Name: reproductive techniques for ovarian monitoring and control in amphibians
Uploaded: 2019-05-12T12:30:00
Duration: 4 min 37 s
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Natalie Calatayud desea agradecer a la Dra. Barbara Durrant por su formación y asistencia con ultrasonido y a Exploradora de Immuebles, S.A. (EISA) por otorgar ayuda financiera a mi puesto de investigador asociado en SDZG. Gracias a la Dra. Kylie Cane por sus comentarios sobre el manuscrito, así como a los revisores oficiales (quienquiera que sean). Gracias a Jonathan Dain nuestro 2018 Summer Fellow, San Diego Zoo Institute for Conservation Research for providing photos (Figure 1A,B). Monica Stoops extiende el agradecimiento a la Asociación de Zoológicos y Acuarios Conservation Endowment Fund y el Disney Worldwide Conservation Fund por proporcionar apoyo financiero para establecer la población cautiva de Necturus. Además, también se recibió apoyo a través de donaciones privadas de la defensora de anfibios Sra. Iris de la Motte. Gracias, se le da al Sr. Christopher DeChant y al Dr. Mark Campbell por su importante contribución a la investigación.

Los autores no tienen nada que revelar.

El manejo directo, la observación visual y las medidas morfométricas proporcionan técnicas no invasivas y son los primeros criterios de evaluación para determinar la etapa reproductiva femenina. Sin embargo, este estudio muestra que los ovarios gravíscos no siempre pueden identificarse de forma fiable por palpación. Dependiendo de la especie, los ovarios gravid a veces pueden detectarse visualmente a través de piel semitranslúcida (Figura13A,B) o completamente translúcida en el lado ventral del animal (Figura13C). Las hembras que han completado la oviposición pueden mostrar cambios obvios en su apariencia en comparación con las hembras gravid (por ejemplo, piel suelta y pérdida de hasta el 30% de su masa corporal, Figura 13D). Durante la reproducción, machos y hembras mostrarán ciertos comportamientos que proporcionan información sobre la proximidad a la ovulación y la oviposición. En el caso de R. muscosa indica que una hembra está cerca de la oviposición comienzacon la hembra entrando en los soportes de mano.
La aplicación de la tecnología de ultrasonido a los anurans y caudates permite el diagnóstico de presencia o ausencia de óvulos y si la oviposición se asoció con la liberación completa o parcial de óvulos desarrollados. Por lo tanto, este método proporciona una evaluación más completa y precisa del estado reproductivo sin limitarse a determinar el estado gravid/no gravid a través de una técnica de visualización que varía por la transparencia de la piel abdominal, o la consistencia epidérmica entre las diferentes especies de anfibios. El ultrasonido se puede realizar con relativa facilidad y con poco estrés a los animales (Figura5 y Figura 13)y se puede utilizar para caracterizar los ciclos reproductivos y determinar el estado reproductivo4. Es fundamental familiarizarse con la especie; sin embargo, este estudio demostró que Necturus y R. muscosa comparten signos comunes de desarrollo en sus patrones reproductivos permitiendo una clasificación similar de la etapa reproductiva (Figura5). A través de esta tecnología ahora hay evidencia de que el desarrollo de óvulos es alto en Necturus cautivo y R. muscosa y que ambas especies siguen un patrón estacional. Aunque las razones de estos fenómenos son desconocidas y requieren más investigación, sin el uso de ultrasonido, varias áreas de disfunción ovárica, como la retención de óvulos y la oviposición parcial, habrían pasado desapercibidas. Las aplicaciones futuras de esta técnica se utilizarán para determinar si las hembras deben ser seleccionadas para la cría en un año dado y si la oviposición está completa.
