Name: 3d scanning technology bridging microcircuits and macroscale brain images in 3d novel embedding overlapping protocol
Uploaded: 2019-05-12T13:00:00
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M.S. est reconnaissant pour le soutien de tout le personnel dans le cours d'ingénierie de l'information médicale à l'École supérieure de médecine et de la Faculté de médecine, et tient à remercier le professeur Tetsuya Takakuwa, le professeur Nobukatsu Sawamoto, et Doris Zakian pour leur aide Commentaires. Cette étude a été appuyée par une subvention d'aide pour la recherche exploratoire stimulante et par le programme Leading Initiative for Excellent Young Researchers (LEADER) à M.S. du MEXT (Ministère de l'Éducation, de la Culture, des Sports, des Sciences et de la Technologie). Les expériences d'IRM dans ce travail ont été effectuées dans la Division pour l'IRM des petits animaux, Medical Research Support Center, Graduate School of Medicine, Université de Kyoto, Japon.

Toutes les procédures expérimentales décrites ici ont été approuvées par le Comité des soins aux animaux de l'Université de Kyoto.
1. Animaux (Jour 1)
<ol><li>Préparer les souris femelles C57BL/6J(n - 6, âgées de 3 à 5 semaines). REMARQUE: Ce protocole s'applique à toutes les espèces de rongeurs.</li>
</ol>2. Paramètres IRM (Jour 1)
<ol><li>Placez la souris dans une boîte d'anesthésie acrylique placée sur un tapis chauf...

