Name: reproductive techniques for ovarian monitoring and control in amphibians
Uploaded: 2019-05-12T12:30:00
Duration: 4 min 37 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Reproductive Techniques for Ovarian Monitoring and Control in Amphibians at JoVE.com

Natalie Calatayud vill tacka Dr Barbara Durrant för utbildning och hjälp med ultraljud och Exploradora de immuebles, S.A. (EISA) för att bevilja ekonomiskt stöd till min forskarassistent position på SDZG. Tack till Dr Kylie Cane för kommentarer till manuskriptet samt till de officiella granskarna (vem de än kan vara). Tack till Jonathan Dain vår 2018 sommar Fellow, San Diego Zoo Institutet för bevarande forskning för att tillhandahålla bilder (figur 1a, B). Monica Stoops förlänger uppskattning till föreningen för djurparker och akvarier bevarande kapital fond och Disney Worldwide Conservation Fund för att ge ekonomiskt stöd för att etablera fångenskap Necturus befolkningen. Dessutom, stöd mottogs också genom privata donationer från amfile advokat MS Iris de La Motte. Tack, ges till Mr Christopher DeChant och Dr Mark Campbell för deras betydande bidrag till forskningen.

Salamander förfaranden godkändes av Cincinnati Zoo & botaniska trädgården (CZBG) institutionella vård och användning Committee (IACUC) protokoll 11-106, 13-110, 14-133, och 15-138. Alla Frog och Toad förfaranden godkändes av San Diego Zoo global (SDZG), institutionsvård och användning utskott (IACUC) protokoll: 15-001, 16-005 och 18-003.
Vård och behandling av djur godkändes av etiska kommittén för National Museum of Natural History (Paris) (Museum National d'Histoire Naturelle-Ménagerie du Jardin des Plantes (MNHN)), i enlighet med de institutionella och nationella riktlinjer (Kommissionen de Génie Génétique, Direction départementale des Services vétérinaires, Europeiska unionens direktiv 2010/63/EU, avtals beslut nr. C75-05-01-2 för den europeiska konventionen för ryggradsdjur som används för experimentella och andra vetenskapliga ändamål. Alla protokoll som används i denna studie godkändes under referensnumret 68-037.
1. icke-invasiva ovarieövervakningstekniker
<ol><li>Okulärbesiktning och palpation<ol>
<li>Håll honan Anuran på ett av de tre sätt som beskrivs nedan.<ol>
<li>Säkra grodan eller padda ben med ringen och lillfingret, stödja dorsala sidan (buken) av grodans kropp med index och långfingret och den ventrala sidan med tummen (figur 1a).</li>
			<li>Håll grodan eller padda i den dominerande handen med en tumme på buken och resten av fingrarna säkra baksidan av djuret. Använda den icke-dominerande handen för att palpera djurets buk, känner om det är subdermala ojämnheten (figur 1b).</li>
			<li>Vila grodan eller padda mage på handflatan, främre armarna drapalade över pekfingret och en tumme på sin övre rygg.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Eftersom Caudates är helt akvatiska i naturen, utföra visuell inspektion av en av två metoder som beskrivs nedan.<ol>
<li>Flytta djur till en separat 4 L behållare som innehåller tank vatten. Håll behållaren (locket säkrat) upp och lysa ficklampa på undersidan för att visualisera närvaron/frånvaron av ägg.</li>
			<li>Anesthetize i MS222 (0,5 g/L; Tricaine methanesulfonate, buffrad med 0,5 M NaHCO3). Efter induktion, rotera djuret på ryggen och undersök buken.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Morphometriska bedömningar<ol>
<li>Anurans Obs: anestesi krävs inte.<ol>
<li>Med hjälp av bromsok, Mät djuret från spetsen av munnen, längs mitten av kroppen till spetsen av svansen för att få SUL och SVL (figur 2A, B).</li>
			<li>En plastbehållare på en digital precisions skala. Placera djuret i en tarerats behållare och väg (figur 2C).</li>
			<li>För större djur, som Bullfrogs, eller vid erhållande av vikter i fältet, Använd en hängande skala (figur 2D).</li>
			<li>Som i många talamancae arter, skilja R. muscosa vuxna honor från hanar av deras större storlek och avsaknaden av bröllops (tumme) kuddar på händerna (figur 3).</li>
			<li>Beräkna kropps villkoret, som en grundläggande bedömning av den allmänna hälsan med följande formel: Fultons index: K = massa ÷ längd3 Obs: Fulton ' s index använder en dimensionell balans av volym i samband med massa och längd där 3 är den skalning exponenten som relaterar massa och längd Isometriskt.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Caudates<ol>
<li>Tara skala med en tom påse innan du placerar icke-sövda djuret inuti. Var noga med att inte införa överflödigt vatten (figur 2D) och agera snabbt som djur utsöndrar slem som en stressreaktion på att vara återhållsam.</li>
			<li>Få vuxna åtgärder genom att immobilisera individer i en rak position på botten av en återförslut kan plastpåse eller i en separat plastbehållare som kan rymma utökade bromsok.</li>
			<li>Mät kroppslängden med bromsok (figur 2e).</li>
			<li>Mät caudatus från spetsen av nos till spetsen av svansen (SVL) för att övervaka tillväxten.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Beteendemässiga observationer<ol>
<li>Fysiskt observera djur i realtid eller använda en videokamera för att spela in beteende.</li>
		<li>Rekord observationer av djur kategorisera beteenden och konstruera ett ethogram (figur 4).</li>
		<li>Klassificera reproduktiva beteenden Anm.: figur 4 exemplifierar en typ av reproduktions beteende som observerats hos anurans.</li>
	</ol></li>
	<li>Ultraljud Anmärkning: ultraljud givaren av val, i detta fall, 7,5 mHz linjär eller en Multi-Frequency (10-6 mHz) mikro-konvex, rekommenderas för Necturus och en 10 MHz sond och vattenlöslig, saltfri gel för R. muscosa. Utföra ultraljud på salamandrar kan kräva anestesi (se avsnitt 1,5 för instruktioner).<ol>
<li>Anurans<ol>
<li>Utför ultraljud på R. muscosa med två personer (figur 5a).</li>
			<li>Första person: Håll djuret med den dominerande handen och tillämpa vattenlöslig, saltfri gel till djurets buk.</li>
			<li>Andra person (Ultra-sonographer): ta 10 MHz sonden i den dominerande handen och tillämpa den på buken och se till att göra bra kontakt mellan sonden och gelen.</li>
