Name: screening cotton genotypes for reniform nematode resistance
Uploaded: 2019-05-02T12:30:00
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Diese Forschung wurde vom Landwirtschaftsministerium der Vereinigten Staaten, Agricultural Research Service, finanziert. Die Erwähnung von Handelsnamen und kommerziellen Produkten in diesem Artikel dient ausschließlich dem Zweck der Bereitstellung spezifischer Informationen und impliziert keine Empfehlungen oder Empfehlungen des US-Landwirtschaftsministeriums. USDA ist ein Anbieter von Chancengleichheit und Arbeitgeber. Die Autoren haben keinen Interessenkonflikt zu erklären. Technische Hilfe leistete Kristi Jordan.

1. Aufrechterhaltung einer Quelle von R. reniformis Inokulums
<ol><li>Füllen Sie Terrakotta-Tontöpfe (15 cm Durchmesser, 13,5 cm Höhe) mit einer dampfpasteurisierten Mischung aus 1-teiligem Sandund und 2-teiligem Sand. Eine anfällige Tomate (Solanum lycopersicon) sorte in jedem Topf pflanzen und die Töpfe in ein Gewächshaus geben. HINWEIS: Andere anfällige Pflanzensorten wie Baumwolle können anstelle von Tomaten verwendet werden.</li>
	<li>Die Tomatenpflanzen mit vermiformen renifo...

