Name: reproductive techniques for ovarian monitoring and control in amphibians
Uploaded: 2019-05-12T12:30:00
Duration: 4 min 37 s
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Natalie Calatayud dankt Dr. Barbara Durrant für die Ausbildung und Unterstützung beim Ultraschall und bei Exploradora de Immuebles, S.A. (EISA) für die finanzielle Unterstützung meiner wissenschaftlichen Mitarbeiterstelle bei der SDZG. Vielen Dank an Dr. Kylie Cane für Kommentare zum Manuskript sowie an die offiziellen Rezensenten (wer auch immer sie sein mögen). Unser Dank gilt Jonathan Dain für die Bereitstellung von Fotos ( Abbildung1A, B). Monica Stoops würdigt den Association of Zoos and Aquariums Conservation Endowment Fund und den Disney Worldwide Conservation Fund für die finanzielle Unterstützung bei der Gründung der gefangenen Necturus-Population. Darüber hinaus wurde die Unterstützung auch durch private Spenden von Derahibienanwältin Iris de la Motte erhalten. Dank, wird Herrn Christopher DeChant und Dr. Mark Campbell für ihren bedeutenden Beitrag zur Forschung gegeben.

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Direkte Handhabung, visuelle Beobachtung und morphometrische Maßnahmen bieten nicht-invasive Techniken und sind die ersten Bewertungskriterien zur Bestimmung des weiblichen Fortpflanzungsstadiums. Diese Studie zeigt jedoch, dass gravid Eierstöcke nicht immer zuverlässig durch Palpation identifiziert werden können. Je nach Art können Gravid-Eierstöcke manchmal visuell durch halbtransluzente (Abbildung 13A, B) oder vollständig transluzente Haut auf der ventralen Seite des Tieres ( Abbildung 13C ) erkannt werden ( Abbildung13C). Weibchen, die oviposition abgeschlossen haben, können offensichtliche Veränderungen ihres Aussehens im Vergleich zu gravid Weibchen zeigen (z. B. lose Haut und Verlust von bis zu 30% ihrer Körpermasse, Abbildung 13D). Während der Zucht zeigen Männchen und Weibchen bestimmte Verhaltensweisen, die Informationen über die Nähe zum Eisprung und die Eisprungposition liefern. Im Fall von R. muscosa Hinweise darauf, dass ein Weibchen in der Nähe von Eileiter n. Chr. beginnt mit dem Weiblichen in Handhaltung.
Die Anwendung der Ultraschalltechnologie auf Anurans und Caudates ermöglicht die Diagnose des Vorhandenseins oder Fehlens von Eiern und ob die Oviposition mit einer vollständigen oder teilweisen Freisetzung von entwickelten Eiern verbunden war. Somit bietet diese Methode eine vollständigere und genauere Bewertung des Fortpflanzungsstatus, ohne sich auf die Bestimmung des Gravid/Nicht-Gravid-Status durch eine Visualisierungstechnik zu beschränken, die durch die Transparenz der Bauchhaut oder die epidermale Konsistenz unter den die verschiedenen Amphibienarten. Ultraschall kann mit relativer Leichtigkeit und mit wenig Stress für die Tiere durchgeführt werden (Abbildung 5 und Abbildung 13) und kann verwendet werden, um Fortpflanzungszyklen zu charakterisieren und den Fortpflanzungsstatus 4 zu bestimmen. Es ist wichtig, sich mit der Art vertraut zu machen; Diese Studie zeigte jedoch, dass Necturus und R. muscosa gemeinsame Entwicklungssymptome in ihren Fortpflanzungsmustern aufweisen, was eine ähnliche Klassifizierung des Fortpflanzungsstadiums ermöglicht (Abbildung 5). Durch diese Technologie gibt es nun Beweise dafür, dass die Eientwicklung in Den gefangenen Necturus und R. muscosa hoch ist und dass beide Arten einem saisonalen Muster folgen. Obwohl die Gründe für diese Phänomene unbekannt sind und weitere Untersuchungen erfordern, ohne den Einsatz von Ultraschall, wären mehrere Bereiche der Eierstockdysfunktion, wie Eiretention und partielle Eibildung, unentdeckt geblieben. Zukünftige Anwendungen dieser Technik werden verwendet, um zu bestimmen, ob Weibchen für die Zucht in einem bestimmten Jahr ausgewählt werden sollten und ob die Oviposition vollständig ist.