Un protocolo de recolección de sangre, como el presentado en R. muscosa,que es eficaz y causa una mínima angustia al animal, es óptimo para estudiar los perfiles hormonales en los Anurans cautivos y capturados en la naturaleza (Calatayud, inédito). Hasta la fecha, no existe información sobre los perfiles hormonales anuales de R. muscosa cautivo y, por lo tanto, no hay conocimiento sobre cómo las hormonas están influyendo en su salud y reproducción. Además, con evidencia de que las hembras de esta especie pueden no ser criadores anuales, el perfil hormonal será otro método para el seguimiento de los ciclos ováricos. Junto con el ultrasonido, el análisis hormonal puede conducir a una mejor predicción de lo que las hembras estarán listas para la oviposición. Además, en el último año se han documentado dos casos de intersexualidad en la población cautiva de R. muscosa. Además, el desarrollo de almohadillas para el pulgar se ha observado en algunas de las hembras fundadoras mayores. Razones para esto están actualmente bajo investigación, pero los resultados iniciales sugieren que puede relacionarse con cambios en los niveles de testosterona (Calatayud, inédito). Discernir los ciclos hormonales en mujeres de diferentes edades nos ayudará a entender por qué las hembras pueden desarrollar características sexuales secundarias asociadas a los hombres y si esto es de esperar en una población envejecida.
La terapia hormonal exógena se ha utilizado para superar las disfunciones reproductivas que se encuentran con frecuencia en los anfibios cautivos. Sin embargo, tanto para las poblaciones de R. muscosa como necturus en este estudio, no se detectaron diferencias significativas en la oviposición entre las hembras tratadas con hormonas y las mujeres de control durante un período de tiempo de 2 y 5 años, respectivamente. Esto puede indicar que el protocolo de administración hormonal, dosis, cebado y combinación hormonal utilizado no era adecuado para la especie. Un análisis más detenido de las historias reproductivas femeninas individuales sugiere que R. muscosa puede no experimentar la cría anual, lo que también podría explicar la falta de efecto hormonal observada en las hembras tratadas. Debido a que un cierto porcentaje de las hembras constantemente se saltó la cría cada año, entender la historia natural de la especie puede ayudar a determinar si hay una necesidad de hormonas exógenas y cuándo pueden ser más eficaces. Los procedimientos descritos en este artículo se pueden aplicar a una serie de especies, (Tabla 1) y son para ananurans que van de 5 g a 150 g; los animales más grandes pueden requerir diferentes jeringas y calibres de aguja. La ubicación de la inyección varía con algunas hormonas que requieren inyección intramuscular, intraperitoneal, subcutánea o intradérmica (Figura7).
La cirugía con fines de ovariectomía es un método común utilizado en varias especies de anfibios para obtener ovocitos para estudios embrionarios. La ovariectomía también puede estar indicada para el control de la población y problemas médicos como la retención de óvulos. En el caso de ovarictomías parciales en las que, la recolección de ovocitos se realiza con fines de investigación, la cirugía debe garantizar que el animal permanezca reproductivo. La administración de PGF2 ha demostrado alguna promesa en la resolución de la retención de óvulos en hembra R. muscosa. En varios individuos, el PGF2o provocó la deposición completa de los huevos previamente retenidos, pero en otros sólo se produjo una deposición parcial que requería desmontaje manual para eliminar todos los huevos. Mientras que el PGF2 puede servir como una alternativa a la cirugía para la retención de óvulos en R. muscosa, su capacidad para remediar condiciones patológicas similares en otros anfibios requerirá validación específica de la especie. Cuando se requiere una intervención quirúrgica para el paciente de Anuran o Caudate, es necesario asegurar un plano adecuado de anestesia antes de realizar las incisiones. Se necesitan habilidades de observación astuta para evaluar y monitorear las respuestas normativas de inducción y recuperación como se describe en este estudio para cada uno de los taxones. Una vez que uno está familiarizado con la anatomía específica, un enfoque quirúrgico adecuado, hemostasis, manipulación suave del tejido y manejo postoperatorio adecuado, las cirugías reproductivas no representan obstáculos abrumadores.