<ol>
	<li>Vogelsberger, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Properties+of+galaxies+reproduced+by+a+hydrodynamic+simulation.">Properties of galaxies reproduced by a hydrodynamic simulation.</a> Nature. 509 (7499), 177-182 (2014).</li><li>Zhang, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integrated+systems+approach+identifies+genetic+nodes+and+networks+in+late-onset+Alzheimer&#8217;s+disease.">Integrated systems approach identifies genetic nodes and networks in late-onset Alzheimer&#8217;s disease.</a> Cell. 153 (3), 707-720 (2013).</li><li>Sporns, O., Chialvo, D. R., Kaiser, M., Hilgetag, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization,+development+and+function+of+complex+brain+networks.">Organization, development and function of complex brain networks.</a> Trends in Cognitive Sciences. 8 (9), 418-425 (2004).</li><li>Shimono, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-uniformity+of+cell+density+and+networks+in+the+monkey+brain.">Non-uniformity of cell density and networks in the monkey brain.</a> Scientific Reports. 3, 2541 (2013).</li><li>DeFelipe, J., Jones, E. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Cajal on the Cerebral Cortex: An Annotated Translation of the Complete Wrings. , (1988).</li><li>Kandel, E. R., Schwartz, J. H., Jessell, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Principles of Neural Science. , (2013).</li><li>Pine, J., Taketani, M., Baudry, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+history+of+MEA+development.">A history of MEA development.</a> Advances in Network Electrophysiology. , 3-23 (2006).</li><li>Grienberger, C., Konnerth, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+calcium+in+neurons.">Imaging calcium in neurons.</a> Neuron. 73 (5), 862-885 (2012).</li><li>Shimono, M., Beggs, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+clusters,+hubs,+and+communities+in+the+cortical+microconnectome.">Functional clusters, hubs, and communities in the cortical microconnectome.</a> Cerebral Cortex. 25 (10), 3743-3757 (2014).</li><li>Amunts, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=BigBrain:+An+Ultrahigh-Resolution+3D+Human+Brain+Model.">BigBrain: An Ultrahigh-Resolution 3D Human Brain Model.</a> Science. 340, 1472-1475 (2013).</li><li>Ali, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rigid+and+non-rigid+registration+of+polarized+light+imaging+data+for+3D+reconstruction+of+the+temporal+lobe+of+the+human+brain+at+micrometer+resolution.">Rigid and non-rigid registration of polarized light imaging data for 3D reconstruction of the temporal lobe of the human brain at micrometer resolution.</a> NeuroImage. 181, 235-251 (2018).</li><li>Kozai, T. D. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrasmall+implantable+composite+microelectrodes+with+bioactive+surfaces+for+chronic+neural+interfaces.">Ultrasmall implantable composite microelectrodes with bioactive surfaces for chronic neural interfaces.</a> Nature Materials. 11, 1065-1073 (2012).</li><li>Kampasi, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dual+color+optogenetic+control+of+neural+populations+using+low-noise,+multishank+optoelectrodes.">Dual color optogenetic control of neural populations using low-noise, multishank optoelectrodes.</a> Microsystems &amp; Nanoengineering. 4 (1), 10 (2018).</li><li>Hellwig, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+quantitative+analysis+of+the+local+connectivity+between+pyramidal+neurons+in+layers+2/3+of+the+rat+visual+cortex.">A quantitative analysis of the local connectivity between pyramidal neurons in layers 2/3 of the rat visual cortex.</a> Biological Cybernetics. 82 (2), 111-121 (2000).</li><li>Bezgin, G., Reid, A. T., Schubert, D., K&#246;tter, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Matching+spatial+with+ontological+brain+regions+using+Java+tools+for+visualization,+database+access,+and+integrated+data+analysis.">Matching spatial with ontological brain regions using Java tools for visualization, database access, and integrated data analysis.</a> Neuroinformatics. 7 (1), 7-22 (2009).</li><li>Holmgren, C., Harkany, T., Svennenfors, B., Zilberter, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pyramidal+cell+communication+within+local+networks+in+layer+2/3+of+rat+neocortex.">Pyramidal cell communication within local networks in layer 2/3 of rat neocortex.</a> The Journal of Physiology. 551 (1), 139-153 (2003).</li><li>Boucsein, C., Nawrot, M., Schnepel, P., Aertsen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+the+cortical+column:+abundance+and+physiology+of+horizontal+connections+imply+a+strong+role+for+inputs+from+the+surround.">Beyond the cortical column: abundance and physiology of horizontal connections imply a strong role for inputs from the surround.</a> Frontiers in Neuroscience. 5 (32), 1-13 (2011).</li><li>Edelsbrunner, H., Aronov, J. P. B., Basu, S., Sharir, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surface+reconstruction+by+wrapping+finite+point+sets+in+space.">Surface reconstruction by wrapping finite point sets in space.</a> Discrete and Computational Geometry - The Goodman-Pollack Festschrift. , 379-404 (2003).</li><li>Roland, P. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+brain+atlas:+For+high&#8208;resolution+functional+and+anatomical+mapping.">Human brain atlas: For high&#8208;resolution functional and anatomical mapping.</a> Human Brain Mapping. 1 (3), 173-184 (1994).</li><li>Johnson, G. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Waxholm+space:+an+image-based+reference+for+coordinating+mouse+brain+research.">Waxholm space: an image-based reference for coordinating mouse brain research.</a> NeuroImage. 53 (2), 365-372 (2010).</li><li>Evans, A. C., Janke, A. L., Collins, D. L., Baillet, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+templates+and+atlases.">Brain templates and atlases.</a> NeuroImage. 62 (2), 911-922 (2012).</li><li>Okabe, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain/MINDS&#8211;a+new+program+for+comprehensive+analyses+of+the+brain.">Brain/MINDS&#8211;a new program for comprehensive analyses of the brain.</a> Microscopy. 64 (1), 3-4 (2015).</li><li>Shimono, M., Hatano, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+communication+dynamics+on+macro-connectome,+and+the+propagation+speed.">Efficient communication dynamics on macro-connectome, and the propagation speed.</a> Scientific Reports. 8 (1), 2510 (2018).</li></ol>

Nous avons développé un nouveau protocole appelé protocole 3D-NEO pour combler les échelles spatiales macroscopiques et microscopiques en superparant deux surfaces cérébrales avec plus de précision qu'auparavant. À l'origine, il y avait deux défis dans la création de ce protocole qui a rendu possible le chevauchement précis de deux images de surface du cerveau et l'enregistrement des activités neuronales saines à partir d'organismes vivants. Tout d'abord, il était nécessaire d'essuyer efficacement la solut...