			<li>Skjut inåt från strax under armhålan mot mitten av djurets buken mittlinjen för att visualisera hela äggstockarna.</li>
			<li>Ultra-sonographer: Använd icke-dominerande hand för att frysa ram och fånga de önskade bilderna på ultraljud.</li>
			<li>Kategorisera stadiet av ovarialcykeln med det klassificeringssystem som fastställts för släktet4 (tabell 2, Figur 5b-F).</li>
			<li>Skölj alla gel av djur i slutet av förfarandet.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Caudates<ol>
<li>Överför icke-sövda Necturus till 4 l rektangulär behållare fylld med 2 l tank vatten.</li>
			<li>Minimera djurens rörlighet genom att vrida rummet lamporna och/eller kopp en hand över huvudet av djuret.</li>
			<li>Placera givaren på ett avstånd av 1-2 cm från kaross väggen.</li>
			<li>Lokalisera hjärtat vid ventrala mittlinjen nivå till frambenen och sedan flytta givaren distalt och undersöka äggstocksvävnad7.</li>
			<li>Kategorisera honor enligt klassificeringssystem som fastställts för släktet4 (figur 6a, B, C).</li>
			<li>Få noggranna åtgärder av ägg i mitten till slutet av dräktiga skede genom att fånga bilder när djurets kropp är i vinkel mot givaren (dvs, inte linjär, men liten båge; Figur 6b). Annars, överlappande folliklar gör det svårt att skilja enskilda ägg storlek.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Anestesi induktion och återhämtning<ol>
<li>Anurans<ol>
<li>Anesthetize i MS222 (0,5 g/L; Tricaine methanesulfonate buffrat (0,5 M NaHCO3) som tidigare beskrivits.</li>
			<li>Använd den rätande reflex som en primär indikator på i vilken grad djuret har blivit sövda. Fullständig förlust av reflex visar ett tillstånd av djup anestesi.</li>
			<li>Ta bort djuret från vatten-bad-baserade anestesi (MS-222) när den rätande reflex är förlorad.</li>
			<li>Placera djuret på en våt (med bedövnings fritt de-klorerade vatten) handduk.</li>
			<li>Se till att hålla djuret fuktigt under hela kirurgiska ingrepp.</li>
			<li>Intubera små amfibier med röda gummikatetrar, et rör eller klassisk bojad endotrakealtuber utan att blåsa upp manschetten.</li>
			<li>Ge ett lågt flöde av syre (0,5-0,75 L/min) med 0,5-1% isofluran.</li>
			<li>Stoppa isofluran efter ingreppet men hålla flödet av syre i 1 minut.</li>
			<li>Extubera djuret och skölj djuret noggrant med anestesi fritt deklorerat vatten i 2 minuter.</li>
			<li>Lägg djuret i en Grundmängd av de-klorerade vatten eller på en våt handduk.</li>
			<li>Utvärdera djurens återhämtning genom att försiktigt dra på en bakben till elongate. Någon reagera contraction av extremiteten indikerar tillbakadragande reflex.</li>
			<li>Övervaka andra indikatorer för återhämtning såsom ektangulärt respirationer (hals rörelse) och den rätande reflex.</li>
			<li>Tänk på att amfianan återhämtade sig när alla reflexer har återvänt, och hjärt-och andningsfrekvensen har återvänt till pre-anestesi värden.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Caudates<ol>
<li>Anesthetize Necturus och Ambystoma i MS222 (0,5 g/L tricaine methanesulfonate, buffrad med 0,5 M NaHCO3, (MS222) i en 4 L rektangulär tank.</li>
			<li>Placera en luft sten (1 tum) och luftpumpen i tanken och slå på den till ett konstant flöde för att ge adekvat syresättning.</li>
			<li>När lem funktion och rätande reflex förloras, ta bort djuret från vatten-bad-baserad anestesi (MS-222) och sätta djuret på en våt (med bedövnings fritt de-klorerat vatten) handduk.</li>
			<li>Bibehålla huden och väta fukt med en klämma flaska vatten.</li>
			<li>För att återvinna djuret, försiktigt placera den ventrala sida ner i en 4 L plastbehållare fylld med 2 L tank vatten med en luft sten. Obs: återhämtning börjar med Gill blinkande, följt av förmågan att flytta sin svans och driva fram och slutligen funktionell förflyttning av armar och ben.</li>
			<li>Returnera djuret till sin ursprungliga hus tank och övervaka noga under de närmaste 24 h. Anmärkning: andra metoder för anestesi för amfibier finns och dessa beskrivs i Wright och Whitaker8.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>2. invasiva ovariella övervaknings-och kontroll tekniker
Anmärkning: denna procedur har anpassats från Forzán et al.10.
<ol><li>Håll grodan i den dominerande handen, och sandskädda torka den venipunktering sidan av grodans ansikte med en steril torka eller gasbinda.</li>
	<li>Torka ansiktet för att undvika att blodet sprids över huden för mycket.</li>
	<li>Sätt in nålen (26 G 1/2 "och 27 G 1/2"), med fasningen vänd uppåt, genom huden där den upphöjda huden runt ögat och den övre käftåsen möts för att bilda punkten i en triangel (gul kontur) (figur 7a) tillgång till Vena facialis nära Vena orbitalis posteriort.</li>
	<li>Punktera ansikts venen under det högra ögat och ovanför den övre käkåsen, med början mellan 1-2 mm tillbaka från mittlinjen i ögat (figur 7a). Anmärkning: för mindre grodor (under 20 g), flytta insättningspunkten närmare en position direkt under mittlinjen av ögat.</li>
	<li>Vinkel microhematocrit röret nedåt för att möjliggöra gravitation för att hjälpa blodflödet in i röret. Blod ska flöda omedelbart efter punktering (figur 7b, C).</li>
	<li>Vid första tecken på blodflöde, Placera spetsen av microhematocrit röret på punkteringsstället och samla 1-2 full microhematocrit rör av blod och placera rören i lämpliga behållare för uppsamling (figur 7b, C).</li>
	<li>Om blod inte flyter lätt, eller volymen är mycket låg, flytta införandet av nålen något eller sätt in nålen i andra sidan av ansiktet.</li>
	<li>Stoppa blödning genom att trycka på gasbinda ordentligt på punkteringsstället i minst 20 s.</li>
	<li>Lämna groda ur vattnet i 10 minuter för att bekräfta punktering webbplats inte öppna.</li>
	<li>Använd en ny nål och nya microhematocrit rör för varje groda samplas.</li>
</ol>3. hormon induktion
<ol><li>Hormonpreparat<ol>
<li>Förbered hormon injektioner omedelbart före användning för att säkerställa maximal effekt.</li>
		<li>Välj ett hormon från urvalet som listas i tabell 1.</li>