Los anfibios han sido reconocidos durante mucho tiempo como modelos biológicos y médicos importantes por una amplia gama de disciplinas de investigación. Los datos obtenidos mediante el estudio de especies particulares como Xenopus laevis y X. tropicalis, la rana Leopard (Lithobates (anteriormente Rana) pipiens) y el axolotl (Ambystoma mexicanum) se han aplicado a otras especies de vertebrados, incluidos los humanos. Las técnicas veterinarias, de cría y de reproducción asistida que han surgido del estudio de estos y otros anfibios proporcionan asistencia a aquellos encargados de desarrollar cuidado, mantenimiento y sostenibilidad exitosos de poblaciones más raras en cautiverio 1 , 2 , 3 , 4.
Se está ganando interés por el uso simultáneo de enfoques basados en la conservación in y ex situ para revertir la marea de extinción para muchos en riesgo de las especies de anfibios1,2. Este artículo proporciona las metodologías actualmente disponibles para monitorear y controlar la función ovárica de anfibios en especies modelo de anananos y caudáneos. Además, se presentan las técnicas existentes para abordar una patología reproductiva común de la retención de óvulos.
Como en muchos grupos taxonómicos, el control ovárico de anfibios implica una serie de interacciones estrechamente sincronizadas entre el medio ambiente y la fisiología. La temperatura y el fotoperiodo (conocidos como señales próximas) son decodificados por el ojo y elcerebro donde se convierten rápidamente en procesos genéticos, hormonales y circadianos (señales finales) 3,4. Los métodos para supervisar y controlar la función ovárica que se tratan en este artículo incluyen técnicas invasivas y no invasivas. Los requisitos institucionales de investigación y enseñanza del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) definen las técnicas no invasivas como aquellas que no causarán un mínimo o ningún dolor físico o angustia mental y no requieren medicamentos para aliviar el dolor5. Aquí, las técnicas no invasivas incluyen inspección visual y palpación, observaciones conductuales, evaluaciones morfométricas y ultrasonido. Por el contrario, las técnicas de recolección de sangre, administración de hormonas y cirugía (ovariectomía y eliminación de óvulos retenidos) se clasifican como invasivas ya que pueden resultar en algún dolor o malestar y requieren anestesia o terapia farmacológica post-procesal.
Las técnicas de monitoreo ovárico no invasivo se pueden incorporar fácilmente a la rutina de cuidado diario para la mayoría de los anfibios cautivos. Dependiendo de la especie, la gravedad ovárica a menudo se puede determinar mediante una simple inspección visual (rana de vidrio). En otros casos, la palpación puede indicar si una hembra está gravitada. Varios índices de condición corporal (ICC) tales como peso, longitud de uroestilo de hocico (SUL), longitud de salida-ventilación (SVL) e índice de masa estándar (SMI) están disponibles para predecir la presencia o ausencia de huevos4,6,7, 8,9. Sin embargo, se debe tener cuidado con la interpretación de los resultados, ya que la mayoría no tiene en cuenta la edad, la forma del cuerpo o la composición (por ejemplo, agua retenida frente a la masa ovárica o grasa)6. Los diagnósticos reproductivos definitivos se pueden lograr a través de ultrasonidoscon un conocimiento más profundo adquirido con respecto al desarrollo del óvulo y la puesta en escena del ciclo de ovario 4,7. El ultrasonido también proporciona un medio para confirmar ymonitorear las patologías reproductivas y las condiciones fisiológicas asociadas 4,8.