<ol>
	<li>Heald, C. M., Robinson, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survey+of+current+distribution+of+Rotylenchulus+reniformis.+in+the+United+States.">Survey of current distribution of Rotylenchulus reniformis. in the United States.</a> Journal of Nematology. 22 (4), 695-699 (1990).</li><li>Koenning, S. R., Wrather, J. A., Kirkpatrick, T. L., Walker, N. R., Starr, J. L., Mueller, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plant-parasitic+nematodes+attacking+cotton+in+the+United+States:+old+and+emerging+production+challenges.">Plant-parasitic nematodes attacking cotton in the United States: old and emerging production challenges.</a> Plant Disease. 88 (2), 100-113 (2004).</li><li>Robinson, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reniform+in+U.S.+cotton:+when,+where,+why,+and+some+remedies.">Reniform in U.S. cotton: when, where, why, and some remedies.</a> Annual Review of Phytopathology. 45, 263-288 (2007).</li><li>Robinson, A. F., Inserra, R. N., Caswell-Chen, E. P., Vovlas, N., Troccoli, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rotylenchulus+species:+identification,+distribution,+host+ranges,+and+crop+plant+resistance.">Rotylenchulus species: identification, distribution, host ranges, and crop plant resistance.</a> Nematropica. 27 (2), 127-180 (1997).</li><li>Davis, R. F., Koenning, S. R., Kemerait, R. C., Cummings, T. D., Hurley, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rotylenchulus+reniformis+management+in+cotton+with+crop+rotation.">Rotylenchulus reniformis management in cotton with crop rotation.</a> Journal of Nematology. 35 (1), 58-64 (2003).</li><li>Starr, J. L., Koenning, S. R., Kirkpatrick, T. L., Robinson, A. F., Roberts, P. A., Nichols, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+future+of+nematode+management+in+cotton.">The future of nematode management in cotton.</a> Journal of Nematology. 39 (4), 283-294 (2007).</li><li>Weaver, D. B., Lawrence, K. S., van Santen, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reniform+nematode+resistance+in+upland+cotton+germplasm.">Reniform nematode resistance in upland cotton germplasm.</a> Crop Science. 47 (1), 19-24 (2007).</li><li>Robinson, A. F., Cook, C. G., Percival, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resistance+to+Rotylenchulus+reniformis+and+Meloidogyne+incognita+race+3+in+the+major+cotton+cultivars+planted+since+1950.">Resistance to Rotylenchulus reniformis and Meloidogyne incognita race 3 in the major cotton cultivars planted since 1950.</a> Crop Science. 39 (3), 850-858 (1999).</li><li>Carter, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resistance+and+resistant+reaction+of+Gossypium+arboreum+to+the+reniform+nematode,+Rotylenchulus+reniformis.">Resistance and resistant reaction of Gossypium arboreum to the reniform nematode, Rotylenchulus reniformis.</a> Journal of Nematology. 13 (3), 368-374 (1981).</li><li>Erpelding, J. E., Stetina, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetics+of+reniform+nematode+resistance+in+Gossypium+arboreum+germplasm+line+PI+529728.">Genetics of reniform nematode resistance in Gossypium arboreum germplasm line PI 529728.</a> World Journal of Agricultural Research. 1 (4), 48-53 (2013).</li><li>Robinson, A. F., Bridges, A. C., Percival, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+sources+of+resistance+to+the+reniform+(Rotylenchulus+reniformis)+and+root-knot+(Meloidogyne+incognita)+nematode+in+upland+(Gossypium+hirsutum+L.)+and+sea+island+(G.+barbadense+L.)+cotton.">New sources of resistance to the reniform (Rotylenchulus reniformis) and root-knot (Meloidogyne incognita) nematode in upland (Gossypium hirsutum L.) and sea island (G. barbadense L.) cotton.</a> Journal of Cotton Science. 8 (3), 191-197 (2004).</li><li>Robinson, A. F., Percival, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resistance+to+Meloidogyne+incognita+race+3+and+Rotylenchulus+reniformis+in+wild+accessions+of+Gossypium+hirsutum+and+G.+barbadense+from+Mexico.">Resistance to Meloidogyne incognita race 3 and Rotylenchulus reniformis in wild accessions of Gossypium hirsutum and G. barbadense from Mexico.</a> Journal of Nematology. 29 (4), 746-755 (1997).</li><li>Stetina, S. R., Young, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparisons+of+female+and+egg+assays+to+identify+Rotylenchulus+reniformis+resistance+in+cotton.">Comparisons of female and egg assays to identify Rotylenchulus reniformis resistance in cotton.</a> Journal of Nematology. 38 (3), 326-332 (2006).</li><li>Usery, S. R., Lawrence, K. S., Lawrence, G. W., Burmester, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+cotton+cultivars+for+resistance+and+tolerance+to+Rotylenchulus+reniformis.">Evaluation of cotton cultivars for resistance and tolerance to Rotylenchulus reniformis.</a> Nematropica. 35 (2), 121-133 (2005).</li><li>Yik, C. -. P., Birchfield, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resistant+germplasm+in+Gossypium+species+and+related+plants+to+Rotylenchulus+reniformis.">Resistant germplasm in Gossypium species and related plants to Rotylenchulus reniformis.</a> Journal of Nematology. 16 (2), 146-153 (1984).</li><li>Stetina, S. R., Erpelding, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gossypium+arboreum+accessions+resistant+to+Rotylenchulus+reniformis.">Gossypium arboreum accessions resistant to Rotylenchulus reniformis.</a> Journal of Nematology. 48 (4), 223-230 (2016).</li><li>Thies, J. A., Merrill, S. B., Corley, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Red+food+coloring+stain:+new,+safer+procedures+for+staining+nematodes+in+roots+and+egg+masses+on+root+surfaces.">Red food coloring stain: new, safer procedures for staining nematodes in roots and egg masses on root surfaces.</a> Journal of Nematology. 34 (2), 179-181 (2002).</li><li>Erpelding, J. E., Stetina, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+characterization+of+reniform+nematode+resistance+for+Gossypium+arboreum+accession+PI+417895.">Genetic characterization of reniform nematode resistance for Gossypium arboreum accession PI 417895.</a> Plant Breeding. 137 (1), 81-88 (2018).</li><li>Byrd, D. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+semi-automatic+elutriators+for+extracting+nematodes+and+certain+fungi+from+soil.">Two semi-automatic elutriators for extracting nematodes and certain fungi from soil.</a> Journal of Nematology. 8 (3), 206-212 (1976).</li><li>Jenkins, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+rapid+centrifugal-flotation+technique+for+separating+nematodes+from+soil.">A rapid centrifugal-flotation technique for separating nematodes from soil.</a> Plant Disease Reporter. 48 (9), 692 (1964).</li><li>Robinson, A. F., Heald, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carbon+dioxide+and+temperature+gradients+in+Baermann+funnel+extraction+of+Rotylenchulus+reniformis.">Carbon dioxide and temperature gradients in Baermann funnel extraction of Rotylenchulus reniformis.</a> Journal of Nematology. 23 (1), 28-38 (1991).</li><li>Williams, C., Gilman, D. F., Fontenot, D. S., Birchfield, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+rapid+technique+for+screening+soybeans+for+reniform+nematode+resistance.">A rapid technique for screening soybeans for reniform nematode resistance.</a> Plant Disease Reporter. 63 (10), 827-829 (1979).</li><li>Schmitt, D. P., Shannon, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differentiating+soybean+responses+to+Heterodera+glycines+races.">Differentiating soybean responses to Heterodera glycines races.</a> Crop Science. 32 (1), 275-277 (1992).</li></ol>

