Name: reproductive techniques for ovarian monitoring and control in amphibians
Uploaded: 2019-05-12T12:30:00
Duration: 4 min 37 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Reproductive Techniques for Ovarian Monitoring and Control in Amphibians at JoVE.com

Natalie Calatayud ønsker å takke Dr. Barbara Durrant for opplæring og assistanse med ultralyd og til Exploradora de Immuebles, S.A. (EISA) for tildeling av økonomisk støtte til min forsknings førsteamanuensis stilling ved SDZG. Takk til Dr. Kylie Cane for kommentarer på manuskriptet så vel som til den offisielle anmeldere (hvem de kan være). Takk til Jonathan Dain vår 2018 Summer Fellow, San Diego Zoo Institute for Conservation Research for å gi bilder (figur 1a, B). Monica Stoops strekker takknemlighet til Association of zoologiske hager og akvarier Conservation legat fondet og Disney Worldwide Conservation Fund for å gi økonomisk støtte til å etablere den fange Necturus befolkningen. I tillegg støtte ble også mottatt gjennom private donasjoner fra amfibier talsmann MS Iris de la Motte. Takk, er gitt til Mr. Christopher DeChant og Dr. Markus Campbell for deres betydelige bidrag til forskningen.

Salamander prosedyrer ble godkjent av Cincinnati Zoo & botanisk hage (CZBG) institusjonell pleie og bruk Committee (IACUC) protokoller 11-106, 13-110, 14-133, og 15-138. Alle frosk og padde prosedyrer ble godkjent av San Diego Zoo global (SDZG), institusjonell pleie og bruk Committee (IACUC) protokoller: 15-001, 16-005 og 18-003.
Pleie og behandling av dyr ble godkjent av etisk komité av National Museum of Natural History (Paris) (Museum National d'Histoire Naturelle-menangerie du Jardin des Plantes (MNHN)), i samsvar med institusjonelle og nasjonale retningslinjer (Commission de Génie Génétique, Direction Départementale des Services Vétérinaires, EU-direktiv 2010/63/EU, avtale vedtak nr. C75-05-01-2 for den europeiske konvensjonen for virveldyr dyr som brukes til eksperimentell og andre vitenskapelige formål. Alle protokollene som ble brukt i denne studien ble godkjent under referansenummeret 68-037.
1. ikke-invasiv eggstokkene overvåking teknikker
<ol><li>Visuell inspeksjon og palpasjon<ol>
<li>Hold den kvinnelige Anuran på en av de tre måtene som er beskrevet nedenfor.<ol>
<li>Sikre frosken eller padde beina med ringen og lillefingeren, støtter rygg side (buk) av frosken kropp med indeksen og langfinger og ventrale side med tommelen (figur 1a).</li>
			<li>Hold frosken eller padde i den dominerende hånd med tommelen på magen og resten av fingrene sikring baksiden av dyret. Bruke den ikke-dominerende hånden til å palpate dyrets mage, føler hvis det er subdermal Teksturdybde (figur 1B).</li>
			<li>Hvil frosken eller padde magen på håndflaten av hånden, foran armene drapert over pekefingeren og en tommel på øvre del av ryggen.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Siden Caudates er helt akvatiske i naturen, utføre visuell inspeksjon av en av to metoder som er beskrevet nedenfor.<ol>
<li>Flytt dyret til en separat 4 L beholder som inneholder tank vann. Hold beholderen (lokket sikret) opp og skinne lommelykt på undersiden for å visualisere tilstedeværelse/fravær av egg.</li>
			<li>Bedøve i MS222 (0,5 g/L; Tricaine methanesulfonate, bufret med 0,5 M NaHCO3). Etter induksjon, rotere dyr på ryggen og undersøke magen.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Morphometric vurderinger<ol>
<li>Anurans Merk: anestesi er ikke nødvendig.<ol>
<li>Bruke markører, måle dyret fra spissen av munnen, langs midten av kroppen til spissen av halen for å få SUL og SVL (figur 2a, B).</li>
			<li>Tare en plastbeholder på en digital presisjons skala. Plasser dyret i en taraveies beholder og veie (figur 2C).</li>
			<li>For større dyr, som Bullfrogs, eller ved innhenting av vekter i felten, bruk en hengende skala (figur 2D).</li>
			<li>Som i mange anuran arter, skille R. muscosa voksne kvinner fra menn av deres større størrelse og mangelen på bryllups (tommel) pads på hendene (Figur 3).</li>
			<li>Beregn kroppen tilstand, som en grunnleggende vurdering av generelle helse ved følgende formel: Fulton ' s index: K = masse ÷ lengde3 Merk: Fulton ' s index bruker en dimensjonal balanse mellom volum relatert til masse og lengde der 3 er skalering eksponent som relaterer masse og lengde isometrically.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Caudates<ol>
<li>Tare skala med en tom veske før du plasserer det ikke-anesthetized dyret inni. Ta vare å ikke innføre overflødig vann (figur 2D) og handle raskt som dyr skiller Slim som et stress Svar å være behersket.</li>
			<li>Få voksen tiltak ved å immobilizing individer i en rett posisjon på bunnen av en re-sealable plastpose eller i en egen plastbeholder som kan romme utvidet markører.</li>
			<li>Mål kroppens lengde med markører (figur 2e).</li>
			<li>Mål nucleus caudatus fra tuppen av snute til tuppen av halen (SVL) for å overvåke vekst.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Atferdsmessige observasjoner<ol>
<li>Fysisk observere dyr i sanntid, eller bruke et videokamera til posten oppførsel.</li>
		<li>Record observasjoner av dyr kategorisere atferd og konstruere en ethogram (Figur 4).</li>
		<li>Klassifisere reproduksjons atferd Merk: Figur 4 illustrerer en type reproduksjons atferd observert i anurans.</li>
	</ol></li>
	<li>Ultralyd Merk: ultralyd svingeren av valget, i dette tilfellet, 7,5 mHz lineær eller en multi-frekvens (10-6 mHz) mikro-konveks, er anbefalt for Necturus og en 10 MHz sonde og vannløselige, salt-fri gel for R. muscosa. Å utføre ultralyd på salamandere kan kreve anestesi (se avsnitt 1,5 for instruksjoner).<ol>
<li>Anurans<ol>
<li>Utfør ultralyd på R. muscosa med to personer (figur 5a).</li>
			<li>Første person: Hold dyret med den dominerende hånden og anvende vannløselige, salt fri gel til dyrets mage.</li>