Además de proporcionar información sobre el estado de salud, el muestreo de sangre se puede utilizar para medir las hormonas reproductivas. Si el perfil hormonal es el objetivo final, es importante evitar las influencias relacionadas con el estrés que pueden confundir datos de esteroides sistémicos. Mientras que una herramienta de monitoreo potencialmente poderosa, todavía no hay un estudio que demuestre respuestas endocrinológicas innatas a la administración de hormonas exógenas en cualquier especie de anfibio. La sangre se puede tomar con seguridad de varios sitios; en las ranas esto incluye la vena abdominal ventral,plexo lingual, vena femoral y corazón 9,10. En Caudates, se recoge sangre de la vena de la cola ventral. El grado de invasividad, la cantidad de restricción requerida, la necesidad de anestesia, la delicadeza del órgano al que se dirige y el tamaño del animal son factores a tener en cuenta a la hora de elegir una técnica de recolección para el paciente anfibio. Este artículo presentará la técnica de recolección de sangre de la vena maxilar facial o musculocutánea de las ranas como se describió originalmente por Forzan et al.9.
El control ovárico es específico de la especie y, como tal, los protocolos hormonales deben ser probados y optimizados. Aparte de la estacionalidad y el entorno de la hormona circulante asociado, el control ovárico también puede estar estrechamente relacionado con la edad, el tiempo dedicado al cautiverio y la exposición a la administración repetida de hormonas, para lo cual hay poca información en la literatura11 , 12 , 13. La implementación de terapias hormonales para obtener comportamientos reproductivos, producción de gametos, maduración y oviposición se ha convertido en un enfoque ampliamente informado para resolver problemas reproductivos comunes asociados con el cautiverio4, 8,14,15,16. Debido a que los mecanismos que controlan la reproducción en los vertebrados están altamente conservados, hay una serie de hormonas, neuropéptidos y fármacos disponibles comercialmente utilizados terapéuticamente en otros grupos taxonómicos que también se pueden utilizar de forma fiable en una serie de especies de anfibios (Tabla 1). Hormona liberadora de gonadotropina (GnRH) y gonadotropina coriónica humana (hCG) (o variaciones de la misma, es decir, PMSG y eCG)17,18, ya sea individualmente o en combinación, se han utilizado extensamente en anfibios cautivos programas de cría que incluyen: el boreal de las Montañas Rocosas del Sur (Anaxyrus boreas boreas)4,19,20; el sapo, rana Dusky Gopher, Rana sevosa (Langhorne et al., inédito)7; el Gulf Coast Waterdog, Necturus beyeri20; Sapo Wyoming, Anaxyrus baxteri18; la rana toro, Rana catesbiana21; el sapo americano, Anaxyrus americanus22; la rana de hierba, Lymnodyaster tasmaniensis23; el Coqui, Eleutherodactylus coqui24; el Xenopus, Xenopus laevis25; el sapo de Gunther, Pseduophryne guentheri26; la rana del Leopardo del Norte, Lithobates pipiens; la rana con cuernos argentina, Ceratophrys adornada; rana corneta del Cranwell, C. cranwelli; la rana terrestre americana, Odontophrynus americanus27; y la salamandra de fuego (Salamandra)228. Hormonas esteroides, como la progesterona (P4), se divulgan con menos frecuencia pero han demostrado buena eficacia en la eliminación de la ovulación y la oviposición en algunas especies de ananos16,18,29. Las prostaglandinas (especialmente Prostaglandina 2-alfa (PGF2o))están involucradas en la ovulación junto con corticosteroides30,31,32,34 y alcanzan niveles altos durante la fase ovulatoria31.
En estudios in vitro, el PGF 2o es un potente inductor de la ovulación31,mientras que in vivo puede inducir la oviposición de los huevos retenidos en Rana muscosa4,30,32. Extractos de la hipófisis son también inductores eficaces de la ovulación15,16,34; sin embargo, las preocupaciones en torno a la bioseguridad y el potencial de transmisión de enfermedades son a menudo un elemento disuasorio para las colonias de cría en cautividad al considerar este enfoque35.