Ein Blutentnahmeprotokoll, wie es in R. muscosavorgestellt wird, das sowohl wirksam ist als auch dem Tier minimale Bedrängnis bereitet, ist optimal, um Hormonprofile bei gefangenen und wild gefangenen Anurans zu untersuchen (Calatayud, unveröffentlicht). Bis heute gibt es keine Informationen über die jährlichen Hormonprofile von R. muscosa in Gefangenschaft und daher keine Erkenntnisse darüber, wie Hormone ihre Gesundheit und Fortpflanzung beeinflussen. Darüber hinaus wird das Hormonprofiling eine weitere Methode zur Verfolgung von Eierstockzyklen sein, da es sich bei den Weibchen dieser Art möglicherweise nicht um jährliche Züchter handelt. Zusammen mit Ultraschall kann die Hormonanalyse zu einer besseren Vorhersage führen, was Frauen für die Eileiter bereit sein werden. Darüber hinaus wurden im vergangenen Jahr zwei Fälle von Intersexuellen in der gefangenen R. muscosa-Population dokumentiert. Darüber hinaus wurde die Entwicklung von Daumenpolstern auf einige der älteren Gründungsweibchen festgestellt. Gründe dafür werden derzeit untersucht, aber erste Ergebnisse deuten darauf hin, dass es sich auf Veränderungen des Testosteronspiegels beziehen kann (Calatayud, unveröffentlicht). Die Unterscheidung von hormonellen Zyklen bei Frauen unterschiedlichen Alters wird uns helfen zu verstehen, warum Frauen männlich-assoziierte sekundäre Geschlechtsmerkmale entwickeln können und ob dies in einer alternden Bevölkerung zu erwarten ist.
Exogene Hormontherapie wurde verwendet, um reproduktive Dysfunktionen häufig in gefangenen Amphibien auftreten zu überwinden. Sowohl bei r. muscosa als auch bei necturus wurden in dieser Studie jedoch über einen Zeitraum von 2 bzw. 5 Jahren keine signifikanten Unterschiede in der Eioposition zwischen hormonbehandelten und kontrollierbaren Frauen festgestellt. Dies kann darauf hindeuten, dass Hormon-Verwaltungsprotokoll, Dosen, Grundierung und Hormon-Kombination verwendet war nicht ausreichend für die Art. Eine genauere Analyse der einzelnen weiblichen Fortpflanzungsgeschichten legt nahe, dass R. muscosa möglicherweise keine jährliche Züchtung erfahren, was auch für den Mangel an hormonaler Wirkung bei behandelten Weibchen verantwortlich sein könnte. Da ein bestimmter Prozentsatz der Weibchen die Zucht jedes Jahr konsequent übersprungen hat, kann das Verständnis der Natürlichen Geschichte der Art helfen festzustellen, ob ein Bedarf an exogenen Hormonen besteht und wann sie am effektivsten sein können. Die in diesem Artikel beschriebenen Verfahren können auf eine Reihe von Arten angewendet werden (Tabelle 1) und sind für Anurans zwischen 5 g und 150 g; größere Tiere können unterschiedliche Spritzen und Nadelmessgeräte benötigen. Die Lage der Injektion variiert mit einigen Hormonen, die intramuskuläre, intraperitoneale, subkutane oder intradermale Injektion erfordern (Abbildung 7).