Für 1) die Identifizierung von Rist ein effektives Screening-Protokoll erforderlich. reniformis resistente Baumwollgenotypen, um die Genetik der Resistenz und 2) die Züchtung resistenter Sorten zu bewerten. Die meisten Protokolle bewerten R. reniformis Populationsdichten oder Reproduktionsraten durch Extraktion von vermiformenen Nematoden oder Eiern aus dem Baumwollwurzelsystem oder Blumenerde8,11,<sup class="xref"...

Rotylenchulus reniformis (Linford und Oliveira), gemeinhin als Reniformnematode bezeichnet, ist eine der wichtigsten parasitären Nematodenarten, die in Böden des Südostens der Vereinigten Staaten vorkommen1,2,3. Der Nematoden ist ein obligater, sessesshafter Semiendosit, der eine Wirtspflanze benötigt, um ihren Lebenszyklus abzuschließen2,4. Vermiforme präadulte weibliche Nematoden dringen in das Wirtswurzelsystem ein, um eine Futterstelle in der Stele2,3zu errichten. Wenn sich die Nematode ernährt und reift, schwillt der hintere Teil, der außerhalb der Wirtswurzel verbleibt, bei der Eiproduktion an und bildet eine charakteristische Nierenform (Abbildung 1). Rotylenchulus reniformis ist in der Lage, sich vom Wurzelsystem von mehr als 300 Pflanzenarten, einschließlich Baumwolle4, zu ernähren. Upland-Baumwolle(Gossypium hirsutum L.) wird im Südosten der Vereinigten Staaten weit verbreitet angebaut, aber das Fehlen von R. reniformis resistente Sorten behindern Nematodenmanagement2,3. Managementstrategien wie Nematizidbehandlung und Rotation mit Nicht-Wirtspflanzenarten wurden verwendet, um den Boden Rzu reduzieren. reniformis Populationsdichten5,6, aber Samen Baumwolle Ertragsverluste können in der Regel von 1 bis 5%2reichen. Symptome von R. Reniformis-Infektion kann Pflanzenstunting, unterdrücktes Wurzelwachstum, Ernährungsmängel, Obstabtreibung und verzögerte Reife2umfassen. Jedoch, Symptome können nicht aufgrund der Gleichförmigkeit der Symptome auf dem Feld offensichtlich sein; daher Ansätze zur Bewertung von R. Reniformis-Infektionen sind erforderlich, um resistente Baumwollsorten im Hochland zu identifizieren und zu entwickeln. Bewertung von R. reniformis Resistenz in Baumwolle gilt als schwierig7, weil das infizierte Wurzelsystem normal erscheinen kann, obwohl die Pflanze Symptome einer Infektion zeigen kann8.
Für die Identifizierung von Rist ein effektives Nematoden-Screening-Protokoll erforderlich. reniformis resistente Beitritte aus der Baumwollkeimplasmasammlung und zur Bestimmung der Resistenzgenetik für diese Beitritte. Ein solches Protokoll wird bei der Übertragung von Resistenzgenen auf Hochlandbaumwolle helfen. Zur Beurteilung von Rwurden verschiedene Bioassay-Methoden verwendet. reniformis Infektion in Baumwolle8,9,10,11,12,13,14,15. Im Allgemeinen wurden zwei Hauptansätze für die Identifizierung von Rverwendet. reniformis resistente Baumwollgenotypen. Der am häufigsten verwendete Ansatz beinhaltet die Extraktion von Eiern und/oder vermiformenen Nematoden aus infizierten Pflanzen oder Böden8,11,12,14,15. Die allgemeine Methodik für diesen Ansatz beinhaltet das Anpflanzen von Samen für die einzelnen Baumwollgenotypen in separaten Töpfen, so dass sich die Sämlinge für 7 bis 14 Tage entwickeln können, indem die Sämlinge durch Zugabe einer Mischung aus vermiformen Stufen von Rimpfen. Reniformis in den Boden, und so dass die Nematoden das Wurzelsystem für 30 bis 60 Tage infizieren. Als nächstes werden vermiforme Nematoden und/oder Eier aus dem infizierten Wurzelsystem jeder Pflanze oder aus dem Blumenboden extrahiert. Die Anzahl der extrahierten Nematoden oder Eier wird dann bestimmt, um die Populationsdichte und Fortpflanzungsrate zu schätzen, die mit Kontrollgenotypen verglichen werden, um resistente Genotypen zu identifizieren.
Ein alternativer Ansatz, wie hier beschrieben, beinhaltet mikroskopisch die Untersuchung des Baumwollwurzelsystems, das mit Nematoden infiziert wurde, um die Anzahl der weiblichen Nematoden zu bestimmen, die die Wurzeln parasitieren10,16. Ähnlich wie bei anderen Ansätzen werden Baumwollgenotypen in separaten Töpfen gepflanzt und ca. 7 Tage nach der Pflanzung mit vermiforderen Nematoden geimpft. Innerhalb von 30 Tagen nach der Impfung wird das Wurzelsystem von einzelnen Pflanzen entfernt und der Boden von den Wurzeln abgeführt. Als nächstes werden die Amematoden, die am Wurzelsystem befestigt sind, mit roter Lebensmittelfarbe17gefärbt, und Die Wurzeln werden mikroskopisch untersucht, um die Anzahl der Infektionsstellen mit resistenten Baumwollgenotypen zu bestimmen (identifiziert basierend auf der Anzahl der Nematoden pro Gramm Wurzel) im Vergleich zu einer anfälligen Kontrolle16. Dieser zweite Ansatz hat den Vorteil eines erhöhten Durchsatzes, indem er die Anzahl der für die Bewertung erforderlichen Tage reduziert und die Anzahl der einzelnen Genotypen erhöht, die in einem einzigen Experiment bewertet werden. Screening-Methoden, die Bevölkerungsdichte oder Reproduktionsrate bewerten, sind oft zeitaufwändiger als jene, die auf visuellen Beobachtungen von Infektionszeichen basieren7. Eine Einschränkung dieses Ansatzes besteht jedoch darin, dass die Widerstandsfähigkeit von Wirtspflanzen, die die Nematodenvermehrung gemäß der Eiproduktion behindert, nicht bewertet wird13.