		<li>Bestäm koncentrationen av hormonet som ska injiceras med hjälp av en μL eller mL/g kroppsvikt16.</li>
		<li>Späd ut hormonet i något av följande: vatten, fosfatbuffrad saltlösning (PBS), saltvattens ring (SARS) eller koksalt.</li>
		<li>Överskrid inte en injektionsvolym på 200 μL för grodor som väger 30-70 g och 300 μL för grodor som väger 80-110 g (personlig observation)16.</li>
		<li>För korrekt hållande av ett djur under hormon administrering av något djur som sträcker sig från 10-100 g, Använd någon av de lämpliga metoder för att hålla som beskrivs i avsnitt 1,1.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Anurans<ol>
<li>Beräkna den koncentration som krävs per individ med hjälp av ett gram per kroppsvikt beräkning (g/kroppsvikt).</li>
		<li>Strax före administrering, Rekonstituera i en steril spädningsvätska val.</li>
		<li>Se till att inga bubblor finns kvar i sprutan före injektionen.</li>
		<li>Håll djuret säkert i den icke-dominerande handen och administrera injektionen med dominant hand.</li>
		<li>Administrera injektion enligt hormonspecifikationer. De vanligaste injektionerna i anurans är sub-kutana, Intra peritonealdialys eller intra muskulös (figur 8).</li>
		<li>Administrera IP-injektioner i nedre delen av buken eller i nedre delen av ryggsidan av kroppen nära bakbenet (figur 9).</li>
		<li>Administrera intramuskulär injektioner företrädesvis i bakbenen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Caudates (Necturus)<ol>
<li>Rekonstituera det hormon som finns i sterilt vatten enligt det gram per kroppsvikt metod som beskrivs ovan.</li>
		<li>När det gäller Necturus, Använd doser på 1,7-2,3 μg GnRH/g kroppsvikt.</li>
		<li>Avlägsna Necturus från bedövnings kammaren och placera på en 45 ° yta täckt med kirurgisk drapering.</li>
		<li>Placera djuret med huvudet pekande nedåt.</li>
		<li>Approach bakre kvadrant av buken (caudal av bakre benet) vid en 15-20 ° vinkel. Var noga med att inte införa luft i sprutan.</li>
		<li>Injicera (IP) med en insulinspruta och 27-30 G nål.</li>
		<li>Injicera hormonet med hjälp av en insulinspruta och 27-30 G nål.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. kirurgi
<ol><li>Allmän kirurgisk beredning och procedur<ol>
<li>För att bibehålla aseptiska procedurer, Använd tydliga sterila plast draperier att isolera kirurgisk plats. Reducera avdunstning genom att hålla den omgivande huden fuktig.</li>
		<li>Fukta alla material som kommer att kontakta djurets hud med sterilt vatten. Gör huden snitt med ett nummer 15 eller nummer 11 skalpell blad. Obs: en kombination av kallt stål, radiokirurgi eller diodlaser. Hemostas i mild hemorragisk förfarande kan uppnås genom elektrocauter eller diodlaser.</li>
		<li>Använd bomull tippas spjut eller applikatorer för att möjliggöra tillämpning av lokaliserade trycket till små fartyg att hålla koll på blodförlust.</li>
		<li>Använd bomullstippade spjut eller applikatorer för att hantera små trånga utrymmen istället standard gasväv torg.</li>
		<li>Använd mikro-instrument, som oftalmologiska instrument, med fina, små tips, när du utför kirurgi på djur som väger mindre än 1 kg.</li>
		<li>Använd plast, självhållande upprullningsdon (t. ex. Lone Star upprullningsdon) för att passa olika storlekar av snitt.</li>
		<li>Använd Ögonlocksplastik för tillbakadragning av coelomic snitt.</li>
		<li>Använd förstorings instrumentering när det behövs för att utföra kirurgi på mindre patienter. Anmärkning: analgesi krävs med alla kirurgiska ingrepp i amfibier. Underlåtenhet att administrera adekvat analgesi under operationen har förknippats med fördröjd återgång av normala funktioner. Dessutom, analgesi potentierar effekterna av anestesi läkemedel (tabell 3)34.</li>
	</ol></li>
	<li>Anurans<ol>
<li>När X. laevis har sövda som beskrivs i steg 1.5.1, placera djuret i dorsala vilo (figur 10A, C).</li>
		<li>Förbered det kirurgiska fältet aseptiskt genom att torka fuktig steril gasväv med utspädd povidon-jod lösning (1/10) på platsen för 10-15 s eller 0,75% klorhexidin lösning på operationsområdet för minst 10 min före operationen35.</li>
		<li>Gör en 3 mm paramedian hud snitt i mitten coelom (mellan axlarna och cloaca) med en fet stroke lämnar ett rent snitt med en No. 15 eller nr 11 skalpell. Obs: man kan använda en diodlaser även för hud snitt.</li>
		<li>Höj buk membranet, gör och snitt och dissekera försiktigt med en No. 15 eller No. 11 skalpell. (Figur 10B, D).</li>
		<li>Dra tillbaka de coelomiska snitten med ögonlocks upprullningsdon (eller lämplig utrustning).</li>
		<li>Punktskatter en del av äggmassan utan ligating några blodkärl.</li>
		<li>För komplett ovariektomi, bränna omgivande blodkärlen genom elektrocautery eller laserdiod (figur 11).</li>
		<li>Använda monofilament sutur, nära celiotomy snitt med en avbruten, everting sutur mönster.</li>
	</ol></li>
	<li>Caudates<ol>
<li>En gång. mexicanum har bedövningsmedel, placera den i den högra laterala recumbency, med vänster bäckenbenet helt enkelt placeras mot svansen basen.</li>
		<li>Förbered det kirurgiska fältet aseptiskt genom att placera fuktig steril gasväv med utspädd povidon-jod lösning (1:10) på platsen för 10-15 s. Alternativt kan du använda steril gasväv indränkt i 0,75% klorhexidin lösning och placera på operationsområdet i minst 10 min före operationen (figur 12a)36,37 .</li>
		<li>Dra en linje mellan axeln och bakbenen för att dela upp kroppen i tre lika delar (figur 12B).</li>
		<li>Gör snittet platsen mellan den andra och tredje delen.</li>
		<li>Ta tag i underliggande muskler och lyfta bort från coelomic Viscera.</li>
		<li>Försiktigt tvinga små hemostatika genom coelomic muskulatur och i coelomic hålighet.</li>
		<li>Dra tillbaka de coelomiska snitten med ögonlocks upprullningsdon (eller lämpligt material) (figur 12C).</li>
		<li>För komplett ovariektomi, bränna omgivande blodkärlen genom elektrocautery eller laserdiod (figur 12d).</li>
		<li>Använda monofilament sutur, nära celiotomy snitt med en avbruten, everting sutur mönster.</li>
	</ol></li>
</ol>