Chirurgie zum Zweck der Ovariektomie ist eine gängige Methode, die in verschiedenen Amphibienarten verwendet wird, um Eizellen für embryologische Studien zu erhalten. Ovariektomie kann auch für die Bevölkerungskontrolle und medizinische Fragen wie Eiretention angezeigt werden. Bei partiellen Eizellen, bei denen die Eizellenernte zu Forschungszwecken durchgeführt wird, muss die Operation sicherstellen, dass das Tier reproduktiv bleibt. Die Verabreichung von PGF2 hat einige Versprechen bei der Lösung der Eiretention bei der weiblichen R. muscosagezeigt. Bei mehreren Personen, PGF2- entlockte vollständige Ablagerung von zuvor zurückgehaltenen Eiern, aber in anderen nur teilweise Ablagerung aufgetreten erfordern manuelle, um alle Eier zu entfernen. Während PGF2' als Alternative zur Operation zur Eiretention in R. muscosadienen kann, erfordert seine Fähigkeit, ähnliche pathologische Erkrankungen bei anderen Amphibien zu beheben, eine artspezifische Validierung. Wenn ein chirurgischer Eingriff für den Anuran- oder Caudate-Patienten vorgeschrieben ist, ist es notwendig, eine angemessene Anästhesieebene sicherzustellen, bevor Schnitte vorgenommen werden. Für die Bewertung und Überwachung der normativen Induktions- und Rückforderungsreaktionen, wie in dieser Studie für jede Taxa beschrieben, sind kluge Beobachtungsfähigkeiten erforderlich. Sobald man mit der spezifischen Anatomie, einem geeigneten chirurgischen Ansatz, Hämostase, sanfter Gewebemanipulation und einem angemessenen postoperativen Management vertraut ist, stellen reproduktive Operationen keine überwältigenden Hindernisse dar.

Amphibien sind seit langem als wichtige biologische und medizinische Modelle durch eine breite Palette von Forschungsdisziplinen anerkannt. Daten, die durch das Studium bestimmter Arten wie Xenopus laevis und X. tropicalis, der Leopardenfrosch (Lithobate (früher Rana) pipiens) und das Axolotl (Ambystoma mexicanum) gewonnen wurden, wurden auf eine Reihe anderer Wirbeltierarten, einschließlich des Menschen. Die Tier-, Haltungs- und assistierten Reproduktionstechniken, die aus der Untersuchung dieser und anderer Amphibien hervorgegangen sind, unterstützen diejenigen, die mit der Entwicklung einer erfolgreichen Pflege, Erhaltung und Nachhaltigkeit seltenerer Populationen in Gefangenschaft beauftragt sind. 1 , 2 , 3 , 4.
Das Interesse für die gleichzeitige Verwendung von in und ex situ naturschutzbasierten Ansätzen zur Umkehrung der Flut des Aussterbens für viele gefährdete Amphibienarten1,2. Dieser Artikel enthält die derzeit verfügbaren Methoden zur Überwachung und Kontrolle der Amphibien-Ovarialfunktion in Modellarten von Anurans und Caudates. Zusätzlich werden bestehende Techniken zur Bekämpfung einer gemeinsamen Reproduktivpathologie der Eiretention vorgestellt.
Wie in vielen taxonomischen Gruppen beinhaltet die amphibische Ovarialkontrolle eine Reihe eng synchronisierter Wechselwirkungen zwischen Umwelt und Physiologie. Temperatur und Photoperiode (bekannt als nahe Signale) werden von Auge und Gehirn entschlüsselt, wo sie schnell in genetische, hormonelle und zirkadiane Prozesse (ultimative Signale)umgewandeltwerden 3,4. Die in diesem Artikel behandelten Methoden zur Überwachung und Kontrolle der Eierstockfunktion umfassen invasive und nicht-invasive Techniken. Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) Forschungs- und Lehranforderungen definieren nicht-invasive Techniken als diejenigen, die minimale bis keine körperlichen Schmerzen oder psychischen Beschwerden verursachen und keine schmerzlindernden Medikamente erfordern5. Nicht-invasive Techniken umfassen hier visuelle Inspektion und Palpation, Verhaltensbeobachtungen, morphometrische Bewertungen und Ultraschall. Im Gegenteil, die Techniken der Blutentnahme, Hormonverabreichung und Chirurgie (Ovariektomie und Entfernung von zurückgehaltenen Eiern) werden als invasiv eingestuft, da sie zu einigen Schmerzen oder Beschwerden führen können und eine Anästhesie oder eine postprozedurale medikamentöse Therapie erfordern.