Screening-Protokolle für R. Reniformis-Widerstand zerstört oft das Wurzelsystem während der Auswertung7 und beinhaltet, dass der vegetative Trieb verworfen wird. Um diese Einschränkung zu überwinden, wurde eine Methode der vegetativen Vermehrung entwickelt, um die Rückgewinnung von Pflanzen für die Saatgutproduktion zu ermöglichen18. Nach dem Entfernen des Wurzelsystems zur Nematodenbewertung wird der vegetative Trieb in Blumenerde gepflanzt, damit das Wurzelsystem nachwachsen kann. Diese Methode hat breite Anwendungen für die meisten R. reniformis Screening-Protokolle. Eine einfache und schnelle Methode der vegetativen Vermehrung ist von entscheidender Bedeutung für die Züchtung R. reniformis resistente Hochland-Baumwollsorten, bei denen die Rückgewinnung der Nachkommenschaft erforderlich ist, um resistente Genotypen auf die nächste Generation zu bringen.
Für das großflächige Screening von Baumwollgenotypen auf Reniformnematodenresistenz wird ein Protokoll vorgelegt. Ziel ist es, eine einfache und schnelle zerstörungsfreie Screening-Methode zur Bewertung von Baumwollzuchtpopulationen auf Nematodenresistenz zu entwickeln, um bei der Züchtung resistenter Hochland-Baumwollsorten zu helfen. Mit diesem Protokoll werden die Daten in der Regel innerhalb von 35 Tagen gewonnen, wobei mehr als 300 Genotypen in einem einzigen Experiment ausgewertet werden. Die Daten werden für resistente und anfällige Genotypen dargestellt, um die mit diesen Methoden häufig beobachtete Variation zu veranschaulichen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:928px;" width="928">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">Ray Leach Cone-tainer</td>
			<td style="width:155px;">Stuewe and Sons Inc.</td>
			<td style="width:155px;">SC10U</td>
			<td style="width:252px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">Cone-tainer tray</td>
			<td>Stuewe and Sons Inc.</td>
			<td style="width:155px;">RL98</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">Sand</td>
			<td style="width:155px;">various</td>
			<td style="width:155px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">Cotton balls</td>
			<td style="width:155px;">various</td>
			<td style="width:155px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">Pylon 4 inch plant labels (4 in L x 5/8 in W)</td>
			<td style="width:155px;">Pylon Platics</td>
			<td style="width:155px;">L-4-W</td>
			<td>Any brand or vendor is acceptible.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">4 oz. specimen containers</td>
			<td style="width:155px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:155px;">16-320-731</td>
			<td>Any brand or vendor is acceptible.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">Red food coloring</td>
			<td style="width:155px;">McCormick &#38; Co., Inc.</td>
			<td style="width:155px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">1 mL Pipet tips</td>
			<td style="width:155px;">various</td>
			<td style="width:155px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">10 L container</td>
			<td style="width:155px;">various</td>
			<td style="width:155px;"></td>
			<td>Inexpensive buckets work well.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">6 L pots</td>
			<td>Nursery Supplies Inc.</td>
			<td>Poly-Tainer-Can No2A</td>
			<td>Any brand or vendor is acceptible. Different size pots can be used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">Potting media</td>
			<td>Sun Gro Horticulture</td>
			<td>Metro-Mix 360</td>
			<td>Any brand or vendor is acceptible.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">Fertilizer</td>
			<td>Everris NA Inc.</td>
			<td>Osmocote Plus</td>
			<td>Any brand or vendor is acceptible.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Plastic container (73.6 cm L x 45.7 cm W x 15.2 cm D)</td>
			<td style="width:155px;">Rubbermaid</td>
			<td style="width:155px;">3O29&#160;</td>
			<td>Any brand or vendor is acceptible.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