			<li>Andre person (Ultra-sonograf): ta 10 MHz sonde i den dominerende hånden og bruke den til magen og pass på å gjøre god kontakt mellom sonden og gel.</li>
			<li>Skyv innover fra rett underarm gropen mot midten av dyrets abdominal midtlinjen for å visualisere hele eggstokken.</li>
			<li>Ultra-sonograf: Bruk ikke-dominerende hånd å fryse ramme og fange de ønskede bildene på ultralyd.</li>
			<li>Kategorisere stadiet av eggstokkene syklus av gradering systemet etablert for slekten4 (tabell 2, figur 5B-F).</li>
			<li>Skyll eventuell gel av dyret på slutten av prosedyren.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Caudates<ol>
<li>Overfør ikke-anesthetized Necturus til 4 l rektangulær beholder fylt med 2 liter tank vann.</li>
			<li>Minimer dyret bevegelse ved å slå på rommet lysene av og/eller kopp en hånd over hodet på dyret.</li>
			<li>Plasser svingeren i en avstand på 1-2 cm fra kropps veggen.</li>
			<li>Finn hjertet på ventrale midtlinjen nivå til forelimbs og deretter flytte svinger distally og undersøke eggstokkene vev7.</li>
			<li>Kategorisere kvinner i henhold til gradering system etablert for slekten4 (figur 6a, B, C).</li>
			<li>Oppnå nøyaktige målinger av egg på midten til sen-gravid scenen ved å ta bilder når dyrets kropp er i en vinkel til svingeren (dvs. ikke lineær, men svak bue; Figur 6b). Ellers, overlappende sekker gjør det vanskelig å differensiere individuelle egg størrelse.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Bedøvelse induksjon og utvinning<ol>
<li>Anurans<ol>
<li>Bedøve i MS222 (0,5 g/L; Tricaine methanesulfonate bufret (0,5 M NaHCO3) som beskrevet tidligere.</li>
			<li>Bruk rettende refleks som en primær indikator på i hvilken grad dyret har blitt anesthetized. Fullstendig tap av refleks demonstrerer en tilstand av dyp anestesi.</li>
			<li>Fjern dyret fra vann-bad-basert anestesi (MS-222) når rettende refleks er tapt.</li>
			<li>Plasser dyret på en våt (med bedøvelse-fri de-klor vann) håndkle.</li>
			<li>Sørg for å holde dyret fuktig under hele kirurgisk prosedyre.</li>
			<li>Intubere små amfibier med rød gummi katetre, uncuffed rør eller klassiske håndjern endotrakeal rør uten å blåse opp mansjetten.</li>
			<li>Gi en lav strøm av oksygen (0,5-0,75 L/min) med 0,5-1% isoflurane.</li>
			<li>Stopp isoflurane etter inngrepet, men hold flyten av oksygen i 1 minutt.</li>
			<li>Ekstubere dyret og skyll dyret grundig med anestesi fritt dechlorinated vann i 2 minutter.</li>
			<li>Sett dyret i en grunne mengde av de-klor vann eller på et vått håndkle.</li>
			<li>Evaluer dyrets oppsving ved å dra forsiktig i et bakben til forlenge. Enhver reagerer sammentrekning av lem indikerer abstinens refleks.</li>
			<li>Monitor andre indikatorer for utvinning som Gular respirations (hals bevegelse) og rettende refleks.</li>
			<li>Tenk amfibier utvinnes når alle reflekser har returnert, og hjerte og åndedrett priser har vendt tilbake til pre-anestesi verdier.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Caudates<ol>
<li>Bedøve Necturus og Ambystoma i MS222 (0,5 g/L av Tricaine methanesulfonate, bufret med 0,5 M NaHCO3, (MS222) i en 4 L rektangulær tank.</li>
			<li>Plasser en luft stein (1 tomme) og luft pumpe inn i tanken og slå den på en konstant flyt for å gi tilstrekkelig oksygenering.</li>
			<li>Når lem funksjon og rettende refleks er tapt, fjerne dyret fra vann-bad-basert anestesi (MS-222) og sette dyret på en våt (med bedøvelse-fri de-klor vann) håndkle.</li>
			<li>Oppretthold hud og Gill fuktighet med en klem flaske tank vann.</li>
			<li>For å gjenopprette dyret, forsiktig plassere den ventrale side ned i en 4 L plastbeholder fylt med 2 L av tank vann med en luft stein. Merk: Recovery starter med Gill blinkende, etterfulgt av muligheten til å flytte halen og drive frem og til slutt funksjonell bevegelse av lemmer.</li>
			<li>Tilbake dyret til sin opprinnelige bolig tank og overvåke tett over de neste 24 h. Merk: andre metoder for anestesi for amfibier finnes, og disse er beskrevet i Wright og Whitaker8.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>2. invaderende eggstokkene overvåke og kontrollere teknikker
Merk: denne prosedyren er tilpasset fra Forzán et al.10.
<ol><li>Hold frosken i den dominerende hånden, og DAB tørke den venepunksjon siden av frosken ansikt med en steril tørk eller gasbind.</li>
	<li>Tørk ansiktet for å unngå at blodet sprer over huden for mye.</li>
	<li>Sett inn nålen (26 G 1/2 "og 27 G 1/2"), med skråkanten vendt oppover, gjennom huden der den hevede huden rundt øyet og den øvre kjeve ryggen møtes for å danne et punkt i en trekant (gul kontur) (figur 7a) tilgang til vena facialis nær vena orbitalis bakre.</li>
	<li>Punktering av ansikts vene under høyre øye og over øvre kjeve ryggen, starter mellom 1-2 mm tilbake fra midtlinjen i øyet (figur 7a). Merk: for mindre frosker (under 20 g), Flytt innsettingspunktet nærmere en posisjon rett under midtlinjen av øyet.</li>
	<li>Vinkel microhematocrit røret nedover for å muliggjøre tyngdekraften for å hjelpe blod strømme inn i røret. Blod skal flyte umiddelbart etter punktering (figur 7b, C).</li>
	<li>Ved første tegn på blodstrøm, plasserer spissen av microhematocrit tube på punktering stedet og samle 1-2 full microhematocrit rør av blod og plassere rør i egnede beholdere for innsamling (figur 7b, C).</li>
	<li>Hvis blodet ikke flyter lett, eller volumet er svært lavt, Skift innsetting av nålen litt eller sett nålen inn i den andre siden av ansiktet.</li>
	<li>Stopp blødning ved å trykke gasbind fast til punktering stedet i minst 20 s.</li>
	<li>La frosken ut av vannet i 10 minutter for å bekrefte punktering området ikke gjenåpne.</li>
	<li>Bruk en ny nål og nye microhematocrit rør for hver frosk samplet.</li>
</ol>3. hormon induksjon
<ol><li>Hormon forberedelse<ol>
<li>Forbered hormon injeksjoner umiddelbart før bruk for å sikre maksimal effekt.</li>
		<li>Velg et hormon fra valget oppført i tabell 1.</li>