Nicht-invasive Ovarialüberwachungstechniken können für die meisten in Gefangenschaft gehaltenen Amphibien leicht in die tägliche Pflegeroutine integriert werden. Je nach Art kann die Ovarialgravitation oft durch einfache Sichtprüfung (Glasfrosch) bestimmt werden. In anderen Fällen kann die Palpation darauf hinweisen, ob ein Weibchen gravid ist. Verschiedene Körperzustandsindizes (BCI) wie Gewicht, Schnospe-Urostyle-Länge (SUL), Schnommen-Entlüftungslänge (SVL) und Standard-Massenindex (SMI) stehen zur Vorhersage des Vorhandenseins oder Fehlens von Eiern4,6,7, 8,9. Bei der Interpretation der Ergebnisse sollte jedoch Vorsicht geboten sein, da die meisten Alter, Körperform oder Zusammensetzung (z. B. wasserzurückgehaltenes Wasser im Vergleich zu Eierstockmasse oder Fett) nicht berücksichtigen6. Definitive Reproduktionsdiagnosen können über Ultraschall mit tieferen Kenntnissen über die Eientwicklung und die Inszenierung des Eierstockzyklus erreicht werden4,7. Ultraschall bietet auch ein Mittel, um reproduktive Pathologien und damit verbundene physiologische Bedingungen zu bestätigen und zu überwachen4,8.
Neben der Bereitstellung von Informationen über den Gesundheitszustand, Blutentnahme kann verwendet werden, um Fortpflanzungshormone zu messen. Wenn Hormon-Profiling ist das Endziel, Es ist wichtig, stressbedingte Einflüsse zu vermeiden, die systemische Steroid-Daten verwirren können. Während ein potenziell leistungsfähiges Überwachungsinstrument, Es gibt noch eine Studie, die angeborene endokrinologische Reaktionen auf exogene Hormon-Verabreichung bei jeder Amphibienart zeigt. Blut kann sicher von mehreren Stellen entnommen werden; bei Fröschen umfasst dies die ventrale Bauchvene, lingualen Plexus, Femoral vene und Herz9,10. In Caudates wird Blut aus der ventralen Schwanzvene entnommen. Der Grad der Invasivität, der erforderliche Grad an Zurückhaltung, die Notwendigkeit des Anästhetikums, die Zartheit des angegriffenen Organs und die Größe des Tieres sind Faktoren, die bei der Wahl einer Sammeltechnik für den Amphibienpatienten zu berücksichtigen sind. Dieser Artikel wird die Technik der Blutentnahme aus der Gesichtskiefer oder muskelkultokutanen Vene von Fröschen, wie ursprünglich von Forzan et al. beschrieben.9.