screening cotton genotypes for reniform nematode resistance

Ein schnelles zerstörungsfreies Reniformnematode (Rotylenchulus reniformis) Screening-Protokoll ist für die Entwicklung von resistenten Baumwolle (Gossypium hirsutum) Sorten erforderlich, um das Nematodenmanagement zu verbessern. Die meisten Protokolle beinhalten die Extraktion von vermiformen Nematoden oder Eiern aus dem Baumwollwurzelsystem oder Blumenerde, um die Populationsdichte oder Fortpflanzungsrate zu bestimmen. Diese Ansätze sind in der Regel zeitaufwändig, wobei eine kleine Anzahl von Genotypen bewertet wird. Hier wird ein alternativer Ansatz beschrieben, bei dem das Wurzelsystem visuell auf Eine Nematodeninfektion untersucht wird. Das Protokoll beinhaltet die Impfung von Baumwollsämling 7 Tage nach der Pflanzung mit vermiformenen Nematoden und die Bestimmung der Anzahl der Weibchen, die 28 Tage nach der Impfung am Wurzelsystem befestigt sind. Die Daten werden ausgedrückt als die Anzahl der Weibchen pro Gramm frischer Wurzelgewichte, um sich an die Variation des Wurzelwachstums anzupassen. Das Protokoll bietet eine ausgezeichnete Methode zur Bewertung der Wirtspflanzenresistenz im Zusammenhang mit der Fähigkeit des Nematoden, eine Infektionsstelle zu etablieren; Resistenzen, die die Nematodenreproduktion behindern, werden jedoch nicht beurteilt. Wie bei anderen Screening-Protokollen wird häufig Variation bei Nematodeninfektionen zwischen einzelnen Genotypen innerhalb und zwischen Experimenten beobachtet. Die Daten werden dargestellt, um den Variationsumfang zu veranschaulichen, der mit dem Protokoll beobachtet wurde. Um diese Variation anzupassen, werden Kontrollgenotypen in Experimente einbezogen. Dennoch bietet das Protokoll eine einfache und schnelle Methode zur Bewertung der Wirtspflanzenresistenz. Das Protokoll wurde erfolgreich verwendet, um resistente Beitritte aus dem Gzu identifizieren. Arboreum-Keimplasma-Sammlung und bewerten Segregierenpopulationen von mehr als 300 Individuen, um die Genetik der Resistenz zu bestimmen. Es wurde auch eine vegetative Vermehrungsmethode zur Rückgewinnung von Pflanzen für die Resistenzzüchtung entwickelt. Nach der Entfernung des Wurzelsystems zur Nematodenauswertung wird der vegetative Trieb nachgepflanzt, um die Entwicklung eines neuen Wurzelsystems zu ermöglichen. Mehr als 95% der Triebe entwickeln in der Regel ein neues Wurzelsystem mit Pflanzen, die reife reife werden.