Författarna har inget att avslöja.

Direkt hantering, visuell observation och morphometriska åtgärder ger icke-invasiva tekniker och är de första bedömningskriterierna för att bestämma kvinnlig fortplantnings fas. Denna studie visar dock att dräktiga äggstockar inte alltid kan identifieras på ett tillförlitligt sätt genom palpation. Beroende på art kan dräktiga äggstockar ibland visuellt upptäckas genom halvgenomskinliga (figur 13a, B) eller helt genomskinlig hud på den ventrala sidan av djuret (figur 13c). Kvinnor som har genomgått oviposition kan visa uppenbara förändringar i sitt utseende jämfört med dräktiga honor (t. ex. lös hud och förlust på upp till 30% av kroppsmassan, figur 13D). Under avel, män och kvinnor kommer att visa vissa beteenden som ger information om närhet till ägglossning och oviposition. När det gäller R. muscosa indikationer på att en hona är nära oviposition börja med den kvinnliga in hand stativ.
Tillämpningen av ultraljud teknik för att anurans och Caudates tillåter diagnos av förekomst eller frånvaro av ägg och om oviposition var förknippad med fullständig eller partiell frisättning av utvecklade ägg. Sålunda, denna metod ger en mer komplett och korrekt bedömning av reproduktiv status utan att vara begränsad till att fastställa dräktig/icke-dräktig status via en visualiseringsteknik som varierar med buken huden öppenhet, eller epidermal konsistens bland de olika amfikrararterna. Ultraljud kan utföras med relativ lätthet och med lite stress för djuren (figur 5 och figur 13) och kan användas för att karakterisera reproduktionscykler och för att bestämma reproduktions status4. Det är viktigt att bekanta sig med arten; denna studie visade dock att Necturus och R. muscosa har gemensamma utvecklings tecken i sina reproduktions mönster som möjliggör liknande klassificering av reproduktions stadiet (figur 5). Genom denna teknik finns det nu belägg för att ägg utvecklingen är hög i fångenskap Necturus och R. muscosa och att båda dessa arter följer ett säsongsbetonat mönster. Även om orsakerna till dessa fenomen är okända och kräver ytterligare utredning, utan användning av ultraljud, flera områden av ovariell dysfunktion, såsom ägg retention och partiell oviposition, skulle ha gått oupptäckt. Framtida tillämpningar av denna teknik kommer att användas för att avgöra om honor bör väljas ut för avel under ett givet år och om oviposition är klar.
Ett blod insamlings protokoll, som det som presenteras i R. muscosa, som är både effektivt och orsakar minimalt lidande för djuret, är optimalt att studera hormon profiler i fångenskap och vildfångad anurans (Calatayud, opublicerade). Hittills finns ingen information om den årliga hormon profiler av Captive R. muscosa och, därför, ingen kunskap om hur hormoner påverkar deras hälsa och reproduktion. Dessutom, med bevis för att honor av denna art inte kan vara årliga uppfödare, hormonella profilering kommer att vara en annan metod för att spåra äggstockarna cykler. Tillsammans med ultraljud, hormon analys kan leda till bättre förutsägelse av vad honor kommer att vara redo för oviposition. Under det gångna året har dessutom två fall av intersexuella i den företagsinterna R. muscosa -populationen dokumenterats. Dessutom har utvecklingen av tumme kuddar noterats på några av de äldre grundande honor. Orsakerna till detta är för närvarande under utredning men initiala resultat tyder på att det kan avse förändringar i testosteronnivåer (Calatayud, opublicerade). Kräsna hormonella cykler hos kvinnor i olika åldrar kommer att hjälpa oss att förstå varför honor kan utveckla manliga-associerade sekundära sexuella egenskaper och om detta är att förväntas i en åldrande befolkning.
Exogent hormonbehandling har använts för att övervinna reproduktiv dysfunktioner som ofta påträffas i fångenskap amfibier. Emellertid, för både R. muscosa och Necturus populationer i denna studie, inga signifikanta skillnader i oviposition mellan hormon-behandlade och kontroll kvinnor upptäcktes under en 2 och 5-års period av tid, respektive. Detta kan tyda på att hormon administration protokoll, doser, priming och hormon kombination som används inte var tillräcklig för arten. Närmare analys av enskilda kvinnliga reproduktiva historier antyder R. muscosa får inte uppleva årlig avel, som också kan redogöra för bristen på hormonell effekt observerades hos behandlade honor. Eftersom en viss andel av kvinnor konsekvent hoppade avel varje år, förstå den naturliga historia av arterna kan hjälpa till att avgöra om det finns ett behov av exogena hormoner och när de kan vara mest effektiva. De förfaranden som beskrivs i denna artikel kan tillämpas på ett antal arter, (tabell 1) och är för anurans som sträcker sig från 5 g till 150 g; större djur kan kräva olika sprutor och nålmätare. Placeringen av injektionen varierar med vissa hormoner som kräver intramuskulös, Intra-peritoneal, sub-kutan eller intradermal injektion (figur 7).
Kirurgi i syfte att ovariektomi är en vanlig metod som används i olika amfibo arter för att få oocyter för embryologiska studier. Ovariektomi kan också anges för befolkningskontroll och medicinska problem såsom ägg retention. Vid partiella ovariektomi där äggcell skörd utförs i forskningssyfte måste kirurgi säkerställa att djuret förblir reproduktivt. Administrering av PGF2α har visat några löfte att lösa ägg retention i kvinnlig R. muscosa. Hos flera individer, PGF2α framkallade fullständig avsättning av tidigare bevarade ägg, men i andra endast partiell deposition inträffade kräver manuell strippning för att ta bort alla ägg. Medan PGF2 α kan fungera som ett alternativ till kirurgi för ägg retention i R. muscosa, dess förmåga att avhjälpa liknande patologiska förhållanden i andra amfibier kommer att kräva artspecifika validering. När kirurgiska ingrepp är i uppdrag för Anuran eller Caudate patienten, är det nödvändigt att säkerställa ett adekvat plan av anestesi innan snitt görs. Skarpsinnig observation färdigheter behövs för att bedöma och övervaka de normativa induktion och återhämtning svar som beskrivs i denna studie för varje taxa. När man är bekant med den specifika anatomin, en lämplig kirurgisk strategi, hemostas, mild vävnads manipulation och adekvat postoperativ hantering, reproduktiv operationer utgör inga överväldigande hinder.