Die Ovariankontrolle ist artspezifisch und als solche sollten Hormonprotokolle getestet und optimiert werden. Abgesehen von der Saisonalität und dem damit verbundenen zirkulierenden Hormonmilieu kann die Kontrolle der Eierstöcke auch eng mit dem Alter, der Zeit in Gefangenschaft und der Exposition gegenüber wiederholter Hormonverabreichung verbunden sein, für die es in der Literatur wenig Informationen gibt11 , 12 , 13. Die Umsetzung von Hormontherapien zur Erzielung von Fortpflanzungsverhalten, Gametenproduktion, Reifung und Eileiter ist zu einem weithin berichteten Ansatz zur Lösung gemeinsamer Fortpflanzungsprobleme im Zusammenhang mit Gefangenschaftgeworden 4, 8,14,15,16. Da die Mechanismen zur Kontrolle der Fortpflanzung bei Wirbeltieren stark konserviert sind, gibt es eine Reihe von Hormonen, Neuropeptide und kommerziell erhältlichen Arzneimitteln, die therapeutisch in anderen taxonomischen Gruppen eingesetzt werden, die auch in einer Reihe von Amphibienarten (Tabelle 1). Gonadotropin-Releasing-Hormon (GnRH) und Humanchoriongonadotropin (hCG) (oder Variationen davon, d.h. PMSG und eCG)17,18, einzeln oder in Kombination, wurden ausgiebig in Amphibien-Gefangenschaft Zuchtprogramme einschließlich: der Southern Rocky Mountain boreal (Anaxyrus boreas boreas)4,19,20; die Kröte, Dusky Gopher Frosch, Rana sevosa (Langhorne et al., unveröffentlicht)7; der Wasserhund der Golfküste, Necturus beyeri20; Wyoming Kröte, Anaxyrus baxteri18; der Stierfrosch, Rana catesbiana21; die amerikanische Kröte, Anaxyrus americanus22; der Grasfrosch, Lymnodyaster tasmaniensis23; der Coqui, Eleutherodactylus coqui24; Xenopus, Xenopus laevis25; die Gunther-Kröte, Pseduophryne guentheri26; der Nördliche Leopardenfrosch, Lithobates pipiens; der argentinische Hornfrosch, Ceratophrys verziert; der Cranwell-Hornfrosch C. cranwelli; der amerikanische Bodenfrosch, Odontophrynus americanus27; und der Feuersalamander (Salamandra)228. Steroidhormone, wie Progesteron (P4), sind weniger häufig berichtet, aber haben eine gute Wirksamkeit bei der Bildung von Eisprung und Oviposition bei einigen Arten von Anurans16,18,29gezeigt. Prostaglandine (insbesondere Prostaglandin 2-alpha (PGF2)sind am Eisprung zusammen mit Kortikosteroiden30,31,32,34 beteiligt und erreichen hohe die Eisprungphase31.
In In-vitro-Studien ist PGF2a ein potenter Induktor des Eisprungs31, während es in vivo oviposition von zurückgehaltenen Eiern in Rana muscosa4,30,32induzieren kann. Hypophysenextrakte sind auch wirksame Induktoren des Eisprungs15,16,34; Bedenken im Zusammenhang mit der Biosicherheit und dem Potenzial für die Übertragung von Krankheiten sind jedoch oft eine Abschreckung für Zuchtkolonien in Gefangenschaft, wenn sie diesen Ansatz in Betracht ziehen35.
Der letzte Abschnitt dieses Artikels beschreibt chirurgische Verfahren und bietet alternative Ansätze, um Eierstockstudien oder Hilfe bei der Lösung reproduktiver Pathologien zu erweitern. Ovariektomien werden am häufigsten in Amphibien durchgeführt, um Eizellen für die embryologische Forschung zu erhalten. Jedoch, Es kann auch ein Heilmittel für zurückgehaltene Eier bieten, wenn andere Optionen fehlschlagen. Obwohl dieses Verfahren invasiv ist und eine vollständige Anästhesie und Einschnitte erfordert, um die Eimassen freizulegen, erfordert es keine Euthanasie. Darüber hinaus können Tiere nach partieller Ovariektomie eine vollständige Genesung vornehmen und nach der Operation weiterhin reproduktiv aktiv sein8,36.