Les architectures multi-échelles non uniformes à diverses organisations physiques et biologiques sont généralement trouvées1,2. Le cerveau est également une organisation de réseau très non uniforme et multi-échelle3,4. Diverses fonctions cognitives sont codées dans de telles organisations de réseau, détenant des changements temporels des modèles électriques de pointe des populations neuronales dans les résolutions temporelles submillisecondes. Historiquement, les réseaux complexes entre les neurones ont été structurellement observés en détail en utilisant les techniques de coloration par Santiago Ramon y Cajal de plus de 150 ans5. Pour observer les comportements de groupe des neurones actifs, les chercheurs ont développé diverses technologies d'enregistrement6,7,8, et les récents développements significatifs de ces technologies nous ont permis d'enregistrer activités électriques d'un grand nombre de neurones simultanément. En outre, à partir de ces activités fonctionnelles, les scientifiques ont réussi à reconstruire des réseaux d'interactions causales entre un grand nombre de neurones et ont déclaré l'architecture topologique de leurs interactions complexes «microconnectome»9 . Les observations macroscopiques du cerveau permettent également de considérer un cerveau entier comme une organisation de réseau parce que beaucoup de régions de cerveau sont reliées par de multiples faisceaux de fibres. L'intégration des microconnectomes dans la carte globale du cerveau a encore des limites claires dans les progrès technologiques actuels, c'est pourquoi ce protocole d'intégration est si important. Cependant, l'élaboration du protocole d'intégration pose de nombreux défis. Par exemple, afin d'observer les activités des circuits neuronaux locaux vivants dans des régions cérébrales purement isolées, des tranches de cerveau doivent être produites pour les enregistrements in vitro. En outre, les enregistrements de tranches de cerveau pour les enregistrements in vitro sont encore un choix important pour au moins deux raisons. Tout d'abord, il n'est toujours pas facile d'observer les activités de nombreux neurones individuels vivants simultanément à partir de régions du cerveau plus profondes que 1,5 mm et en haute résolution temporelle (lt;1 ms). Deuxièmement, lorsque nous espérons connaître l'architecture interne d'un circuit neuronal local, nous devons arrêter toutes les entrées provenant de régions externes du cerveau pour éliminer les facteurs de confusion. Afin d'identifier les directions et les positions des tranches de cerveau produites, il sera encore nécessaire d'intégrer les positions spatiales de ces tranches de cerveau produites à l'aide de coordonnées. Il existe, cependant, quelques façons systématiques et fiables de faire des tranches de cerveau d'une manière organisée10,11. Ici, un nouveau protocole de coenregistrement est introduit, utilisant la technologie de balayage 3D pour la recherche neuroscientifique afin de fournir un protocole intégratif. Ce protocole agit pour coordonner les micro- et macro-échelles et intégrer les microdonnées du réseau multiélectrode (MEA)12,13 et les données de coloration sur un espace d'IRM macroscopique à travers des surfaces de balayage 3D des cerveaux extraits, ainsi que de cerveaux non invasifs enregistrés. Étonnamment, cela a montré une erreur de distance de seulement 50 m comme valeur de mode de l'histogramme. En conséquence, les valeurs de mode des distances minimales entre deux surfaces entre la surface d'IRM et la surface 3D numérisée étaient près de 50 m pour chacun des six souris, qui est un nombre approprié lors de la vérification de la communité entre les individus. La largeur typique de la tranche avait une activité de pointe enregistrée d'environ 300 m.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Air compressor</td>
			<td>Kimura Medical</td>
			<td>KA-100</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>All-in-one fluorescence microscope</td>
			<td>KEYENCE</td>
			<td>BZ-X710</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia box</td>
			<td>Bio Research Center</td>
			<td>RIC-01</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia system</td>
			<td>ACOMA Medical Industry</td>
			<td>NS-5000A</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-GAD67, clone 1G10.2</td>
			<td>Merk Millipore</td>
			<td>MAB5406</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium Chrolide</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>06729-55</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Choline Chloride</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>08809-45</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>curved blunt forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposal scalpel</td>
			<td>Kai</td>
			<td>10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-PBS(-) without Ca and Mg, liquid(10x)</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td></td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D(+)-Glucose</td>
			<td>Wako</td>