		<li>Bestem konsentrasjonen av hormonet som skal injiseres ved hjelp av en μL eller mL/g av kroppsvekt16.</li>
		<li>Fortynne hormonet i ett av følgende: vann, fosfat bufret saltoppløsning (PBS), saltvanns amfibier ringer ' s løsning (SARS) eller saltvann.</li>
		<li>Ikke overstige et injeksjonsvolum på 200 μL for frosker som veier 30-70 g og 300 μL for frosker som veier 80-110 g (personlig observasjon)16.</li>
		<li>For korrekt beholdning av en dyr i løpet av hormon administrasjon av alle dyr oppstiller fra 10-100 g, bruk noen av det passende metoder for avholde beskrevet inne avdeling 1,1.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Anurans<ol>
<li>Beregn konsentrasjonen som kreves per individ ved hjelp av et gram per kroppsvekt beregning (g/kroppsvekt).</li>
		<li>Like før administrasjon, Rekonstituer i en steril fortynningsvæske av valget.</li>
		<li>Pass på at det ikke blir bobler igjen i sprøyten før injeksjonen.</li>
		<li>Hold dyret sikkert i den ikke-dominerende hånden og administrer injeksjonen med dominerende hånd.</li>
		<li>Administrere injeksjon i henhold til hormon spesifikasjoner. De vanligste injeksjoner i anurans er sub-hud, intra bukhulen eller intra muskel (Figur 8).</li>
		<li>Administrere IP-injeksjoner i nedre del av magen eller i den nedre delen av rygg siden av kroppen nær bak benet (figur 9).</li>
		<li>Administrere intra-muskuløse injeksjoner fortrinnsvis inn bakbena.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Caudates (Necturus)<ol>
<li>Rekonstituer hormonet av valget i sterilt vann i henhold til gram per kroppsvekt metoden beskrevet ovenfor.</li>
		<li>I tilfelle av Necturus, bruk doser på 1,7-2,3 μg GnRH/g kroppsvekt.</li>
		<li>Fjern Necturus fra anestesi kammeret og plasser på en 45 ° overflate dekket med kirurgisk gardin.</li>
		<li>Plasser dyret med hodet pekende nedover.</li>
		<li>Approach bakre kvadrant i buken (caudal av bakre ben) ved en 15-20 ° vinkel. Pass på at du ikke innfører luft i sprøyten.</li>
		<li>Injisere (IP) ved hjelp av en insulinsprøyte og 27-30 G nål.</li>
		<li>Injiser hormonet ved hjelp av en insulinsprøyte og 27-30 G nål.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. kirurgi
<ol><li>Generell kirurgisk forberedelse og prosedyre<ol>
<li>For å opprettholde aseptisk prosedyrer, bruk klare, sterile plast forheng for å isolere operasjonsstedet. Reduser fordampning ved å holde huden rundt fuktig.</li>
		<li>Fukt alle materialer som vil ta kontakt med dyrets hud med sterilt vann. Gjør huden innsnitt med et nummer 15 eller nummer 11 skalpell blad. Merk: en kombinasjon av kald stål, Radiosurgery eller Diode Laser. Hemostase i mild hemoragisk prosedyre kan oppnås ved electrocauter eller Diode Laser.</li>
		<li>Bruk bomull-tippet spyd eller applikatorer å tillate anvendelse av lokaliserte trykk til små fartøy holde styr på blodtap.</li>
		<li>Bruk bomulls spisser eller applikatorer til å håndtere små trange rom i stedet for vanlige gasbind-firkanter.</li>
		<li>Bruk mikro-instrumenter, som oftalmologisk instrumenter, med fine, små tips, når du utfører kirurgi på dyr ' veiing mindre enn 1 kg.</li>
		<li>Bruk plast, selv beholde sårhaker (f. eks Lone Star retractor) til å passe ulike størrelser av snitt.</li>
		<li>Bruk øyelokk sårhaker for trekke coelomic snitt.</li>
		<li>Bruk forstørrelses instrumentering der det er nødvendig for å utføre kirurgi på mindre pasienter. Merk: analgesi er nødvendig med en kirurgisk prosedyre i amfibier. Unnlatelse av å administrere tilstrekkelig analgesi under operasjonen er forbundet med forsinket retur av normale funksjoner. Videre analgesi potenserer virkningene av anestesimidler (tabell 3)34.</li>
	</ol></li>
	<li>Anurans<ol>
<li>Når X. laevis er anesthetized som beskrevet i trinn 1.5.1, plasser dyret i rygg Recumbency (Figur 10A, C).</li>
		<li>Forbered operasjonsfeltet aseptisk ved å tørke fuktig sterilt gasbind med fortynnet povidon-jod løsning (1/10) på stedet for 10-15 s eller 0,75% klorheksidin løsning på operasjonsstedet i minst 10 min før operasjonen35.</li>
		<li>Lag en 3 mm paramedian hud snitt i midten coelom (mellom skuldrene og cloaca) med et dristig slag forlate et rent snitt ved hjelp av en no. 15 eller no. 11 skalpell. Merk: man kan bruke en Diode Laser også for huden snitt.</li>
		<li>Heve abdominal membran, lage og snitt og analysere nøye ved hjelp av en no. 15 eller no. 11 skalpell. (Figur 10b, D).</li>
		<li>Trekk tilbake coelomic snitt med øyelokk sårhaker (eller passende utstyr).</li>
		<li>Avgiftsdirektoratet en del av egg masse uten ligating noen blodkar.</li>
		<li>For fullstendig ovarieektomi, cauterize rundt blodkar med elektrokautering eller laser diode (Figur 11).</li>
		<li>Ved hjelp av monofilament Sutur, lukke celiotomy snitt med en avbrutt, everting Sutur mønster.</li>
	</ol></li>
	<li>Caudates<ol>
<li>En gang A. mexicanum har blitt anesthetized, Legg den i høyre lateral recumbency, med venstre bekken lem bare plassert mot halen base.</li>
		<li>Forbered operasjonsfeltet aseptisk ved å plassere fuktig sterilt gasbind med fortynnet povidon-jod løsning (1:10) på stedet for 10-15 s. Alternativt, bruk steril gasbind dynket i 0,75% klorheksidin løsning og plasser på operasjonsstedet i minst 10 min før operasjonen (figur 12a)36,37 .</li>
		<li>Tegn en linje mellom skulderen og bakbena for å dele kroppen i tre like deler (figur 12b).</li>
		<li>Gjør snittet området mellom andre og tredjedeler.</li>
		<li>Grip den underliggende muskelen og heve vekk fra coelomic innvollene.</li>
		<li>Forsiktig tvinge små hemostats gjennom coelomic muskulaturen og inn i coelomic hulrom.</li>
		<li>Trekk tilbake coelomic snitt med øyelokk sårhaker (eller passende materiale) (figur 12C).</li>
		<li>For fullstendig ovarieektomi, cauterize omkringliggende blodkar med elektrokautering eller laser diode (figur 12d).</li>
		<li>Ved hjelp av monofilament Sutur, lukke celiotomy snitt med en avbrutt, everting Sutur mønster.</li>
	</ol></li>
</ol>