La última sección de este artículo detalla los procedimientos quirúrgicos y proporciona enfoques alternativos para ampliar los estudios ováricos o ayudar con la resolución de patologías reproductivas. Las ovariectomías se realizan con mayor frecuencia en anfibios para obtener ovocitos para la investigación embriológica. Sin embargo, también puede proporcionar un remedio para los huevos retenidos cuando otras opciones fallan. Aunque este procedimiento es invasivo, requiriendo anestesia completa e incisiones para exponer las masas de óvulos, no requiere eutanasia. Además, después de la ovariectomía parcial, los animales pueden hacer una recuperación completa y continuar siendo reproductivamente activos después de la cirugía8,36.
Los protocolos descritos a continuación describen los métodos invasivos y no invasivos de control y monitoreo ováricos en anurans y Caudates. Las especies específicas elegidas para ilustrar las técnicas en Anurans incluyen R. mucosa y X. laevis. Necturus maculosus, N. beyeri, N. alabamensis,y A. mexicanum comprenden las especies utilizadas para describir de manera similar las técnicas en Caudates.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>GE logiq Book XP and 8C-RS probe 4e10 MHz GE Medical Systems</td>
			<td>GE medical systems</td>
			<td>GE logiq Book XP</td>
			<td>Ultrasound</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aloka 500 7.5mHz linear or IBEX multi-frequency (10-6mHz) micro-convex</td>
			<td>GE medical systems</td>
			<td>8C-RS (10 MHz)</td>
			<td>Ultrasound probe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD disposable U-100 insulin syringe (28-29 G needle)</td>
			<td>Mettler Electronics Corp CA</td>
			<td>Sonigel</td>
			<td>Ultrasound gel (water soluble, salt-free)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hormone</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gonadotropin releasing hormone</td>
			<td>BACHEM</td>
			<td>4012028</td>
			<td>synonym: [Des-Gly10, D-Ala6, Pro-NHEt9]-GnRH acetate 
			abbreviation: GnRH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lutenizing hormone releasing hormone</td>
			<td>BACHEM, Sigma-Aldrich</td>
			<td>4033013;&#160;&#160;&#160;&#160; L1898</td>
			<td>synonym: Pyr-His-Trp-Ser-Tyr-Gly-Leu-Arg-Pro-Gly-NH2 acetate salt; 
			[D-Ala6}-LHRH acetate salt hydrate 
			abbreviation: LHRH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human chorionic gonadotropin</td>
			<td>BACHEM, Sigma-Aldrich</td>
			<td>4030270, 4018894; C1063, CG5, CG10</td>
			<td>synonym: Chorionic gonadotropin-&#946; (109-145)(109-119); Choriogonin, HCG (2,500IU, 5,000IU, 10,000IU) 
			abbreviation: hCG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prostaglandin 2&#945;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P40424;</td>
			<td>synonym: (5Z,9&#945;,11&#945;,13E,15S)-9,11,15-Trihydroxyprosta-5,13-dienoic acid tris salt, PGF2&#945;&#8722;Tris; 
			abbreviation: PGF2&#945;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Follicle-stimulating hormone</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F4021, F8174</td>
			<td>synonym: porcine, sheep 
			abbreviation: FSH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Progesterone</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>46665;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; P7556</td>
			<td>synonym: Vetranal; P4 water soluble 
			abbreviation: P4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pituitary extract</td>
			<td>na</td>
			<td></td>
			<td>synonym: Check papers for amphibian species derivation 
			abbreviation: PE</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pregnant Mare Serum Gonadotropin</td>
			<td>Prospec;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Lee Biosolutions; Sigma-Aldrich</td>
			<td>HOR-272;&#160;&#160;&#160; 493-10; 9002-70-4</td>
			<td>synonym: Pregnant Mare Serum Gonadotropin 
			abbreviation: PMSG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metaclopromide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M0763</td>
			<td>synonym: 4-Amino-5-chloro-N-[2-(diethylamino)ethyl]-2-methoxybenzamide, Methoxychloroprocainamide 
			abbreviation: MET</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lucrin</td>
