’utilisation d’un modèle animal de la TDC peut offrir des renseignements précieux sur les événements cellulaires et moléculaires qui sous-tendent les mécanismes thérapeutiques de STD en raison de l’accessibilité à la tissus cérébraux de l’animal.
Éléments de preuve disponibles est limitée concernant les modèles de CDV chez la souris. La plupart des modèles signalés utilisé différentes mises en page implanter, les dimensions de l’électrode et matériaux. Par exemple, Winkler et al. (2017) implanté l’électrode tête (Ag/AgCl, 4 mm de diamètre) rempli de solution saline et fixé au crâne avec vis et ciment acrylique20. Différent de notre approche, les électrodes de la poitrine a été implanté (platine, 20 x 1, 5 mm). Ngoudjou et al. (2017) a utilisé une procédure très semblable aux nôtres, même si l’électrode thoracique était issu d’une éponge imbibée d’une solution saline (carbone remplis, 9,5 cm2)21. Une autre étude implanté les deux électrodes dans la tête de l’animal, qui a été réalisée en utilisant des plaques fixes et couvrant la tête de l’animal avec un hydrogel conducteur22. Nous décrivons ici un modèle de souris de CDV qui utilise une électrode chroniquement implantée par simple configuration TDC et les procédures chirurgicale (Figure 1).