Amfibier har länge erkänts som viktiga biologiska och medicinska modeller av ett brett spektrum av forskningsdiscipliner. Uppgifter som erhållits genom att studera särskilda arter som Xenopus laevis och X. tropicalis, leopardgrodan (Lithobates (tidigare Rana) Myggan) och axolotl (Ambystoma mexicanum) har tillämpats på ett antal andra ryggradsdjur, inklusive människor. Veterinär-, djurhållnings-och assisterad befruktning som har uppstått genom att studera dessa och andra amfibier ge stöd till dem som har till uppgift att utveckla framgångsrik vård, underhåll och hållbarhet av ovanligare populationer i fångenskap 1 , 2 , 3 , 4.
Intresset för samtidig användning av in-och ex situ-naturskyddsbaserade metoder för att vända utrotnings tiden för många i riskzonen amfianarter1,2. Denna artikel innehåller de metoder som för närvarande finns tillgängliga för att övervaka och kontrollera amfibier funktionen i modell arter av anurans och Caudates. Dessutom, befintliga tekniker för att ta itu med en gemensam reproduktiv patologi av ägg retention presenteras.
Som i många taxonomiska grupper, Amfibie ovariell kontroll innebär en rad tätt synkroniserade interaktioner mellan miljö och fysiologi. Temperatur och den fotoperiod (känt som närliggande signaler) avkodas av ögat och hjärnan där de snabbt omvandlas till genetiska, hormonella och cirkadiska processer (ultimata signaler)3,4. Metoderna för att övervaka och kontrollera äggstocks funktionen som beskrivs i denna artikel inkluderar invasiva och icke-invasiva tekniker. Institutionsvård och användning kommittén (IACUC) forskning och undervisning krav definiera icke-invasiva tekniker som de som kommer att orsaka minimal till ingen fysisk smärta eller psykisk stress och kräver inga smärtstillande läkemedel5. Här, icke-invasiva tekniker inkluderar visuell inspektion och palpation, beteendemässiga observationer, morfometriska bedömningar och ultraljud. Tvärtom, de metoder för blod insamling, hormon administration och kirurgi (ovariektomi och avlägsnande av kvarhållna ägg) klassificeras som invasiva eftersom de kan resultera i viss smärta eller obehag och kräver anestesi eller post-processuella läkemedelsbehandling.
Icke-invasiva ovariell övervakning tekniker kan enkelt införlivas i den dagliga vården rutin för de flesta captive amfibier. Beroende på arten, äggstocks graviditet kan ofta bestämmas genom enkel visuell inspektion (glas groda). I andra fall kan palpation indikera om en hona är dräktig. Olika organ tillstånds index (BCI) såsom vikt, nos urostyle längd (Sul), nos-Vent längd (SVL) och standardmassa index (SMI) finns tillgängliga för att förutsäga förekomst eller frånvaro av ägg4,6,7, 8,9. Emellertid, försiktighet bör iakttas med tolkningen av resultaten som de flesta inte anser ålder, kroppsform eller sammansättning (t. ex., vatten kvar kontra äggstocks massa eller fett)6. Slutgiltiga reproduktions diagnoser kan uppnås via ultraljud med mer djupgående kunskap om ägg utveckling och iscensättning av äggstocks cykeln4,7. Ultraljud ger också ett sätt att bekräfta och övervaka reproduktiva patologier och tillhörande fysiologiska villkor4,8.
Förutom att ge information om hälsostatus kan blodprovstagning användas för att mäta reproduktionshormoner. Om hormon profilering är det slutliga målet, det är viktigt att undvika stressrelaterade influenser som kan blanda ihop systemiska steroid data. Medan ett potentiellt kraftfullt övervakningsverktyg, det finns ännu inte en studie som visar medfödda endokrinologiska svar på EXOGEN hormon administration i någon amfibo arter. Blod kan säkert tas från flera platser; i grodor Detta inkluderar ventrala buk venen, linguala plexus, lår bens ven och hjärta9,10. I Caudates, blod samlas in från ventrala svans ven. Graden av invasivitet, mängden återhållsamhet som krävs, behovet av bedövningsmedel, den delikatess av det organ som riktas, och storleken på djuret är faktorer som skall beaktas när man väljer en insamlings teknik för den amfianska patienten. Denna artikel kommer att presentera tekniken för blod insamling från ansiktet maxillary eller musculocutaneous ven av grodor som ursprungligen beskrevs av Forzan et al.9.
Ovariell kontroll är artspecifika och, som sådan, hormon protokoll bör testas och optimeras. Annat än säsongsvariationer och tillhörande cirkulerande hormon miljö, äggstocks kontroll kan också vara tätt kopplade till ålder, tid i fångenskap och exponering för upprepad hormon administration, för vilka det finns lite information i litteraturen11 , 12 , 13. genomförandet av hormonbehandlingar för att framkalla reproduktiva beteenden, könscell produktion, mognad och oviposition har blivit ett allmänt rapporterat tillvägagångssätt för att lösa gemensamma reproduktiva problem i samband med fångenskap4, 8,14,15,16. Eftersom mekanismerna för att kontrollera reproduktion hos ryggradsdjur är starkt bevarade finns det ett antal hormoner, neuropeptider och kommersiellt tillgängliga läkemedel som används terapeutiskt i andra taxonomiska grupper som också kan användas på ett tillförlitligt sätt i ett antal groddfisk (tabell 1). Koriongonadotropin releasing hormon (GnRH) och humant koriongonadotropin (hCG) (eller varianter därav, dvs, pmsg och EKG)17,18, antingen individuellt eller i kombination, har använts i stor utsträckning i amfii fångenskap avelsprogram inklusive: Southern Rocky Mountain Boreal (Anaxyrus Boreas Boreas)4,19,20; toaden, Dusky gopher groda, Rana sevosa (Langhorne et al., opublicerade)7; Gulf Coast Waterdog, Necturus beyeri20; Wyoming padda, Anaxyrus baxteri18; bullgrodan, Rana av21; Amerikanen toaden, Anaxyrus americanus22; gräs grodan, Lymnodyaster tasmaniensis23; den Coqui, Eleutherodactylus Coqui24; Xenopus, Xenopus laevis25; den Gunther ' s toadlet, Pseduophryne guentheri26; den norra leoparden groda, Lithobates Myggan; den argentinska Horned-groda, Ceratophrys utsmyckade; den Cranwell ' s Horned-groda, C. cranwelli; den amerikanska Ground-Frog, Odontophrynus americanus27; och branden Salamander (Salamandra)228. Steroidhormoner, som progesteron (P4), är mindre vanligt rapporterade men har visat god effekt i framkalla ägglossning och oviposition hos vissa arter av anurans16,18,29. Prostaglandiner (särskilt prostaglandin 2-alfa (PGF2α)) är involverade i ägglossningen tillsammans medkortikosteroider 30,31,32,34 och nå höga nivåer under den ovulatoriska fasen31.