Die unten beschriebenen Protokolle beschreiben die invasiven und nicht-invasiven Methoden der Eierstockkontrolle und -überwachung in Anurans und Caudates. Die spezifischen Arten, die ausgewählt wurden, um Techniken in Anurans zu veranschaulichen, sind R. mucosa und X. laevis. Necturus maculosus, N. beyeri, N. alabamensisund A. mexicanum umfassen die Arten, die verwendet werden, um Techniken in Caudates ähnlich zu beschreiben.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>GE logiq Book XP and 8C-RS probe 4e10 MHz GE Medical Systems</td>
			<td>GE medical systems</td>
			<td>GE logiq Book XP</td>
			<td>Ultrasound</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aloka 500 7.5mHz linear or IBEX multi-frequency (10-6mHz) micro-convex</td>
			<td>GE medical systems</td>
			<td>8C-RS (10 MHz)</td>
			<td>Ultrasound probe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD disposable U-100 insulin syringe (28-29 G needle)</td>
			<td>Mettler Electronics Corp CA</td>
			<td>Sonigel</td>
			<td>Ultrasound gel (water soluble, salt-free)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hormone</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gonadotropin releasing hormone</td>
			<td>BACHEM</td>
			<td>4012028</td>
			<td>synonym: [Des-Gly10, D-Ala6, Pro-NHEt9]-GnRH acetate 
			abbreviation: GnRH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lutenizing hormone releasing hormone</td>
			<td>BACHEM, Sigma-Aldrich</td>
			<td>4033013;&#160;&#160;&#160;&#160; L1898</td>
			<td>synonym: Pyr-His-Trp-Ser-Tyr-Gly-Leu-Arg-Pro-Gly-NH2 acetate salt; 
			[D-Ala6}-LHRH acetate salt hydrate 
			abbreviation: LHRH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human chorionic gonadotropin</td>
			<td>BACHEM, Sigma-Aldrich</td>
			<td>4030270, 4018894; C1063, CG5, CG10</td>
			<td>synonym: Chorionic gonadotropin-&#946; (109-145)(109-119); Choriogonin, HCG (2,500IU, 5,000IU, 10,000IU) 
			abbreviation: hCG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prostaglandin 2&#945;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P40424;</td>
			<td>synonym: (5Z,9&#945;,11&#945;,13E,15S)-9,11,15-Trihydroxyprosta-5,13-dienoic acid tris salt, PGF2&#945;&#8722;Tris; 
			abbreviation: PGF2&#945;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Follicle-stimulating hormone</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F4021, F8174</td>
			<td>synonym: porcine, sheep 
			abbreviation: FSH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Progesterone</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>46665;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; P7556</td>
			<td>synonym: Vetranal; P4 water soluble 
			abbreviation: P4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pituitary extract</td>
			<td>na</td>
			<td></td>
			<td>synonym: Check papers for amphibian species derivation 
			abbreviation: PE</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pregnant Mare Serum Gonadotropin</td>
			<td>Prospec;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Lee Biosolutions; Sigma-Aldrich</td>
			<td>HOR-272;&#160;&#160;&#160; 493-10; 9002-70-4</td>
			<td>synonym: Pregnant Mare Serum Gonadotropin 
			abbreviation: PMSG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metaclopromide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M0763</td>
			<td>synonym: 4-Amino-5-chloro-N-[2-(diethylamino)ethyl]-2-methoxybenzamide, Methoxychloroprocainamide 
			abbreviation: MET</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lucrin</td>
			<td>BACHEM; Sigma-Aldrich</td>
			<td>4033014;&#160;&#160; L0399</td>
			<td>synonym: Leuprorelin acetate 
			abbreviation: Lucrin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lutalyse</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td></td>
			<td>synonym: PGF2&#945; - Dinoprost tromethamine 
			abbreviation: Lut</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pimozide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P1793</td>