			<td>049-31165</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelatin</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>16605-42</td>
			<td>re-secctioning</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-Mouse IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor Plus 488</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A32723</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor Plus 555</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A32732</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heater mat</td>
			<td>Bio Research Center</td>
			<td>HM-10</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heater mat controller</td>
			<td>Bio Research Center</td>
			<td>BWT-100A</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heater system</td>
			<td>SA Instruments</td>
			<td>MR-compatible Small Animal Heating System</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>AbbVie</td>
			<td></td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer</td>
			<td>ACOMA Medical Industry</td>
			<td>MKIIIai</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linear Slicer</td>
			<td>DOSAKA</td>
			<td>Neo Linear Slicer MT</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L(+)-Ascorbic Acid Sodium Salt</td>
			<td>Wako</td>
			<td>196-01252</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium Chrolide Hexahydrate</td>
			<td>Wako</td>
			<td>135-00165</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MaxOne Single-Well MEA</td>
			<td>MaxWell Biosystems</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metal Spatula</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monitoring system</td>
			<td>SA Instruments</td>
			<td>Model 1025</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monitoring software</td>
			<td>SA Instruments</td>
			<td>PC-SAM V.5.12</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MRI compatible cradle</td>
			<td>Bruker BioSpin</td>
			<td>T12812</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MRI coil</td>
			<td>Bruker BioSpin</td>
			<td>T9988</td>
			<td>For MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MRI operation software</td>
			<td>Bruker BioSpin</td>
			<td>ParaVision 5.1</td>
			<td>For MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neo LinearSlicer MT</td>
			<td>D.S.K.</td>
			<td>NLS-MT</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NeuN (D4G40) XP Rabbit mAb</td>
			<td>Cell Signaling</td>
			<td>24307</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normal Goat Serum</td>
			<td>Wako</td>
			<td>143-06561</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Chloride</td>
			<td>Wako</td>
			<td>163-03545</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyethylene Glycol Mono-p-isooctylphenyl Ether</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>12967-45</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure-sensitive respiration sensor</td>
			<td>SA Instruments</td>
			<td>RS-301</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Preclinical MRI scanner</td>
			<td>Bruker BioSpin</td>
			<td>BioSpec 70/20 USR</td>
			<td>For MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pyruvic Acid Sodium Salt</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>29806-54</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SCAN in a BOX</td>
			<td>Open Technologies srl</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sieve bottle</td>
			<td>TIGERCROWN</td>
			<td>81</td>
			<td>For 3D scan</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SlowFade Gold Antifade Mountant</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>S36937</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride</td>
			<td>Wako</td>
			<td>191-01665</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Dihydrogenphosphate</td>
			<td>Wako</td>
			<td>197-09705</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Hydrogen Carbonate</td>
			<td>Wako</td>
			<td>191-01305</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Hydrogensulfite</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>31220-15</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermistor temperature probe</td>
			<td>SA Instruments</td>
			<td>RTP-101-B, PLTPC-300</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tooth bar</td>
			<td>Bruker BioSpin</td>
			<td>T10146</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Winged intravenous needle</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SV-23CLK</td>
			<td>For perfusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mol/l-Tris-HCl Buffer Solution</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>35436-01</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mol/l-Hydrochloric Acid</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>37314-15</td>
			<td>For pH adjustment of solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>16%-Paraformaldehyde Aqueous Solution</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>15710</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