I in vitro-studier är PGF2 α en potent inducerare av ägglossningen31, medan in vivo kan inducera oviposition av behållna ägg i Rana muscosa4,30,32. Hypofys extrakt är också effektiva inducerare av ägglossning15,16,34; farhågor kring biosäkerhet och potentialen för sjukdomsspridning är dock ofta avskräckande för häckningskolonier i fångenskap när man överväger detta tillvägagångssätt35.
Den sista delen av denna artikeldetaljer kirurgiska ingrepp och ger alternativa metoder för att expandera äggstocks studier eller stöd med upplösningen av reproduktiv patologier. Ovariectomies är vanligast utförs i amfibier att få oocyter för embryologisk forskning. Emellertid, det kan också ge ett botemedel för kvarhållna ägg när ett annat alternativ misslyckas. Även om detta förfarande är invasiv, kräver full anestesi och snitt för att exponera ägg massorna, det kräver inte eutanasi. Dessutom, efter partiell ovariektomi, djur kan göra en fullständig återhämtning och fortsätta att vara reproducerbara aktiva efter operationen8,36.
De protokoll som beskrivs nedan beskriver invasiva och icke-invasiva metoder för ovariell kontroll och övervakning i anurans och Caudates. De särskilda arter som valts för att illustrera tekniker i anurans inkluderar R. slemhinnan och X. laevis. Necturus maculosus, n. beyeri, n. alabamensisoch A. mexicanum omfattar de arter som används för att på liknande sätt beskriva tekniker i caudates.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>GE logiq Book XP and 8C-RS probe 4e10 MHz GE Medical Systems</td>
			<td>GE medical systems</td>
			<td>GE logiq Book XP</td>
			<td>Ultrasound</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aloka 500 7.5mHz linear or IBEX multi-frequency (10-6mHz) micro-convex</td>
			<td>GE medical systems</td>
			<td>8C-RS (10 MHz)</td>
			<td>Ultrasound probe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD disposable U-100 insulin syringe (28-29 G needle)</td>
			<td>Mettler Electronics Corp CA</td>
			<td>Sonigel</td>
			<td>Ultrasound gel (water soluble, salt-free)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hormone</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gonadotropin releasing hormone</td>
			<td>BACHEM</td>
			<td>4012028</td>
			<td>synonym: [Des-Gly10, D-Ala6, Pro-NHEt9]-GnRH acetate 
			abbreviation: GnRH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lutenizing hormone releasing hormone</td>
			<td>BACHEM, Sigma-Aldrich</td>
			<td>4033013;&#160;&#160;&#160;&#160; L1898</td>
			<td>synonym: Pyr-His-Trp-Ser-Tyr-Gly-Leu-Arg-Pro-Gly-NH2 acetate salt; 
			[D-Ala6}-LHRH acetate salt hydrate 
			abbreviation: LHRH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human chorionic gonadotropin</td>
			<td>BACHEM, Sigma-Aldrich</td>
			<td>4030270, 4018894; C1063, CG5, CG10</td>
			<td>synonym: Chorionic gonadotropin-&#946; (109-145)(109-119); Choriogonin, HCG (2,500IU, 5,000IU, 10,000IU) 
			abbreviation: hCG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prostaglandin 2&#945;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P40424;</td>
			<td>synonym: (5Z,9&#945;,11&#945;,13E,15S)-9,11,15-Trihydroxyprosta-5,13-dienoic acid tris salt, PGF2&#945;&#8722;Tris; 
			abbreviation: PGF2&#945;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Follicle-stimulating hormone</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F4021, F8174</td>
			<td>synonym: porcine, sheep 
			abbreviation: FSH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Progesterone</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>46665;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; P7556</td>
			<td>synonym: Vetranal; P4 water soluble 
			abbreviation: P4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pituitary extract</td>
			<td>na</td>
			<td></td>
			<td>synonym: Check papers for amphibian species derivation 
			abbreviation: PE</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pregnant Mare Serum Gonadotropin</td>
			<td>Prospec;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Lee Biosolutions; Sigma-Aldrich</td>
			<td>HOR-272;&#160;&#160;&#160; 493-10; 9002-70-4</td>
			<td>synonym: Pregnant Mare Serum Gonadotropin 
			abbreviation: PMSG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metaclopromide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M0763</td>
			<td>synonym: 4-Amino-5-chloro-N-[2-(diethylamino)ethyl]-2-methoxybenzamide, Methoxychloroprocainamide 
			abbreviation: MET</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lucrin</td>
			<td>BACHEM; Sigma-Aldrich</td>
			<td>4033014;&#160;&#160; L0399</td>
			<td>synonym: Leuprorelin acetate 
			abbreviation: Lucrin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lutalyse</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td></td>
			<td>synonym: PGF2&#945; - Dinoprost tromethamine 
			abbreviation: Lut</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pimozide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P1793</td>
			<td>synonym: 1-[1-[4,4-bis(4-Fluorophenyl)butyl]-4-piperidinyl]-1,3-dihydro-2H-benzimidazol-2-one 
			abbreviation: PZ</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amphiplex</td>
			<td>see above</td>
			<td></td>
			<td>synonym: Gonadotropin releasing hormone + metoclopramide 
			abbreviation: GnRH + MET</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ovopel</td>
			<td>Ovopel</td>
			<td>na</td>
			<td>synonym: GnRHa + dopamine receptor antagonist (administered 1 pellet/ kg) 
			abbreviation: Ovo</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ovaprim</td>
			<td>Pentair aquatic eco-systems</td>
			<td>Ova10</td>
			<td>synonym: Salmon gonadotropin + domperidone 
			abbreviation: Ova</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Domperidone</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D122</td>
			<td>synonym: 4-(5-Chloro-2-oxo-1-benzimidazolinyl)-1-[3-(2-oxobenzimidazolinyl)propyl]piperidine 
			abbreviation: DOM</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