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Direkte håndtering, visuell observasjon og morphometric tiltak gir ikke-invasiv teknikk og er de første vurderingskriteriene for fastsettelse av kvinnelig reproduktiv scene. Men, denne studien viser at gravid eggstokkene ikke kan alltid være pålitelig identifisert av palpasjon. Avhengig av arten, gravid eggstokkene kan noen ganger være visuelt oppdages gjennom semi-gjennomskinnelig (figur 13a, B) eller helt gjennomsiktig hud på ventrale siden av dyret (figur 13C). Kvinner som har fullført oviposition kan vise åpenbare endringer i sitt utseende i forhold til gravid kvinner (f. eks, løs hud og tap av opptil 30% av sin kroppsmasse, figur 13D). Under avl, menn og kvinner vil vise visse atferd som gir informasjon om nærhet til eggløsning og oviposition. Når det gjelder R. muscosa indikasjoner på at en kvinne er nær oviposition begynne med den kvinnelige inn handstands.
Anvendelsen av ultralydteknologi til anurans og Caudates tillater diagnostisering av tilstedeværelse eller fravær av egg og om oviposition var forbundet med fullstendig eller delvis frigjøring av utviklede egg. Dermed gir denne metoden en mer komplett og nøyaktig vurdering av reproduktive status uten å være begrenset til å bestemme gravid/ikke-gravid status via en visualisering teknikk som varierer etter abdominal huden åpenhet, eller epidermal konsistens blant forskjellige amfibier arter. Ultralyd kan utføres med relativ letthet og med lite stress til dyrene (figur 5 og figur 13) og kan brukes til å karakterisere reproduktive sykluser og å bestemme reproduktive status4. Det er avgjørende å bli kjent med arten; men denne studien viste at Necturus og R. muscosa dele felles utviklingsmessige tegn i sine reproduktive mønstre slik at tilsvarende klassifisering av reproduktive Stadium (figur 5). Gjennom denne teknologien er det nå bevis for at egg utvikling er høy i fange Necturus og R. muscosa og at begge disse artene følger et sesong mønster. Selv om årsakene til disse fenomener er ukjent og krever ytterligere undersøkelse, uten bruk av ultralyd, flere områder av eggstokkene dysfunksjon, slik som egg oppbevaring og delvis oviposition, ville ha gått uoppdaget. Fremtidige søknader til denne teknikken vil bli brukt til å avgjøre om kvinner bør velges for avl i et gitt år og om oviposition er fullført.
En blod samling protokoll, slik som det som presenteres i R. muscosa, som er både effektiv og forårsaker minimal nød til dyret, er optimal å studere hormon profiler i fangenskap og vill-fanget anurans (Calatayud, upublisert). Hittil finnes det ingen informasjon om den årlige hormonet profiler av fange R. muscosa og derfor ingen kunnskap om hvordan hormoner er å påvirke deres helse og reproduksjon. Videre, med bevis for at kvinner av denne arten ikke kan være årlige oppdrettere, hormonell profilering vil være en annen metode for sporing av eggstokkene sykluser. Sammen med ultralyd, hormon analyse kan føre til bedre prediksjon av hva kvinner vil være klar for oviposition. Videre, i det siste året, har to tilfeller av intersex i fange R. muscosa befolkningen er dokumentert. I tillegg har utviklingen av tommelen pads er notert på noen av de eldre grunnleggerne kvinner. Grunner for dette er for tiden under etterforskning, men første resultatene tyder på det kan forholde seg til endringer i testosteron nivåer (Calatayud, upublisert). Kresne hormonelle sykluser i kvinner i ulike aldre vil hjelpe oss å forstå hvorfor kvinner kan utvikle mannlig assosiert sekundære seksuelle egenskaper og om dette er å forvente i en aldrende befolkning.
Eksogene Hormone terapi har blitt brukt til å overvinne reproduktive dysfunksjoner ofte oppstått i fange amfibier. Imidlertid, for begge to R. muscosa og Necturus befolkninger i denne studere, nei vesentlige forskjellene inne oviposition imellom hormon-behandlet og administrere kvinner var oppdaget over en 2 og 5-år periode av tid, respectively. Dette kan tyde på at hormon administrasjon protokollen, doser, grunning og hormon kombinasjonen brukt var ikke tilstrekkelig for arten. Nærmere analyse av individuelle kvinnelige reproduktive historier antyder R. muscosa kan ikke oppleve årlig avl, som også kan gjøre rede for mangelen på hormonell effekt observert i behandlede kvinner. Fordi en viss prosentandel av kvinner konsekvent hoppet avl hvert år, forstå den naturlige historien av arten kan bidra til å avgjøre om det er behov for eksogene hormoner og når de kan være mest effektive. Prosedyrene som er beskrevet i denne artikkelen kan brukes på en rekke arter, (tabell 1) og er for anurans spenner fra 5 g til 150 g; større dyr kan kreve forskjellige sprøyter og nåle målere. Plasseringen av injeksjon varierer med noen hormoner som krever intra-muskuløse, intra-bukhulen, sub-hud eller intradermal injeksjon (figur 7).
Kirurgi i den hensikt å ovarieektomi er en vanlig metode som brukes i ulike amfibier arter å få oocytter for embryological studier. Ovarieektomi kan også være indisert for befolkningskontroll og medisinske spørsmål som egg oppbevaring. I tilfelle av delvis ovariectomies der, oocyte høsting er utført for forskningsformål, må kirurgi sørge for at dyret forblir reproduktive. Administrasjon av PGF2α har vist noen lover å løse egg oppbevaring i kvinnelige R. muscosa. I flere individer, PGF2α elicited fullstendig deponering av tidligere beholdt egg, men i andre bare delvis deponering skjedde krever manuell stripping å fjerne alle eggene. Mens PGF2α kan tjene som et alternativ til kirurgi for egg oppbevaring i R. muscosa, dens evne til å bøte på lignende patologisk forhold i andre amfibier vil kreve Art-spesifikk validering. Når kirurgisk inngrep er mandat for Anuran eller nucleus caudatus pasienten, er det nødvendig å sikre en tilstrekkelig fly av anestesi før snitt er gjort. Gløgg observasjon ferdigheter er nødvendig for å vurdere og overvåke de normative induksjon og utvinning svar som beskrevet i denne studien for hver av de dyr. Når man er kjent med den spesifikke anatomi, en hensiktsmessig kirurgisk tilnærming, hemostase, milde vev manipulasjon og tilstrekkelig postoperativ ledelse, reproduktive operasjoner utgjør ingen overveldende hindringer.