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1152px;" width="1152">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:457px;">BD Ultra-Fine 50U Syringe</td>
			<td style="width:175px;">BD</td>
			<td style="width:101px;">10033430026</td>
			<td style="width:419px;">For intraperitonially injection.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Shaver (Philips Multigroom)</td>
			<td>Philips (Brazil)</td>
			<td>QG3340/16</td>
			<td style="width:419px;">For surgical site trimming.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Surgical Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:419px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console</td>
			<td>KOPF</td>
			<td>940</td>
			<td style="width:419px;">For animal surgical restriction and positioning.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars</td>
			<td>KOPF</td>
			<td>922</td>
			<td style="width:419px;">For animal surgical restriction and positioning.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cannula Holder</td>
			<td>KOPF</td>
			<td>1766-AP</td>
			<td style="width:419px;">For implant positioning.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand</td>
			<td>WPI</td>
			<td>PZMIII-BS</td>
			<td style="width:419px;">For bregma localization and implant positioning.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Temperature Control System Model&#160;</td>
			<td>KOPF</td>
			<td>TCAT-2LV</td>
			<td style="width:419px;">For animal thermal control.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cold Light Source&#160;</td>
			<td>WPI</td>
			<td>WA-12633</td>
			<td style="width:419px;">For focal brightness</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging</td>
			<td>VetEquip</td>
			<td>901820</td>
			<td style="width:419px;">For isoflurane delivery and safety.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter</td>
			<td>VetEquip</td>
			<td>931401</td>
			<td style="width:419px;">Delivery system safety measures.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder</td>
			<td>KOPF</td>
			<td>923-B</td>
			<td style="width:419px;">For animal restriction and O2 and isoflurane delivery.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Oxygen regulator, E-cylinder&#160;</td>
			<td>VetEquip</td>
			<td>901305</td>
			<td style="width:419px;">For O2 regulation and delivery.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Oxygen hose &#8211; green&#160;</td>
			<td>VetEquip</td>
			<td>931503</td>
			<td style="width:419px;">For O2 and isoflurane delivery.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Infrared Sterilizer 800 &#186;C</td>
			<td>Marconi</td>
			<td>MA1201</td>
			<td style="width:419px;">For instrument sterilization.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Surgical Instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:419px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fine Scissors - ToughCut</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14058-11</td>
			<td style="width:419px;">For incision.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Surgical Hooks</td>
			<td>INJEX</td>
			<td>1636</td>
			<td style="width:419px;">In House Fabricated - Used to clear the surgical site from skin and fur.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Standard Tweezers or Forceps</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td style="width:419px;">For skin grasping.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Surgical Consumables</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:419px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vetbond</td>
			<td>3M</td>
			<td>SC-361931</td>
			<td style="width:419px;">For incision closing.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cement and Catalyzer KIT (Duralay)</td>
			<td>Reliance</td>
			<td>2OZ</td>
			<td style="width:419px;">For implant fixation.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile Cotton Swabs (Autoclaved)</td>
			<td>JnJ</td>
			<td>75U</td>
			<td style="width:419px;">For surgical site antisepsis.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">24 Well Plate (Tissue Culture Plate)</td>
			<td>SARSTEDT</td>
			<td>831,836</td>
			<td style="width:419px;">For cement preparation.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Application Brush</td>
			<td>parkell</td>
			<td>S286</td>
			<td style="width:419px;">For cement mixing and application.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Pharmaceutics</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:419px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Xylazin (ANASEDAN 2%)</td>
			<td>Ceva Pharmaceutical (Brazil)</td>
			<td>P10160</td>
			<td style="width:419px;">For anesthesia induction.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ketamine (DOPALEN 10%)</td>
			<td>Ceva Pharmaceutical (Brazil)</td>
			<td>P30101</td>
			<td style="width:419px;">For anesthesia induction.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isoflurane (100%)</td>
			<td>Crist&#225;lia (Brazil)</td>
			<td>100ML</td>
			<td style="width:419px;">For anesthesia maintenance.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lidocaine (XYLESTESIN 5%)</td>
			<td>Cristal Pharma</td>
			<td>-</td>
			<td style="width:419px;">For post-surgical care.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ketoprofen (PROFENID 100 mg)</td>
			<td>Sanofi Aventis</td>
			<td>20ML</td>
			<td style="width:419px;">For post-surgical care.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ringer&#39;s Lactate Solution</td>
			<td>SANOBIOL LAB</td>
			<td>############</td>
			<td style="width:419px;">For post-surgical care.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g)</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>631</td>
			<td style="width:419px;">For eye lubrification and protection.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Stimulation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:419px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Animal Transcranial Stimulator</td>
			<td>Soterix Medical</td>
			<td>2100</td>
			<td style="width:419px;">For current generation.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base)</td>
			<td>Soterix Medical</td>
			<td>2100</td>
			<td style="width:419px;">Electrode support (Implant).</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Pin-type electrode (Ag/AgCl)</td>
			<td>Soterix Medical</td>
			<td>2100</td>
			<td style="width:419px;">For current delivery (electrode).&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:23px;">Pin-type electrode cap</td>
			<td>Soterix Medical</td>
			<td>2100</td>
			<td style="width:419px;">For implant protection.</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:23px;">Body Electrode (Ag/AgCl Coated)</td>
			<td>Soterix Medical</td>
			<td>2100</td>
			<td style="width:419px;">For current delivery (electrode).&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Saline Solution (0.9%)</td>
			<td>FarmaX</td>
			<td>############</td>
			<td style="width:419px;">Conducting medium for current delivery.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Standard Tweezers or Forceps</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td style="width:419px;">For tDCS setup.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:457px;">Real Time Polymerase Chain Reaction</td>
			<td style="width:175px;"></td>
			<td style="width:101px;"></td>
			<td style="width:419px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:457px;">BioRad CFX96 Real Time System</td>
			<td style="width:175px;">BioRad</td>
			<td style="width:101px;">C1000</td>
			<td style="width:419px;">For qPCR</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL)</td>
			<td style="width:175px;">BioRad</td>
			<td>1725271</td>
			<td style="width:419px;">For qPCR</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96</td>
			<td>BioRad</td>
			<td>HSP9601</td>
			<td style="width:419px;">For qPCR</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microseal &#34;B&#34; seal pct c/ 100</td>
			<td>BioRad</td>
			<td>MSB1001</td>
			<td style="width:419px;">For qPCR</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

transcranial direct current stimulation (tdcs) in mice

La stimulation transcrânienne courant continu (CDV) est une technique non invasive de neuromodulation proposée comme un traitement alternatif ou complémentaire pour plusieurs maladies neuropsychiatriques. Les effets biologiques des CDV ne sont pas totalement comprises, qui s’explique en partie en raison de la difficulté à obtenir des tissus cérébraux humains. Ce protocole décrit un modèle de souris de CDV qui utilise une électrode chroniquement implantée permettant l’étude des effets biologiques durables de STD. Dans ce modèle expérimental, tDCS modifie l’expression des gènes corticale et offre une contribution importante à la compréhension de la justification de son utilisation thérapeutique.