3d scanning technology bridging microcircuits and macroscale brain images in 3d novel embedding overlapping protocol

Le cerveau humain, étant un système à plusieurs échelles, a à la fois des signaux électriques macroscopiques, qui circulent globalement le long d'épais faisceaux de fibres de matière blanche, et des pointes neuronales microscopiques, se propageant le long des axones et des dendrites. Les deux échelles complètent différents aspects des fonctions cognitives et comportementales humaines. Au niveau macroscopique, l'IRM a été la technologie d'imagerie standard actuelle, dans laquelle la plus petite résolution spatiale, la taille du voxel, est de 0,1 à 1 mm3. En outre, au niveau microscopique, les études physiologiques précédentes étaient au courant des architectures neuronales non uniformes dans de tels voxels. Cette étude développe un moyen puissant d'intégrer avec précision les données microscopiques dans une carte macroscopique en interfaçant la recherche scientifique biologique avec les progrès technologiques dans la technologie de numérisation 3D. Depuis la technologie de numérisation 3D a été principalement utilisé pour l'ingénierie et la conception industrielle jusqu'à présent, il est réutilisé pour la première fois d'intégrer des microconnectomes dans l'ensemble du cerveau tout en préservant les pieux naturels dans les cellules vivantes du cerveau. Pour atteindre cet objectif, tout d'abord, nous avons construit un protocole de numérisation pour obtenir des images 3D précises à partir de bio-organismes vivants intrinsèquement difficiles à l'image en raison de surfaces humides et réfléchissantes. Deuxièmement, nous nous sommes entraînés à maintenir la vitesse pour empêcher la dégradation du tissu cérébral vivant, qui est un facteur clé dans la rétention de meilleures conditions et l'enregistrement de pointes neuronales plus naturelles à partir de neurones actifs dans le tissu cérébral. Deux images de surface corticales, extraites indépendamment de deux modules d'imagerie différents, à savoir les images de surface de l'IRM et du scanner 3D, montrent étonnamment une erreur de distance de seulement 50 m comme valeur de mode de l'histogramme. Cette précision est comparable à l'échelle de la résolution microscopique des distances intercellulaires; aussi, il est stable parmi différentes souris individuelles. Ce nouveau protocole, le nouveau protocole 3D intégrant le chevauchement (3D-NEO), comble les niveaux macroscopiques et microscopiques dérivés de ce protocole intégratif et accélère de nouvelles découvertes scientifiques pour étudier des architectures de connectivité complètes (c.-à-d., microconnectome).

Nous avons évalué les distances entre les surfaces corticales, produites en dépouillant le volume d'IRM, et les surfaces obtenues à partir de balayages 3D des cerveaux extraits. Les valeurs de mode de l'histogramme des distances ne sont que de 55 m (Figure 3a). De plus, lors de l'accumulation de l'histogramme à partir du point où la distance est égale à zéro, la valeur accumulée atteint 90 % du nombre total d'échantillons à 300 m (<strong class="x...

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3D Scanning Technology Bridging Microcircuits and Macroscale Brain Images in 3D Novel Embedding Overlapping Protocol

Technologie de balayage 3D Bridging Microcircuits and Macroscale Brain Images in 3D Novel Embedding Overlapping Protocol

Cet article introduit un protocole expérimental utilisant la technologie de balayage 3D reliant deux échelles spatiales : l'échelle spatiale macroscopique de l'anatomie du cerveau entier image par IRM à 100 m et l'échelle spatiale microscopique des distributions neuronales à l'aide la coloration immunohistochemistry et un système de tableau multiélectrode et d'autres méthodes (10 m).

The human brain, being a multiscale system, has both macroscopic electrical signals, globally flowing along thick white-matter fiber bundles, and ...