Amfibier har lenge vært anerkjent som viktige biologiske og medisinske modeller av et bredt spekter av forsknings disipliner. Data innhentet ved å studere spesielle arter som Xenopus laevis og X. tropicalis, Leopard frosken (Lithobates (tidligere Rana) Pipiens) og Axolotl (Ambystoma mexicanum) har blitt brukt til en rekke andre virveldyr, inkludert mennesker. Den veterinær, husdyrhold og assistert reproduktive teknikker som har kommet fra å studere disse og andre amfibier gi bistand til de som oppgave med å utvikle vellykket omsorg, vedlikehold og bærekraft av sjeldnere populasjoner i fangenskap 1 den andre , 2 andre priser , 3 andre priser , firetil.
Interessen er økende for samtidig bruk av in og ex situ bevaring-baserte tilnærminger til å reversere tidevannet av utryddelse for mange i fare amfibier arter1,2. Denne artikkelen gir metoder for øyeblikket tilgjengelig for å overvåke og kontrollere amfibier eggstokkene funksjon i modellen arter av anurans og Caudates. I tillegg er eksisterende teknikker for å løse en vanlig reproduktiv patologi av egg oppbevaring presenteres.
Som i mange taksonomisk grupper, amfibier eggstokkene kontroll innebærer en rekke tett synkroniserte interaksjoner mellom miljø og fysiologi. Temperatur og photoperiod (kjent som proximate signaler) dekodes av øyet og hjernen der de omdannes raskt til genetiske, hormonelle og døgn prosesser (ultimate signaler)3,4. Metodene for å overvåke og kontrollere eggstokkene funksjon som dekkes i denne artikkelen inkluderer invasive og ikke-invasiv teknikker. Institusjonelle Animal Care og use Committee (IACUC) forskning og undervisning krav definere ikke-invasiv teknikker som de som vil føre til minimal til ingen fysisk smerte eller mental nød, og krever ingen smertestillende medikamenter5. Her, ikke-invasiv teknikker inkluderer visuell inspeksjon og palpasjon, atferdsmessige observasjoner, morphometric vurderinger og ultralyd. Tvert imot, teknikkene av blod samling, hormon administrasjon og kirurgi (ovarieektomi og fjerning av beholdt egg) er klassifisert som invasiv siden de kan føre til noen smerte eller ubehag og krever anestesi eller post-prosessuelle narkotika terapi.
Ikke-invasiv eggstokkene overvåking teknikker kan enkelt innlemmes i den daglige pleie rutine for de fleste fange amfibier. Avhengig av arten, eggstokkene svangerskap kan ofte bestemmes av enkel visuell inspeksjon (glass frosk). I andre tilfeller kan palpasjon indikere om en kvinne er gravid. Ulike kroppen tilstand indekser (BCI) som vekt, snute urostyle lengde (SUL), snute-vent lengde (SVL) og standard Mass Index (SMI) er tilgjengelig for å forutsi tilstedeværelse eller fravær av egg4,6,7, 8,9. Imidlertid bør forsiktighet tas med tolkningen av resultatene som de fleste ikke vurdere alder, kroppsfasong eller sammensetning (f. eks vann beholdt versus eggstokkene masse eller fett)6. Definitive reproduktive diagnoser kan oppnås via ultralyd med mer inngående kunnskap om egg utvikling og Oppsamling av cyster på fire eggstokkene syklus4,7. Ultralyd gir også et middel for å bekrefte og overvåke reproduktive patologi og tilhørende fysiologiske forhold4,8.
I tillegg til å gi informasjon om helsetilstand, kan blod prøvetaking brukes til å måle reproduktive hormoner. Hvis hormon profilering er det endelige målet, det er viktig å unngå stress-relaterte påvirkninger som kan forvirre systemisk steroid data. Stund en muligheter kraftfull avlytting verktøyet, det er ennå å bli en studere demonstrasjon medfødt endocrinological Svar å eksogene hormon administrasjon dersom noe amfibier art. Blod kan trygt tas fra flere steder; i frosker dette inkluderer ventrale abdominal vene, flerspråklig plexus, lår blodåre og hjerte9,10. I Caudates, blod er samlet fra ventrale halen vene. Graden av invasiveness, mengden av tilbakeholdenhet nødvendig, behovet for bedøvelse, delikatesse av orgelet blir målrettet, og størrelsen på dyret er faktorer som skal vurderes når du velger en samling teknikk for amfibier pasienten. Denne artikkelen vil presentere teknikken av blod samling fra ansikts maksillære eller musculocutaneous vene av frosker som opprinnelig beskrevet av Forzan et al.9.
Eggstokkene kontroll er arter-spesifikke og, som sådan, hormon protokoller bør testes og optimalisert. Annet enn sesongavhengige og tilhørende sirkulerende hormon miljøet, kan eggstokkene kontroll også være tett knyttet til alder, tidsbruk i fangenskap og eksponering for gjentatte Hormone administrasjon, som det er lite informasjon i litteraturen11 , 12 flere , 13. gjennomføringen av Hormone terapi for å lokke fram reproduktive atferd, Kjønnscelle produksjon, modning og oviposition har blitt en utbredt rapportert tilnærming til å løse vanlige reproduktive problemer forbundet med fangenskap4, 8,14,15,16. Fordi mekanismene kontrollerende reproduksjon i virveldyr er svært bevart, er det en rekke hormoner, nevropeptider og kommersielt tilgjengelige legemidler som brukes terapeutisk i andre taksonomisk grupper som også kan brukes pålitelig i en rekke amfibier arter (tabell 1). Gonadotropin-lanserer Hormone (GnRH) og humant gonadotropin (HCG) (eller variasjoner av disse, dvs, PMSG og EKG)17,18, enten individuelt eller i kombinasjon, har blitt brukt mye i amfibier fange avl programmer inkludert: den sørlige Rocky Mountain Boreal (Anaxyrus Boreas Boreas)4,19,20; soppen, Dusky Gopher frosk, Rana sevosa (Langhorne et al., upublisert)7; Gulf kysten Waterdog, Necturus beyeri20; Wyoming padde, Anaxyrus baxteri18; Bullfrog, Rana catesbiana21; den amerikanske padde, Anaxyrus americanus22; gresset frosk, Lymnodyaster tasmaniensis23; Coqui, Eleutherodactylus coqui24; Xenopus, Xenopus laevis25; Gunther ' s toadlet, Pseduophryne guentheri26; den nordlige Leopard frosken, Lithobates Pipiens; den argentinske horn-frosk, Ceratophrys utsmykkede; Cranwell ' s horn-frosk, C. cranwelli; den amerikanske Ground-Frog, Odontophrynus americanus27; og ilden Salamander (Salamandra)228. Steroid hormoner, som progesteron (P4), er mindre vanlig rapportert, men har vist god effekt i fremlokkende eggløsning og oviposition i enkelte arter av anurans16,18,29. Prostaglandiner (spesielt prostaglandin 2-Alpha (PGF2α)) er involvert i ovulation sammen med kortikosteroider30,31,32,34 og nå høye nivåer under ovulatory fase31.