Le protocole chirurgical présente stabilité à long terme de l’implant pendant au moins un mois, aucun signal inflammatoire sur le site stimulé, ni tout autre effet indésirable. Tous les animaux ont survécu aux sessions de procédure et tDCS chirurgicales (n = 8). Dans cette expérience, tDCS implants ont été placés sur le cortex M1 et M2 (+1,0 mm antéro-postérieur et latéral de 0.0 mm à bregma). Une semaine plus tard, STD (n = 3-4) et sham (n = 3) souris ont été stimulés...

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Transcranial Direct Current Stimulation tDCS in Mice

La stimulation transcrânienne courant continu (CDV) est une technique thérapeutique proposée pour traiter les maladies psychiatriques. Un modèle animal est essentiel pour comprendre les altérations biologiques spécifiques évoquées par STD. Ce protocole décrit un modèle de souris de CDV qui utilise une électrode chroniquement implantée.

Stimulation transcrânienne courant continu (CDV) chez la souris

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a non-invasive neuromodulation technique proposed as an alternative or complementary treatment for ...

La procédure Alvar Gaaud est d’appliquer la stimulation transcrânienne à courant direct chez la souris. Ceci a réalisé en générant de faibles courants intenses à partir d’un générateur de courant direct, et en l’envoyant directement à l’animal par des électrodes. tDCS a été étudié comme alternative thérapeutique non médicamenteuse pour les désordres psychiatriques principaux chez l’homme, tels que la dépression, la schizophrénie, la maladie d’Alzheimer, l’AHDH, et l’autisme.De plus, tDCS est une technique unique en raison de son faible coût, de sa facilité d’utilisation et de son profil non invasif. Cependant, les effets biologiques du TDCS ne sont pas entièrement compris, et il n’y a aucun consensus concernant des paramètres de stimulation, tels que l’intensité, la durée, et la tuile actuelles des secteurs de cerveau. Par conséquent, l’utilisation d’ordres minimaux est essentielle pour une étude approfondie de ces mécanismes, ce qui permettra de mieux comprendre l’efficacité clinique du TDCS par l’acquisition et l’analyse de données cellulaires et moléculaires comportementales.Il existe actuellement deux configurations d’électrodes pour tDCS, appelée stimulation anodale et cathodale. Dans la stimulation anodale, les courants sont livrés directement à la tête de l’animal, à travers le corps de l’animal, et dans la cathode placée sur le thorax de l’animal. Tandis que dans la stimulation cathodale le courant entre par le thorax de l’animal, se déplace jusqu’à sa tête et dans la cathode.Dans les deux cas, un générateur actuel contrôle l’intensité actuelle et la durée de stimulation. Tout en produisant une qualité de contact et en inférant la rétroaction. Il existe de nombreuses configurations différentes pour le positionnement actif.Par conséquent, tous les axes tridimensionnels doivent être pris en considération. Dans ce protocole, une électrode de tête a été implantée d’un millimètre dans du bregma enraciné, sur la ligne latérale à moyenne du crâne, et l’électrode corporelle a été placée sur la poitrine de l’animal. En raison d’une simulation de courte période, il a été recommandé d’utiliser une action rapide et une anesthésie à court terme, comme l’isoflurane vaporisé.Cette procédure est composée de deux étapes critiques. Placement d’électrode et stimulation transcrânienne de courant direct. Des instruments chirurgicaux ont été stérilisés avec le pré-entretien à 440 degrés Celsius.Les cotons-tiges ont été autoclavés à 20 livres par pouce carré à 121 degrés Celsius pendant 20 minutes. Tournez le contrôleur de plate-forme thermique à 37 degrés Celsius. Pesez l’animal et calculez la dose appropriée pour l’induction de l’anesthésie.Utilisez un mélange de kétamine et de xylazine à une dose de 100 milligrammes par kilogramme de kétamine et de 8 milligrammes par kilogramme de xylazine. Taille de l’aiguille 31G. L’animal doit s’endormir dans les 2 à 3 minutes.Utilisez un rasoir électrique ou un rasoir pour raser le site chirurgical. Placez l’animal sur l’appareil stéréotaxique sur la plaque chauffante préchauffée. Tenez la tête de l’animal et insérez les barres d’oreille de pointe dans chacune des oreilles de l’animal, pour la fixer à la plate-forme sterotaxique.Vérifiez qu’il n’y a pas de déplacement latéral de la tête et peu de mouvement vertical en déplaçant lentement la tête de l’animal. Glissez doucement le masque d’anesthésie sur le nez de la souris et fixez-le en place en serrant la vis. Appliquez de l’onguent sur les yeux de l’animal pour éviter le séchage cornéen pendant la chirurgie.Utilisez un coton-tige pour préparer le site chirurgical avec trois gommages alternatifs d’iode de povidone, ou 2% de chlorohéxidine et 70% d’éthinol. Utilisez une paire de pinces à épiler pour vérifier l’anesthésie adopter en serrant légèrement les ateils de l’animal, et en vérifiant les lois de l’animal pedo-retrait réflexe général pincement. Faire une incision d’environ trois millimètres postérieure à la ligne d’oreille de l’animal, et s’arrêter dans la ligne des yeux.Le site d’incision doit avoir environ un centimètre de longueur pour être assez grand pour recevoir l’implant. Racler délicatement le crâne à l’aide d’un grattoir à os pour améliorer l’adhérence de la colle et du ciment. Cela doit être fait la lumière remis avec l’intention de créer des micro-rayures.Placez soigneusement les crochets chirurgicaux à la peau lâche pour maintenir un champ chirurgical ouvert et le libérer des obstructions, telles que la peau une fourrure. Utilisez un coton-tige stérile pour sécher doucement le cuir chevelu de l’animal. Utilisez un microscope à dissection pour visualiser le dessus du crâne de l’animal.Attachez une aiguille