			<td>synonym: 1-[1-[4,4-bis(4-Fluorophenyl)butyl]-4-piperidinyl]-1,3-dihydro-2H-benzimidazol-2-one 
			abbreviation: PZ</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amphiplex</td>
			<td>see above</td>
			<td></td>
			<td>synonym: Gonadotropin releasing hormone + metoclopramide 
			abbreviation: GnRH + MET</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ovopel</td>
			<td>Ovopel</td>
			<td>na</td>
			<td>synonym: GnRHa + dopamine receptor antagonist (administered 1 pellet/ kg) 
			abbreviation: Ovo</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ovaprim</td>
			<td>Pentair aquatic eco-systems</td>
			<td>Ova10</td>
			<td>synonym: Salmon gonadotropin + domperidone 
			abbreviation: Ova</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Domperidone</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D122</td>
			<td>synonym: 4-(5-Chloro-2-oxo-1-benzimidazolinyl)-1-[3-(2-oxobenzimidazolinyl)propyl]piperidine 
			abbreviation: DOM</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

reproductive techniques for ovarian monitoring and control in amphibians

Die Kontrolle und Überwachung von Eierstöcken bei Amphibien erfordert einen facettenreichen Ansatz. Es gibt mehrere Anwendungen, die erfolgreich Reproduktivverhalten und den Erwerb von Gameten und Embryonen für physiologische oder molekulare Forschung induzieren können. Amphibien tragen zu einem Viertel zu einem Drittel der Wirbeltierforschung bei, und von Interesse in diesem Zusammenhang ist ihr Beitrag zum Wissen der wissenschaftlichen Gemeinschaft über Fortpflanzungsprozesse und embryologische Entwicklung. Der größte Teil dieses Wissens stammt jedoch von einer kleinen Anzahl von Arten. In jüngster Zeit erforderte die Dezimierung von Amphibien auf der ganzen Welt ein zunehmendes Eingreifen von Naturschützern. Die Rückgewinnungs- und Sicherungskolonien, die weiterhin als Reaktion auf das Aussterberisiko entstehen, machen bestehende Forschungs- und klinische Anwendungen für das Überleben und die Fortpflanzung von Amphibien, die unter menschlicher Obhut gehalten werden, von unschätzbarem Wert. Der Erfolg jeder in Gefangenschaft gehaltenen Population beruht auf ihrer Gesundheit und Fortpflanzung und der Fähigkeit, lebensfähige Nachkommen zu entwickeln, die die unterschiedlichste genetische Darstellung ihrer Art vortragen. Für Forscher und Tierärzte ist daher die Fähigkeit, die Entwicklung und Gesundheit von Eierstöcken zu überwachen und zu kontrollieren, unerlässlich. Der Schwerpunkt dieses Artikels liegt darauf, die verschiedenen assistierten Reproduktionstechniken hervorzuheben, die verwendet werden können, um die Eierstockfunktion bei Amphibien zu überwachen und gegebenenfalls zu kontrollieren. Im Idealfall sollten alle Reproduktiv- und Gesundheitsprobleme durch eine ordnungsgemäße Haltung in Gefangenschaft reduziert werden, aber wie bei jedem Tier sind Fragen der Gesundheit und der Reproduktiven unausweichlich. Nicht-invasive Techniken umfassen Verhaltensbeurteilungen, visuelle Inspektion und Palpation sowie morphometrische Messungen zur Berechnung von Körperzustandsindizes und Ultraschall. Invasive Techniken umfassen hormonelle Injektionen, Blutentnahme, und Chirurgie. Die Kontrolle der Eierstöcke kann je nach Anwendung und Arten von Interesse auf verschiedene Weise ausgeübt werden.

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Reproductive Techniques for Ovarian Monitoring and Control in Amphibians

Das Studium der Amphibienbiologie liefert wertvolle Informationen über die reproduktiven, physiologischen, embryonalen und entwicklungstechnischen Prozesse, die Organismen vieler taxonomischer Gruppen antreiben. Hier stellen wir einen umfassenden Leitfaden zu verschiedenen Methoden vor, mit denen die Kontrolle und Überwachung von Eierstöcken bei Amphibien untersucht werden kann.

Reproduktionstechniken für Diekarianüberwachung und -kontrolle bei Amphibien

Ovarian control and monitoring in amphibians require a multi-faceted approach. There are several applications that can successfully induce reproductive ...