I in vitro studier, er PGF2α en potent induser av ovulation31, mens in vivo det kan indusere oviposition av beholdt egg i Rana muscosa4,30,32. Hypofysen ekstrakter er også effektiv induktorer av eggløsning15,16,34; men bekymringer rundt biosikkerhet og potensialet for sykdoms overføring er ofte en avskrekkende for fanger avl kolonier når du vurderer denne tilnærmingen35.
Den siste delen av denne artikkelen detaljer kirurgiske prosedyrer og gir alternative tilnærminger for å utvide eggstokkene studier eller hjelp med oppløsningen av reproduktive patologi. Ovariectomies er vanligst utført i amfibier for å få oocytter for embryological forskning. Men det kan også gi et middel for beholdt egg når en annen alternativer mislykkes. Selv om denne prosedyren er invasiv, krever full anestesi og snitt for å avdekke egg massene, krever det ikke døds aktiv. Videre, etter delvis ovarieektomi, dyrene kanne lage en i sin helhet det å bli frisk og fortsette å bli reproductively aktiv stolpe-kirurgi8,36.
Protokollene beskrevet nedenfor skisserer invasiv og ikke-invasiv metoder for eggstokkene kontroll og overvåking i anurans og Caudates. Den spesifikke arten valgt å illustrere teknikker i anurans inkluderer R. mucosa og X. laevis. Necturus maculosus, n. beyeri, n. alabamensis, og A. mexicanum omfatter arten som brukes til å beskrive teknikker i Caudates på samme måte.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>GE logiq Book XP and 8C-RS probe 4e10 MHz GE Medical Systems</td>
			<td>GE medical systems</td>
			<td>GE logiq Book XP</td>
			<td>Ultrasound</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aloka 500 7.5mHz linear or IBEX multi-frequency (10-6mHz) micro-convex</td>
			<td>GE medical systems</td>
			<td>8C-RS (10 MHz)</td>
			<td>Ultrasound probe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD disposable U-100 insulin syringe (28-29 G needle)</td>
			<td>Mettler Electronics Corp CA</td>
			<td>Sonigel</td>
			<td>Ultrasound gel (water soluble, salt-free)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hormone</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gonadotropin releasing hormone</td>
			<td>BACHEM</td>
			<td>4012028</td>
			<td>synonym: [Des-Gly10, D-Ala6, Pro-NHEt9]-GnRH acetate 
			abbreviation: GnRH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lutenizing hormone releasing hormone</td>
			<td>BACHEM, Sigma-Aldrich</td>
			<td>4033013;&#160;&#160;&#160;&#160; L1898</td>
			<td>synonym: Pyr-His-Trp-Ser-Tyr-Gly-Leu-Arg-Pro-Gly-NH2 acetate salt; 
			[D-Ala6}-LHRH acetate salt hydrate 
			abbreviation: LHRH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human chorionic gonadotropin</td>
			<td>BACHEM, Sigma-Aldrich</td>
			<td>4030270, 4018894; C1063, CG5, CG10</td>
			<td>synonym: Chorionic gonadotropin-&#946; (109-145)(109-119); Choriogonin, HCG (2,500IU, 5,000IU, 10,000IU) 
			abbreviation: hCG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prostaglandin 2&#945;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P40424;</td>
			<td>synonym: (5Z,9&#945;,11&#945;,13E,15S)-9,11,15-Trihydroxyprosta-5,13-dienoic acid tris salt, PGF2&#945;&#8722;Tris; 
			abbreviation: PGF2&#945;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Follicle-stimulating hormone</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F4021, F8174</td>
			<td>synonym: porcine, sheep 
			abbreviation: FSH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Progesterone</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>46665;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; P7556</td>
			<td>synonym: Vetranal; P4 water soluble 
			abbreviation: P4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pituitary extract</td>
			<td>na</td>
			<td></td>
			<td>synonym: Check papers for amphibian species derivation 
			abbreviation: PE</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pregnant Mare Serum Gonadotropin</td>
			<td>Prospec;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Lee Biosolutions; Sigma-Aldrich</td>
			<td>HOR-272;&#160;&#160;&#160; 493-10; 9002-70-4</td>
			<td>synonym: Pregnant Mare Serum Gonadotropin 
			abbreviation: PMSG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metaclopromide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M0763</td>
			<td>synonym: 4-Amino-5-chloro-N-[2-(diethylamino)ethyl]-2-methoxybenzamide, Methoxychloroprocainamide 
			abbreviation: MET</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lucrin</td>
			<td>BACHEM; Sigma-Aldrich</td>
			<td>4033014;&#160;&#160; L0399</td>
			<td>synonym: Leuprorelin acetate 
			abbreviation: Lucrin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lutalyse</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td></td>
			<td>synonym: PGF2&#945; - Dinoprost tromethamine 
			abbreviation: Lut</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pimozide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P1793</td>
			<td>synonym: 1-[1-[4,4-bis(4-Fluorophenyl)butyl]-4-piperidinyl]-1,3-dihydro-2H-benzimidazol-2-one 
			abbreviation: PZ</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amphiplex</td>
			<td>see above</td>
			<td></td>
			<td>synonym: Gonadotropin releasing hormone + metoclopramide 
			abbreviation: GnRH + MET</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ovopel</td>
			<td>Ovopel</td>
			<td>na</td>
			<td>synonym: GnRHa + dopamine receptor antagonist (administered 1 pellet/ kg) 
			abbreviation: Ovo</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ovaprim</td>
			<td>Pentair aquatic eco-systems</td>
			<td>Ova10</td>
			<td>synonym: Salmon gonadotropin + domperidone 
			abbreviation: Ova</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Domperidone</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D122</td>
			<td>synonym: 4-(5-Chloro-2-oxo-1-benzimidazolinyl)-1-[3-(2-oxobenzimidazolinyl)propyl]piperidine 
			abbreviation: DOM</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