au support stétaxique et localisez le bregma. Placez l’aiguille directement au-dessus de la tête de l’animal touche légèrement le bregma. Utilisez le bregma comme référence pour ajuster les coordonnées de la zone d’intérêt.Fixez l’implant sur le support stéréotaxique. Placez l’implant au-dessus de la tête de l’animal et abaissez-le lentement sur la région d’intérêt. Utilisez une aiguille pour étendre une goutte, environ 35 microlitres, de superglue sur l’espace de l’implant.Déplacez lentement le support vers le bas jusqu’à ce qu’il touche le crâne. Assurez-vous que l’espace de l’implant est entièrement en contact avec la surface. Préparer le ciment chirurgical selon les instructions du fabricant.Après un positionnement précis, appliquez trois couches minces, voire différentes, de ciment sur le crâne et sur la partie inférieure de l’implant. Appliquer goutte par goutte à l’aide d’une brosse d’application. Les couches doivent former une structure en forme de U pour un soutien structurel supplémentaire de l’implant.Laissez le fil de vis de l’implant propre de ciment pour permettre une connexion lisse et dégagée. Laisser sécher chaque couche pendant environ quatre minutes. Après séchage, retirez soigneusement le support jusqu’à ce qu’il soit complètement détaché de l’implant.Toujours faire preuve d’une extrême prudence lors de la manipulation de l’implant, car il peut être accidentellement détruit à partir du crâne de l’animal. Hydrater la peau et le site d’incision de l’animal à l’aide d’un coton-tige salin trempé. Couper la peau sur la base de l’implant.Utilisez une paire de pinces à épiler pour rassembler le tissu, et fermer l’incision avec une goutte de colle chirurgicale tissulaire par point 2 centimètres de tissu. Infiltrer 1 à 2% de lidocaïne dans le site d’incision et les tissus sous-jacents. Hydratez l’animal avec 500 microlitres de sonnerie de lactate simultanément.Placez la souris dans une cage à maison unique préchauffée de 37 degrés Celsius. Construire un petit plat de granulés de nourriture humide dans la cage, pour un accès facile à la nourriture dans les heures suivantes. Enregistrez le poids post-chirurgical de l’animal.L’animal doit être administré avec du kétoprofène. 5 milligrammes par kilogramme simultanément après l’opération et au cours des deux prochains jours. Assurez-vous que le stimulateur tDCS est entièrement chargé.Attachez les câbles d’anode et de cathode au stimulateur tDCS et rendez-les disponibles près du site de simulation. Attachez l’électrode de type broche au support stétaxique. Réglez la plate-forme thermique à 37 degrés Celsius.Allumez le flowmètre d’oxygène sur le système d’anesthésie par inhalation à 1 litre par minute. Placez la souris dans la chambre d’induction de l’anesthésie. Allumez le vaporisateur d’isoflurane à 3 % Laissez l’animal subir des effets isoflurane pendant quatre minutes.Pendant que l’animal est dans la chambre d’induction, utilisez une seringue stérile pour remplir l’électrode corporelle avec une solution saline à 0,9 %. Retirez l’animal de la chambre d’induction et placez sa poitrine sur l’électrode corporelle. Glissez doucement le masque d’anesthésie sur le nez de la souris et fixez-le en place.Abaisser la production d’isoflurane à 1,5% Remplir l’implant et l’électrode de type broche avec de la solution saline. Attachez-les soigneusement ensemble. Ajustez le temps de stimulation et l’intensité du courant en fonction de votre protocole.Vérifiez la qualité de contact sur le système tDCS plus tard. Commencez la stimulation. Observez la montée en puissance actuelle pendant 20 secondes jusqu’à la valeur sélectionnée.Et se maintenir à la place pour le temps établi. Puis, à la fin de la section ramping vers le bas à nouveau. Activez le bouton tibia pour le contrôle.Observez la montée en puissance actuelle pendant 20 secondes jusqu’à la valeur sélectionnée. Et puis vers le bas un pour le reste de la période de stimulation, avec une rampe finale à la valeur sélectionnée, à la fin, avec une montée en puissance consécutive vers le bas. Une section de stimulation est complète, transférer soigneusement l’animal dans une cage préchauffée de 37 degrés Celsius pendant 10 minutes.Ce protocole utilise tDCS pour stimuler le cortex cérébral de la souris d’un millimètre antérieur au bregma. Ce graphique montre l’expression statistique et génétique après le protocole de stimulation tDCS. Utilisation d’une intensité actuelle de 0,35 milliamperes pendant 10 minutes par jour.L’implant tCDS s’est présenté auto-viable du premier au cinquième jour sans différence significative entre les jours dans la qualité de contact. Il existe une variété de protocoles de stimulation tCDS dans les cerveaux modèles. Les protocoles doivent être choisis en fonction des particularités de votre expérience.Zone de stimulation, intensité du courant, durée de la session et positionnement des électrodes. Dans ce protocole particulier, nous voulions moduler le cortex moteur à travers notre tDCS connu avec le courant de 350 microamperes pendant 10 minutes. Après avoir regardé cette vidéo, vous serez en mesure d’effectuer tDCS chez la souris.Lorsque quelqu’un pratique la chirurgie peut prendre jusqu’à quatre minutes par animal. Il est essentiel de prendre en considération les lignes directrices sur les soins aux animaux lors de l’utilisation des souris pendant l’opération et en suivant les soins post-chirurgicaux aux animaux afin que les animaux restent en bonne santé pendant l’étude. Nous recommandons également d’attendre cinq à sept jours après le placement de l’implant pour effectuer les expériences, puisque la réponse physiologique de l’animal au traumatisme peut interférer avec les résultats biologiques.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Transcranial Direct Current Stimulation (tDCS) in Mice