Diese Ovariektomie-Technik verwendet ein wiederverwertbares chirurgisches Verfahren zur Gewinnung von Amphibienoozyten für unsere medizinische Forschung oder eine andere Anwendung zur Überwindung des pathologischen Zustands von zurückgehaltenen Eiern. Es erfordert keine Euthanasie, um Amphibien-Oozyten für Forschungszwecke zu erhalten. Tatsächlich kann das Amphibiensubjekt nach einer partiellen Ovariektomie reproduktiv aktiv nach der Genesung sein.Nach der Bestätigung eines Mangels an Reaktion auf Becken Gliedmaßen Kneif, legen Sie eine anästhesierte weibliche Anuran in einer dorsalen Liegeposition, und verwenden Sie feuchte, sterile Gaze, um das chirurgische Feld mit Povidon-Jod-Lösung für 10 bis 15 Sekunden zu wischen. Legen Sie einen klaren, sterilen Kunststoff-Drap über den operationsischen Bereich und reduzieren Sie die Verdunstung, indem Sie die umgebende Haut feucht halten, bevor Sie eine Nummer 15 oder 11 Skalpellklinge verwenden, um einen 3 Millimeter perimedialen Hautschnitt im mittleren Coelom zwischen den Schultern und der Kloake zu machen. Verwenden Sie Baumwoll-Applikatoren, um lokalisierten Druck auf alle kleinen Gefäße um den Schnitt bei Bedarf anzuwenden, und heben Sie die Bauchmembran für einen aufeinanderfolgenden Membranschnitt.Verwenden Sie Augenlid-Retraktoren, um die ceolomischen Einschnitte zurückzuziehen, und verbrauchen Sie einen Teil der Eimasse, ohne irgendwelche Blutgefäße zu ligieren. Für eine vollständige Ovariektomie, kauterisieren Sie die umgebenden Blutgefäße, und verwenden Sie eine Mono-Filament-Nähte, um die Ceoliotomie Schnitt mit einem unterbrochenen immersten Nahtmuster zu schließen. Verschiedene Amphibienarten, wie diese Necturus und der Glasfrosch, weisen unterschiedliche Hauttransparenz auf und beeinträchtigen die Fähigkeit, ihren Fortpflanzungsstatus transdermal zu visualisieren.Bei einigen Arten können morphologische Unterschiede zwischen Weibchen, die gravid sind, im Vergleich zu kürzlich oviposited Tieren nachgewiesen werden. In diesem Beispiel kann eine weibliche Rana-Muscosa, die sich kürzlich oviposited hat, von einem Gravid-Weibchen durch die Schlaflosigkeit ihrer Haut und ihr dünneres Aussehen unterschieden werden. Die Verhaltensstadien der Eileiter in Rana muscosa umfassen das Umwerben, bei dem ein Männchen aktiv ein Weibchen und Amplexus verfolgt, während dessen die Rana muscosa männlich reitet und fest auf den Rücken des Weibchens kappt.Während amplexus drückt das Männchen das Weibchen in einer weichen Pump-Manier. Weibliche Rana-Muscosa bewegen sich und zeigen intermittierende Handstand-Verhalten, schließlich an Oberflächen gelehnt, auf denen Eier aufgeklebt werden können, während das Männchen ihren Bauch kräftig pumpt. Unmittelbar nach der Eileiterei kehren die weiblichen Eierstöcke in eine Stufe eins zurück.Während dieser Zeit sind Follikel schwer zu visualisieren, wenn Ultraschall durchgeführt wird. Stufe zwei wird durch das Auftreten von echogenen Punkten dargestellt, die über den Eierstock verteilt sind. Stufe drei wird durch das Vorhandensein größerer, runderer echogener Punkte mit dunklen Zentren bestimmt, die auf gejodelte, reife Follikel hinweisen.In dieser repräsentativen vierjährigen Bewertung des gefangenen Weibchens Necturus war die Eientwicklung hoch, aber die Oviposition war nicht gewährleistet. Einige Weibchen mit zurückgehaltenen Eiern, die mit Flüssigkeitszunahme in der Körperhöhle einhergehen, zeigten übermäßigen Umfang und Schwellungen, zusammen mit einigen Anzeichen von geplatzten Blutgefäßen, wie sie in diesen betroffenen Rana und Necturus gezeigt wurden. Obwohl der chirurgische Ansatz für die Verwaltung der Ovarialpathologie verwendet werden kann, kann diese Technik auch in der Gamet- und Nabelforschung beteiligt sein.Nach der Operation kann der Praktizierende zum ersten Protokoll in diesem Manuskript zurückkehren, um die laufende allgemeine Gesundheit des Amphibiensubjekts zu überwachen.

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