reproductive techniques for ovarian monitoring and control in amphibians

Ovariell kontroll och övervakning i amfibier kräver en mångfacetterad strategi. Det finns flera program som framgångsrikt kan framkalla reproduktions beteenden och förvärvet av könsceller och embryon för fysiologisk eller molekylär forskning. Amfibier bidra till en-12:45-tredjedel av ryggradsdjur forskning, och av intresse i detta sammanhang är deras bidrag till det vetenskapliga samfundet kunskap om reproduktions processer och embryologisk utveckling. Men de flesta av dessa kunskaper kommer från ett litet antal arter. På senare tid har decimering av amfibier över hela världen krävt ökat ingripande av naturvårdare. De captive-och säkrande kolonierna som fortsätter att dyka upp som svar på risken för utrotning gör befintliga forsknings-och kliniska tillämpningar ovärderliga för överlevnad och reproduktion av amfibier som hålls under mänsklig vård. Framgången för någon fångenskap befolkningen bygger på dess hälsa och reproduktion och förmågan att utveckla livskraftiga avkomma som bär fram den mest varierande genetiska representationen av deras arter. För forskare och veterinärer, förmågan att övervaka och kontrollera äggstocks utveckling och hälsa är därför absolut nödvändigt. Fokus i denna artikel är att belysa de olika assisterad reproduktionsteknik som kan användas för att övervaka och, när det är lämpligt eller nödvändigt, kontrollera äggstocksfunktion i amfibier. Helst bör alla reproduktiva och hälsofrågor minskas genom ordentlig uppfödning, men som med alla djur, frågor om hälsa och reproduktiv patologier är oundvikliga. Icke-invasiva tekniker inkluderar beteendemässiga bedömningar, visuell inspektion och palpation och morphometriska mätningar för beräkning av kroppens kondition index och ultraljud. Invasiva tekniker inkluderar hormonella injektioner, blodprovstagning, och kirurgi. Äggstocks kontroll kan utövas på flera olika sätt beroende på vilken ansökan som krävs och arter av intresse.

Watch this Scientific Journal Video about Reproductive Techniques for Ovarian Monitoring and Control in Amphibians at JoVE.com

Reproductive Techniques for Ovarian Monitoring and Control in Amphibians

Studiet av amfibiobiologi ger värdefull information om de reproduktiva, fysiologiska, embryologiska och utvecklingsprocesser som driver organismer i många taxonomiska grupper. Här presenterar vi en omfattande guide om olika metoder som kan användas för att studera ovariell kontroll och övervakning i amfibier.

Reproduktionsteknik för ovariell övervakning och kontroll i amfibier

Ovarian control and monitoring in amphibians require a multi-faceted approach. There are several applications that can successfully induce reproductive ...