Electrode Positioning and Montage in Transcranial Direct Current Stimulation

Positionnement des électrodes et de montage de stimulation transcrânienne Direct Current

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a technique that has been intensively investigated in the past decade as this method offers a ...

Recherche

Neurosciences

Direct-current Stimulation and Multi-electrode Array Recording of Seizure-like Activity in Mice Brain Slice Preparation

Stimulation à courant continu et multi-réseau d&#39;électrodes d&#39;enregistrement de la capture comme activité chez la souris Cerveau Slice Préparation

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the ...

Effects of Transcranial Alternating Current Stimulation on the Primary Motor Cortex by Online Combined Approach with Transcranial Magnetic Stimulation

Effets de la Stimulation transcrânienne courant alternatif sur le Cortex moteur primaire par en ligne approche combinée avec la Stimulation magnétique transcrânienne

Transcranial Alternating Current Stimulation (tACS) is a neuromodulatory technique able to act through sinusoidal electrical waveforms in a specific ...

Remotely Supervised Transcranial Direct Current Stimulation: An Update on Safety and Tolerability

Supervisé à distance directe de Transcranial Stimulation actuelle : Une mise à jour sur l’innocuité et de tolérabilité

The remotely supervised tDCS (RS-tDCS) protocol enables participation from home through guided and monitored self-administration of tDCS treatment while ...

Transcranial Electrical Brain Stimulation in Alert Rodents

Stimulation transcrânienne électrique cérébrale chez les rongeurs alertes

Transcranial electrical brain stimulation can modulate cortical excitability and plasticity in humans and rodents. The most common form of stimulation in ...

Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats

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Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a ...

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