Rotylenchulus reniformis Infektion des Wurzelsystems für zwei Sorten ist in Abbildung 1dargestellt. Relativ weniger weibliche reniforme Nematoden sind in der Lage, eine Futterstelle für den resistenten Baumwollgenotyp im Vergleich zum anfälligen Genotyp zu etablieren. Unterschiede im Wurzelwachstum sind zwischen den Beitritten üblich, wie in Abbildung 2dargestellt. Diese Variation, gemessen am frischwurzelgewichtigen...

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Screening Cotton Genotypes for Reniform Nematode Resistance

Screening Cotton Genotypes auf Reniform Nematode Resistenz

Hier wird ein Protokoll für das schnelle zerstörungsfreie Screening von Baumwollgenotypen auf reniforme Nematodenresistenz vorgelegt. Das Protokoll beinhaltet die visuelle Untersuchung der Wurzeln von nematodeninfizierten Baumwollsämlingen, um die Infektionsreaktion zu bestimmen. Der vegetative Trieb aus jeder Pflanze wird dann vermehrt, um Pflanzen für die Saatgutproduktion zurückzugewinnen.

A rapid non-destructive reniform nematode (Rotylenchulus reniformis) screening protocol is needed for the development of resistant cotton (Gossypium ...

Diese Methode könnte bei der Entwicklung von reniformnematodenresistenten Baumwollsorten helfen. Durch die Identifizierung resistenter Genotypen aus anderen Baumwollarten und die Bewertung von Zuchtpopulationen. Der Hauptvorteil dieser Technik ist, dass sie eine einfache und zerstörungsfreie Methode für reniforme Nematoden-Screening bietet.Beginnen Sie, indem Sie eine Kugel Baumwolle in den Boden von einem vier Zentimeter Durchmesser, 21 Mittelhöhe konischen Kunststofftopf pro Samen. Und füllen Sie die Töpfe mit Dampf pasteurisierte Bodenmischung bis etwa zwei Zentimeter von der Oberseite des Topfes. Legen Sie einen Plastikpfahl in jeden Topf, der den zu pflanzenden Genotyp bezeichnet, und pflanzen Sie einen Samen des entsprechenden Baumwollgenotyps in jeden Topf.Füllen Sie jeden Topf mit zusätzlichem Boden, um das Saatgut zu bedecken und legen Sie die Töpfe in eine Wachstumskammer auf konstante Temperatur von 28 Grad Celsius mit einer 16 Stunden fluoreszierenden und Glühlampen Fotoperiode eingestellt. Dann legen Sie Wasserstrahler in jeden Topf und verwenden Sie ein automatisches Bewässerungssystem, um die Töpfe zweimal täglich zu wässern. Sieben Tage nach der Pflanzung, erstellen Sie eine kleine Depression im Boden neben jeder Pflanze und fügen Sie einen Milliliter Reniform Nematoden Suspension in jede Depression.Nach der Impfung muss das Topfwasser sorgfältig kontrolliert werden, um zu verhindern, dass die Nematoden aus der Wurzelzone gewaschen werden. 28 Tage nach der Impfung verwenden Sie eine Schere, um die meisten der vollständig erweiterten Blätter aus den Pflanzen zu entfernen, bevor Sie jeden Topf drücken und den Boden in eine Hand schieben, um die Pflanzen zu entfernen. Rühren Sie das Wurzelsystem in Leitungswasser vorsichtig in einem 10-Liter-Behälter, um den Boden von den Wurzeln zu entfernen, gefolgt von einer kurzen Spülung in einem Behälter mit sauberem Leitungswasser.Verwenden Sie eine Schere, um das gereinigte Wurzelsystem aus der Pflanze etwa einen Zentimeter unter der Bodenlinie zu entfernen. Legen Sie die Wurzeln in einen 120 Milliliter nicht sterilen Einweg-Einwegbehälter aus Kunststoff. Als nächstes das Wurzelsystem mit ca. 30 Millilitern roter Lebensmittelfärbelösung vollständig abdecken und den Probenbehälter in einen Mikrowellenherd legen, um die Färbelösung zu erhitzen, bis sie zu kochen beginnt.Wenn die Probe auf Raumtemperatur abgekühlt ist, ersetzen Sie die rote Lebensmittelfärbungslösung durch 100 Milliliter Leitungswasser, um überschüssige Flecken zu entfernen. Legen Sie dann die Abdeckung auf den Probenbehälter und lagern