reproductive techniques for ovarian monitoring and control in amphibians

Kontroll og overvåkning av eggstokkene i amfibier krever en mangesidig tilnærming. Det er flere programmer som kan lykkes indusere reproduktiv atferd og oppkjøp av kjønnscellene og embryo for fysiologisk eller molekylær forskning. Amfibier bidrar til en-12:45-tredjedel av virveldyr forskning, og av interesse i denne sammenhengen er deres bidrag til det vitenskapelige samfunnets kunnskap om reproduktive prosesser og embryological utvikling. Imidlertid er det meste av denne kunnskapen avledet fra et lite antall arter. I nyere tid har uttynning av amfibier over hele kloden krevde økende intervensjon av conservationists. Den fange utvinning og forsikring kolonier som fortsetter å dukke opp som svar på utryddelse risikoen gjøre eksisterende forskning og kliniske applikasjoner uvurderlig for overlevelse og reproduksjon av amfibier holdt under menneskelig omsorg. Suksessen til enhver fange befolkning er grunnlagt på sin helse og reproduksjon og evnen til å utvikle levedyktige avkom som viderefører den mest varierte genetiske representasjon av deres arter. For forskere og veterinærer, evnen til å overvåke og kontrollere eggstokkene utvikling og helse er derfor avgjørende. Fokuset i denne artikkelen er å fremheve de ulike assistert reproduktive teknikker som kan brukes til å overvåke og, der det er hensiktsmessig eller nødvendig, kontroll eggstokkene funksjon i amfibier. Ideelt sett bør eventuelle reproduktive og helsemessige problemer reduseres gjennom riktig fange husdyrhold, men som med alle dyr, spørsmål om helse og reproduktive patologi er uunngåelig. Ikke-invasive teknikker inkluderer atferdsdata vurderinger, visuell inspeksjon og palpasjon og morphometric målinger for beregning av kroppens tilstand indekser og ultralyd. Invasive teknikker inkluderer hormonelle injeksjoner, blod prøvetaking, og kirurgi. Eggstokkene kontroll kan utøves på en rekke måter, avhengig av søknaden som kreves og arter av interesse.

Watch this Scientific Journal Video about Reproductive Techniques for Ovarian Monitoring and Control in Amphibians at JoVE.com

Reproductive Techniques for Ovarian Monitoring and Control in Amphibians

Studiet av amfibier biologi gir verdifull informasjon om reproduktive, fysiologiske, embryological og utviklingsmessige prosesser som driver organismer av mange taksonomisk grupper. Her presenterer vi en omfattende guide på ulike metoder som kan brukes til å studere eggstokkene kontroll og overvåking i amfibier.

Reproduktive teknikker for eggstokkene overvåking og kontroll i amfibier

Ovarian control and monitoring in amphibians require a multi-faceted approach. There are several applications that can successfully induce reproductive ...