			<td>BACHEM; Sigma-Aldrich</td>
			<td>4033014;&#160;&#160; L0399</td>
			<td>synonym: Leuprorelin acetate 
			abbreviation: Lucrin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lutalyse</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td></td>
			<td>synonym: PGF2&#945; - Dinoprost tromethamine 
			abbreviation: Lut</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pimozide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P1793</td>
			<td>synonym: 1-[1-[4,4-bis(4-Fluorophenyl)butyl]-4-piperidinyl]-1,3-dihydro-2H-benzimidazol-2-one 
			abbreviation: PZ</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amphiplex</td>
			<td>see above</td>
			<td></td>
			<td>synonym: Gonadotropin releasing hormone + metoclopramide 
			abbreviation: GnRH + MET</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ovopel</td>
			<td>Ovopel</td>
			<td>na</td>
			<td>synonym: GnRHa + dopamine receptor antagonist (administered 1 pellet/ kg) 
			abbreviation: Ovo</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ovaprim</td>
			<td>Pentair aquatic eco-systems</td>
			<td>Ova10</td>
			<td>synonym: Salmon gonadotropin + domperidone 
			abbreviation: Ova</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Domperidone</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D122</td>
			<td>synonym: 4-(5-Chloro-2-oxo-1-benzimidazolinyl)-1-[3-(2-oxobenzimidazolinyl)propyl]piperidine 
			abbreviation: DOM</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

reproductive techniques for ovarian monitoring and control in amphibians

El control y monitoreo ovárico en anfibios requieren un enfoque multifacético. Existen varias aplicaciones que pueden inducir con éxito comportamientos reproductivos y la adquisición de gametos y embriones para la investigación fisiológica o molecular. Los anfibios contribuyen a una cuarta parte a un tercio de la investigación de vertebrados, y de interés en este contexto es su contribución al conocimiento de la comunidad científica sobre los procesos reproductivos y el desarrollo embrionario. Sin embargo, la mayor parte de este conocimiento se deriva de un pequeño número de especies. En los últimos tiempos, la diezma de los anfibios en todo el mundo ha requerido una mayor intervención de los conservacionistas. Las colonias cautivas de recuperación y aseguramiento que siguen surgiendo en respuesta al riesgo de extinción hacen que la investigación existente y las aplicaciones clínicas sean invaluables para la supervivencia y reproducción de anfibios mantenidos bajo cuidados humanos. El éxito de cualquier población cautiva se basa en su salud y reproducción y la capacidad de desarrollar descendencia viable que lleva adelante la más diversa representación genética de su especie. Para los investigadores y veterinarios, la capacidad de monitorear y controlar el desarrollo ovárico y la salud es, por lo tanto, imperativo. El objetivo de este artículo es destacar las diferentes técnicas de reproducción asistida que se pueden utilizar para monitorear y, cuando sea apropiado o necesario, controlar la función ovárica en los anfibios. Idealmente, cualquier problema reproductivo y de salud debe reducirse a través de una correcta cría cautiva, pero, como con cualquier animal, los problemas de salud y patologías reproductivas son inevitables. Las técnicas no invasivas incluyen evaluaciones conductuales, inspección visual y palpación y mediciones morfométricas para el cálculo de índices de condición corporal y ultrasonido. Las técnicas invasivas incluyen inyecciones hormonales, muestreo de sangre y cirugía. El control ovárico se puede ejercer de varias maneras dependiendo de la aplicación requerida y las especies de interés.

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Reproductive Techniques for Ovarian Monitoring and Control in Amphibians

El estudio de la biología de los anfibios proporciona información valiosa sobre los procesos reproductivos, fisiológicos, embrionarios y de desarrollo que impulsan los organismos de muchos grupos taxonómicos. Aquí, presentamos una guía completa sobre diferentes metodologías que se pueden utilizar para estudiar el control y monitoreo ovárico en anfibios.