Sie die Probe bei vier Grad Celsius bis zur Wurzelinfektionsanalyse. Um die Pflanzen für die Samenproduktion zu bergen, legen Sie eine Kugel Baumwolle in den Boden eines neuen konischen Plastiktopfes und füllen Sie den Topf teilweise mit Torfmoos-Topfmedium.Legen Sie ein Wurzelsystem geerntet vegetative Trieb in den Topf und fest Topfmedium hinzufügen, um den Topf zu füllen. Legen Sie einen neuen beschrifteten Kunststoffpfahl in jeden Topf, um den Baumwollgenotyp zu bezeichnen und legen Sie das Tablett der Töpfe in einen Plastikbehälter mit Wasser. Gießen Sie die Pflanzen kurz, um das Topfmedium zu befeuchten und legen Sie die Töpfe in eine Wachstumskammer, die auf eine konstante Temperatur von 28 Grad Celsius und eine 16-stündige Fotoperiode eingestellt ist.Nach ca. 30 Tagen teilweise einen Sechsliter-Kunststofftopf pro Pflanze mit Topfmedium füllen. Übertragen Sie jede Pflanze in einen Sechs-Liter-Topf, wobei Sie jedem Topf, wenn jeder Sämling gepflanzt wird, fest Daseintopfmedium hinzufügen. Dann legen Sie die Pflanzen in einem Glashaus und fügen Sie Wasser, um das Topfmedium zu befeuchten.Um die R.reniformis-Wurzelinfektion zu bewerten, entfernen Sie eine Wurzelprobe aus dem Probenbehälter. Verwenden Sie ein Stereomikroskop, um die Anzahl der weiblichen Nematoden zu zählen, die an das Wurzelsystem unter der 20-fachen Vergrößerung angebracht sind. Eine erfolgreiche Infektion des Nematodenwurzelsystems kann durch mehrere Faktoren beeinflusst werden, einschließlich der Lebensfähigkeit des Nematoden, das für die Impfung und saisonale Variation verwendet wird, da die Nematoden in den Wintermonaten weniger aktiv sind.Legen Sie dann das Wurzelsystem für ca. 10 Minuten auf Papiertücher, um die überschüssige Feuchtigkeit zu entfernen. Wiegen Sie das Wurzelsystem, um das frische Wurzelgewicht zu bestimmen. Abweichungen im Wurzelwachstum sind zwischen den Exzisionen häufig.Diese Schwankungen, gemessen am frischen Wurzelgewicht, können auch zwischen Pflanzen desselben Genotyps beobachtet werden. Relativ weniger weibliche reniforme Nematoden sind in der Lage, eine Futterstelle für den resistenten Baumwollgenotyp im Vergleich zum anfälligen Genotyp zu etablieren. Die Daten über das frische Wurzelgewicht können verwendet werden, um die Anzahl der weiblichen reniforme Nematoden pro Gramm Wurzelgewebe für jeden Genotyp zu berechnen.Die Anzahl der weiblichen reniformen Nematoden pro Gramm Wurzel für resistente Genotypen ist im Allgemeinen kleiner als 10, während anfällige Genotypen in der Regel mehr als 30 Nematoden pro Gramm Wurzel aufweisen. Hier wird eine Teilmenge der Daten aus einer segregierenden F2-Population gezeigt, die 300 Pflanzen umfasste. Diese Variationsbereiche für Wurzelwachstum und Nematodeninfektion der Wurzelsysteme werden häufig bei Nematodenbewertungen beobachtet, was die Fähigkeit dieses Verfahrens veranschaulicht, eine große Anzahl von Pflanzen in einem einzigen Experiment zu untersuchen, diese Variation zu minimieren und eine genaue Beurteilung der Genetik des Widerstands zu ermöglichen.Nach diesem Verfahren kann die Genetik der reniformen Nematodenresistenz bestimmt werden, um die DNA-Marker zu identifizieren, die mit dem Widerstand verbunden sind. Diese Marker können dann für die markerunterstützte Züchtung und für die Übertragung der Nematodenresistenz auf Hochlandbaumwolle verwendet werden. Nach ihrer Entwicklung bot diese Technik eine zerstörungsfreie Methode, die es Forschern ermöglichte, Pflanzen nach dem Nematoden-Rescreening zurückzugewinnen, um bei der Züchtung resistenter Baumwollsorten zu helfen.

Research

JoVE Journal

Genetics

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Forschung

Genetik

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