Detta ovariectomy teknik sysselsätter en återvinningsbara kirurgiska ingrepp för att erhålla amfibie oocytes för vår medicinska forskning eller en annan ansökan för att övervinna patologiskt tillstånd av kvarhållen ägg. Det kräver inte dödshjälp för att få amfibiska oocyter för forskningsändamål. I själva verket, efter en partiell ovariectomy det amfibieämnet kan vara reproduktivt aktiv post återhämtning.Efter att ha bekräftat en brist på svar på bäckenhålorna lem nypa, placera en sövd kvinnlig anuran i en dorsala recumbent position, och använda fuktig, steril gasbinda att torka det kirurgiska fältet med povidone-jod lösning för 10 till 15 sekunder. Placera en klar, steril plast drapera över operationsområdet och minska avdunstning genom att hålla den omgivande huden fuktig, innan du använder ett nummer 15 eller 11 skalpell blad för att göra en 3 millimeter perimedian hud snitt i mitten coelom mellan axlarna och kloaca. Använd bomullsspetsade applikatorer för att applicera lokaliserat tryck på eventuella små kärl runt snittet vid behov, och höj bukmembranet för ett successivt membranansion.Använd ögonlocksupprullningsdon för att dra tillbaka de vdlomiska snitten, och punktskatt en del av äggmassan utan att ligera några blodkärl. För en komplett ovariectomy, cauterize de omgivande blodkärlen, och använda en mono-filament sutur för att stänga den ceoliotomy snitt med en avbruten everting sutur mönster. Olika amfibier arter, såsom dessa Necturus och glasgrodan, uppvisar varierande grader av hudens öppenhet, vilket påverkar förmågan att visualisera deras reproduktiva status transdermally.Hos vissa arter kan morfologiska skillnader detekteras mellan honor som är gravid, kontra nyligen oviposited djur. I detta exempel kan en kvinnlig Rana muscosa som nyligen har oviposited skiljas från en gravid hona genom slapphet av hennes hud och hennes tunnare utseende. De beteendemässiga stadierna av oviposition i Rana muscosa inkluderar uppvaktning, där en manlig aktivt bedriver en kvinnlig och amplexus, under vilken Rana muscosa manliga fästen och fast knäppen på honans rygg.Under amplexus klämmer hanen honan på ett mjukt pumpande sätt. Kvinna Rana muscosa flytta runt och visa intermittent handstand beteenden, så småningom lutar upp mot ytor som ägg kan fastna på, medan hanen pumpar hennes buk kraftigt. Omedelbart efter oviposition, kvinnliga äggstockar återgå till en kategori steg ett.Under denna tid, folliklar är svåra att visualisera när du utför ultraljud. Steg två representeras av uppkomsten av echogenic prickar spridda över hela äggstocken. Steg tre bestäms av förekomsten av större, rundare echogenic prickar med mörka centra, vägledande för äggula, mogna folliklar.I denna representant fyra års bedömning av fångenskap kvinnliga Necturus, ägg utveckling var hög, men oviposition var inte säkerställd. Vissa honor med kvarhållna ägg samtidiga med vätskeförstärka i kroppen hålighet, visade överdriven omkrets och svullnad, tillsammans med vissa tecken på brista blodkärl, såsom det som visas i dessa drabbade Rana och Necturus. Även om det kirurgiska tillvägagångssättet kan användas för hantering av äggstocks patologi, kan denna teknik också vara involverad i gamet och umbilical forskning.Efter operationen kan utövaren återgå till det första protokollet som beskrivs i detta manuskript för att övervaka den pågående allmänna hälsan hos amfibieämnet.

Research

JoVE Journal

Biology

Microinjection Techniques for Studying Mitosis in the Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

Microinjection Techniques for Studying Mitosis in the Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

Mikroinjektion Tekniker för att studera Mitos i Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

This protocol describes the use of the Drosophila melanogaster syncytial embryo  for studying mitosis1.  Drosophila has useful genetics with a sequenced ...

Techniques for Imaging Ca2+ Signaling in Human Sperm

Techniques for Imaging Ca2+ Signaling in Human Sperm

Tekniker för Imaging Ca 2 + Signalering i mänskliga spermier

Fluorescence microscopy of cells loaded with fluorescent, Ca2+-sensitive dyes is used for measurement of spatial and temporal aspects of Ca2+ signaling in ...

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

Patch Clamp och tekniker perfusion för att studera jonkanaler Uttryckt i Xenopus Oocyter

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may ...

Long-term Lethal Toxicity Test with the Crustacean Artemia franciscana

Long-term Lethal Toxicity Test with the Crustacean Artemia franciscana

Långsiktig Dödligt toxicitetstest med Crustacean Artemia franciscana</em

Our research activities target the use of biological methods for the evaluation of environmental quality, with particular reference to saltwater/brackish ...

In Vivo Microinjection and Electroporation of Mouse Testis

In Vivo Microinjection and Electroporation of Mouse Testis

In vivo mikroinjektion och elektroporation av Mus Testikel

This video and article contribution gives a comprehensive description of microinjection and electroporation of mouse testis in vivo. This particular ...

Dried Blood Spots - Preparing and Processing for Use in Immunoassays and in Molecular Techniques

Torkat blod fläckar - förberedelse och bearbetning för användning i immunoanalyser och molekylärbiologiska metoder

The idea of collecting blood on a paper card and subsequently using the dried blood spots (DBS) for diagnostic purposes originated a century ago. Since ...

Techniques for Imaging Prometaphase and Metaphase of Meiosis I in Fixed Drosophila Oocytes

Techniques for Imaging Prometaphase and Metaphase of Meiosis I in Fixed Drosophila Oocytes

Tekniker för Imaging prometafas och Metaphase av meios I i fast<em&gt; Drosophila</em&gt; Oocyter

Chromosome segregation in human oocytes is error prone, resulting in aneuploidy, which is the leading genetic cause of miscarriage and birth defects. The ...

Simple and Effective Administration and Visualization of Microparticles in the Circulatory System of Small Fishes Using Kidney Injection

Enkel och effektiv Administration och visualisering av mikropartiklar i cirkulationssystemet av små fiskar använder njure injektion

The systemic administration of micro-size particles into a living organism can be applied for vasculature visualization, drug and vaccine delivery, ...

Micron-scale Phenotyping Techniques of Maize Vascular Bundles Based on X-ray Microcomputed Tomography

Micron-skala fenotypning tekniker för majs kärlknippena baserat på röntgen Microcomputed tomografi

It is necessary to accurately quantify the anatomical structures of maize materials based on high-throughput image analysis techniques. Here, we provide a ...

Single Cell Collection of Trophoblast Cells in Peri-implantation Stage Human Embryos

Single Cell Insamling av Trophoblast celler i Peri-implantation Stage mänskliga embryon

Human implantation, the apposition and adhesion to the uterine surface epithelia and subsequent invasion of the blastocyst into the maternal decidua, is a ...