Denne ovariektomiteknikken benytter en gjenvinnbar kirurgisk prosedyre for å skaffe amfibier oocytter for vår medisinske forskning eller en annen applikasjon for å overvinne den patologiske tilstanden til beholdt egg. Det krever ikke eutanasi for å få amfibier oocytes for forskningsformål. Faktisk, etter en delvis ovariektomi kan amfibieremektet være reproduktivt aktiv etter utvinning.Etter å ha bekreftet mangel på respons på bekkenlemklemmen, plasser en bedøvet kvinnelig anuran i en dorsal liggende stilling, og bruk fuktig, steril gasbind til å tørke det kirurgiske feltet med povidon-jodløsning i 10 til 15 sekunder. Plasser en klar, steril plastgardin over operasjonsområdet og reduser fordampningen ved å holde den omkringliggende huden fuktig, før du bruker et nummer 15 eller 11 skalpellblad for å lage et 3 millimeter perimedisk hud snitt i midten av coelom mellom skuldrene og cloaca. Bruk bomullstippede applikatorer til å bruke lokalisert trykk på noen små kar rundt snittet etter behov, og løft bukmembranen for et påfølgende membran snitt.Bruk øyelokkuttrekkere til å trekke tilbake ceolomic snitt, og avgiftsdirektoratet en del av eggmassen uten ligating noen blodårer. For en fullstendig ovariektomi, cauterize de omkringliggende blodårene, og bruk en mono-filament sutur for å lukke ceoliotomi snitt med en avbrutt everting sutur mønster. Ulike amfibier arter, som disse Necturus og glassfrosken, viser varierende grad av hud åpenhet, påvirker evnen til å visualisere sin reproduktive status transdermally.I noen arter kan morfologiske forskjeller oppdages mellom kvinner som er gravid, versus nylig oviposited dyr. I dette eksemplet kan en kvinnelig Rana muscosa som nylig har oviposited skilles fra en gravid kvinne ved slapphet i huden og hennes tynnere utseende. Atferdsstadiene av oviposisjon i Rana muscosa inkluderer friering, der en mann aktivt forfølger en kvinnelig og amplexus, der Rana muscosa hann monterer og klemmer fast på kvinnens rygg.Under ampleksi klemmer hannen kvinnen på en myk pumpemåte. Hunn Rana muscosa beveger seg rundt og viser intermitterende handstand atferd, til slutt lener seg opp mot overflater som egg kan bli sittende fast på, mens hannen pumper magen kraftig. Umiddelbart etter oviposisjon går kvinnelige eggstokkene tilbake til en kategori i trinn én.I løpet av denne tiden er follikler vanskelig å visualisere når du utfører ultralyd. Trinn to er representert ved utseendet av ekkogene prikker spredt over hele eggstokken. Trinn tre bestemmes av tilstedeværelsen av større, rundere ekkogene prikker med mørke sentre, som indikerer eggeplomme, modne follikler.I denne representative fireårige vurderingen av fangekvinnen Necturus var eggutviklingen høy, men oviposisjonen ble ikke sikret. Noen kvinner med beholdt egg samtidig med væskegevinst i kroppshulen, viste overdreven omkrets og hevelse, sammen med noen tegn på burst blodkar, slik som det som vises i disse berørte Rana og Necturus. Selv om den kirurgiske tilnærmingen kan brukes til å håndtere ovariepatologi, kan denne teknikken også være involvert i gamet og navlestrengforskning.Etter operasjonen kan utøveren gå tilbake til den første protokollen som er skissert i dette manuskriptet for å overvåke den pågående generelle helsen til amfibieremnet.

Research

JoVE Journal

Biology

Microinjection Techniques for Studying Mitosis in the Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

Microinjection Techniques for Studying Mitosis in the Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

This protocol describes the use of the Drosophila melanogaster syncytial embryo  for studying mitosis1.  Drosophila has useful genetics with a sequenced ...

Techniques for Imaging Ca2+ Signaling in Human Sperm

Techniques for Imaging Ca2+ Signaling in Human Sperm

Fluorescence microscopy of cells loaded with fluorescent, Ca2+-sensitive dyes is used for measurement of spatial and temporal aspects of Ca2+ signaling in ...

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may ...

Long-term Lethal Toxicity Test with the Crustacean Artemia franciscana

Long-term Lethal Toxicity Test with the Crustacean Artemia franciscana

Langsiktig Dødelig toksisitet Test med krepsdyret Artemia franciscana</em

Our research activities target the use of biological methods for the evaluation of environmental quality, with particular reference to saltwater/brackish ...

In Vivo Microinjection and Electroporation of Mouse Testis

In Vivo Microinjection and Electroporation of Mouse Testis

I Vivo Mikroinjeksjon og Electroporation mus Testis

This video and article contribution gives a comprehensive description of microinjection and electroporation of mouse testis in vivo. This particular ...

Dried Blood Spots - Preparing and Processing for Use in Immunoassays and in Molecular Techniques

Tørket blod flekker - forbereder og behandling for bruk i immunanalyser og i molekylær teknikker

The idea of collecting blood on a paper card and subsequently using the dried blood spots (DBS) for diagnostic purposes originated a century ago. Since ...

Techniques for Imaging Prometaphase and Metaphase of Meiosis I in Fixed Drosophila Oocytes

Techniques for Imaging Prometaphase and Metaphase of Meiosis I in Fixed Drosophila Oocytes

Teknikker for Imaging prometafase og meta av Meiose jeg i Fast<em&gt; Drosophila</em&gt; oocytter

Chromosome segregation in human oocytes is error prone, resulting in aneuploidy, which is the leading genetic cause of miscarriage and birth defects. The ...

Simple and Effective Administration and Visualization of Microparticles in the Circulatory System of Small Fishes Using Kidney Injection

Enkel og effektiv administrasjon og visualisering av Microparticles i sirkulasjonssystemet av små fisk med nyre injeksjon

The systemic administration of micro-size particles into a living organism can be applied for vasculature visualization, drug and vaccine delivery, ...

Micron-scale Phenotyping Techniques of Maize Vascular Bundles Based on X-ray Microcomputed Tomography

Micron skala Phenotyping teknikker av mais vaskulær pakker basert på X-ray Microcomputed tomografi

It is necessary to accurately quantify the anatomical structures of maize materials based on high-throughput image analysis techniques. Here, we provide a ...

Single Cell Collection of Trophoblast Cells in Peri-implantation Stage Human Embryos

Enkeltcellesamling av trofoblastceller i Peri-implantasjonsstadium humane embryoer

Human implantation, the apposition and adhesion to the uterine surface epithelia and subsequent invasion of the blastocyst into the maternal decidua, is a ...