Técnicas Reproductivas para el Monitoreo y Control de La Ovacada en Anfibios

Ovarian control and monitoring in amphibians require a multi-faceted approach. There are several applications that can successfully induce reproductive ...

Esta técnica de ovariectomía emplea un procedimiento quirúrgico recuperable para la obtención de ovocitos anfibios para nuestra investigación médica u otra aplicación para superar la condición patológica de los óvulos retenidos. No requiere eutanasia para obtener ovocitos de anfibios con fines de investigación. De hecho, después de una ovariectomía parcial, el sujeto de los anfibios puede ser reproductivamente activo después de la recuperación.Después de confirmar la falta de respuesta al pellizco de las extremidades pélvicas, coloque una anurana anestesada en una posición dorsal reclinada, y use gasa húmeda y estéril para limpiar el campo quirúrgico con solución de povidona-yodo durante 10 a 15 segundos. Coloque una cortina de plástico clara y estéril sobre el área quirúrgica y reduzca la evaporación manteniendo la piel circundante húmeda, antes de usar una cuchilla de bisturí número 15 o 11 para hacer una incisión de piel perimediana de 3 milímetros en el coelom medio entre los hombros y la cloaca. Utilice aplicadores con punta de algodón para aplicar presión localizada a cualquier recipiente pequeño alrededor de la incisión según sea necesario, y elevar la membrana abdominal para una incisión de membrana sucesiva.Utilice retractores de párpados para retraer las incisiones ceolomicas, e insúlme una porción de la masa del huevo sin ligar ningún vaso sanguíneo. Para una ovariectomía completa, cauteriza los vasos sanguíneos circundantes y usa una sutura monofin filamento para cerrar la incisión de ceoliotomía con un patrón de sutura interrumpido. Diferentes especies de anfibios, como estos Necturus y la rana de vidrio, exhiben diferentes grados de transparencia de la piel, afectando la capacidad de visualizar su estado reproductivo transdérmicamente.En algunas especies, se pueden detectar diferencias morfológicas entre las hembras que son gravid, frente a los animales ovipositados recientemente. En este ejemplo, una Rana muscosa hembra que haoviizado recientemente se puede distinguir de una hembra gravid por la flacidez de su piel y su aspecto más delgado. Las etapas conductuales de la oviposición en Rana muscosa incluyen el cortejo, en el que un macho persigue activamente a una hembra y amplexus, durante el cual el macho Rana muscosa se monta y se aferra firmemente a la espalda de la hembra.Durante amplexus, el macho aprieta a la hembra de una manera de bombeo suave. La mujer Rana muscosa se mueve y muestra comportamientos intermitentes en el soporte de mano, eventualmente apoyados contra superficies a las que los huevos pueden estar pegados, mientras que el macho bombea su abdomen vigorosamente. Inmediatamente después de la oviposición, los ovarios femeninos regresan a una categoría de etapa uno.Durante este tiempo, los folículos son difíciles de visualizar al realizar ultrasonidos. La segunda etapa está representada por la aparición de puntos ecogénicos dispersos por todo el ovario. La tercera etapa está determinada por la presencia de puntos ecogénicos más grandes y redondos con centros oscuros, indicativos de folículos maduros y con yemas.En esta evaluación representativa de cuatro años de Néturus femenina cautiva, el desarrollo de óvulos fue alto, pero no se garantizó la oviposición. Algunas hembras con óvulos retenidos concomitantes con ganancia de líquido en la cavidad corporal, mostraron una circunferencia e hinchazón excesiva, junto con algunos signos de vasos sanguíneos reventados, como los que se muestran en estos afectados Rana y Necturus. Aunque el enfoque quirúrgico se puede utilizar para controlar la patología ovárica, esta técnica también puede estar involucrada en la investigación gamet y umbilical.Después de la cirugía, el practicante puede volver al primer protocolo descrito en este manuscrito para monitorear la salud general en curso del sujeto de los anfibios.

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