Ce protocole est le premier à introduire la technologie de numérisation 3D dans le domaine de la recherche anatomique, en particulier neuroanatomique, et a atteint des performances de chevauchement très précises. Le neuro-intégration 3D chevauchement, ou protocole neuro 3D, intègre des prises stériles à micro-échelle dans des images cérébrales macro-échelle, et les ponts de ces différentes échelles spatiales de façon transparente. Nous devons également appliquer le protocole neuro 3D aux IRM humaines et au cerveau post mortem.Le chevauchement nous permet d’identifier les modèles connus de contraste d’IRM liés à la maladie. Les systèmes de balayage 3D sont sensibles à l’eau entourant le bio-organisme extrait, il est donc essentiel d’essuyer l’eau très soigneusement. En outre, la procédure doit être effectuée aussi rapidement que possible.Commencez cette procédure par la préparation d’une souris, ainsi que par des acquisitions d’IRM et des préparations d’équipement décrites dans le protocole textuel. Le deuxième jour, couper le cuir chevelu d’une souris précédemment euthanasiée le long de la suture sagittale à l’aide de ciseaux chirurgicaux. Utilisez des ciseaux chirurgicaux pour couper le crâne dans des directions diagonales à partir du point lambda à un point un peu en face de la bregma.Puis, décoller doucement le crâne du cerveau à l’aide d’une pince à épiler incurvée. Soulevez le cerveau à l’aide d’une spatule et transférez-le dans une boîte de Pétri avec une solution de coupe glacée. À l’aide d’une bombe à gaz externe à vitesse de pompe rotative contrôlée, l’air d’écoulement contient 95 % d’oxygène et 5 % de dioxyde de carbone pour générer de petites bulles dans la solution de coupe à froid.Après une à deux minutes, mettre le cerveau sur un tissu de microfibre dont la surface est légèrement recouverte d’un tamis à farine. Essuyez doucement le liquide de la surface du cerveau à l’aide du tissu microfibre. Mettez le cerveau, avec son aspect dorsal vers le haut, sur le support d’échantillon.Ensuite, placez le support de l’échantillon au centre de la plaque tournante automatique. Assombrissez la pièce pendant l’analyse 3D et effectuez un scan 3D sur la platine. Pour vérifier si l’analyse 3D fonctionne bien, cliquez sur 3D Scan en sélectionnant l’angle entre deux plans comme 22,5, l’angle de départ comme zéro, et l’angle final comme 360.Déplacez le cerveau dans une boîte de Pétri et bouillonnez le cerveau dans la solution de coupe pendant environ 10 secondes. Couper le cerveau en deux blocs au milieu du plan coronal, à l’aide d’un scalpel. Ensuite, déplacez doucement les deux blocs cérébraux vers la surface plane à l’aide d’une spatule chirurgicale.Fixez les blocs cérébraux de la base du bloc cérébral à l’aide de colle instantanée. Essuyez doucement et soigneusement le liquide de la surface du cerveau en une à deux minutes, à l’aide du tissu microfibre. Ensuite, effectuez à nouveau un scan 3D.Fixez une lame au porte-lame du vibratome. Fixez le ruban noir couvrant le centre de la base du bloc cérébral au centre de la scène de coupe pour un vibratome. Verser la solution de coupe dans la scène de coupe et mettre la scène de coupe sur le vibratome.Ajustez la vitesse de coupe et l’amplitude. Faire deux à cinq tranches coronale de 300 microns d’épaisseur à partir des deux blocs cérébraux. Gardez la solution dans l’étape de coupe bouillonnant si possible.Optimisez la vitesse de coupe, la fréquence et l’amplitude vibratoire du système en les fixant comme 12,7 millimètres par minute pour la vitesse, 87 à 88 hertz pour la fréquence, et 0,8 à 1,0 millimètre pour la largeur de balançoire. Tout en coupant les tranches de cerveau, enregistrez la coordonnée tranchée dans le format, y compris la coordonnée antérieure-postérieure, l’hémisphère, et d’autres conditions. Transférer délicatement les tranches de cerveau dans un bécher rempli d’ACSF préchauffé à l’aide d’une pipette en plastique épaisse.Incuber les tranches de cerveau dans le bécher à environ 34 degrés Celsius pendant une heure. Pendant ce temps, effectuez un balayage 3D des blocs de cerveau restants sur l’étape de coupe. Maintenant, réglez un tableau multiélecrode, ou puce MEA, sur une unité d’enregistrement.Connectez la puce à une pompe périssaliste à l’aide de deux tubes. Utilisez un tube pour guider le même ACSF dans la puce MEA et l’autre tube pour guider l’ACSF hors de la puce MEA. Fixez deux aiguilles, reliées à l’extrémité des deux tubes, au sommet du mur de la puce MEA.Fixez leurs positions avec leurs pointes suivant le mur intérieur de la puce MEA. Réglez le débit de l’ACSF à 4,1 RPM. Effectuez le traitement des données IRM pour extraire les volumes corticals tels que décrits dans le protocole texte.Pour effectuer le traitement d’image IRM, téléchargez le logiciel libre Slicer 3D. Ouvrez les images MR des cerveaux extraits qui ont été produits à l’aide du rendu du volume et des modules d’éditeur dans la trancheuse 3D. Modifiez le mode de l’éditeur au rendu de volume, et cliquez sur un bouton cible pour faire venir l’image du cerveau au centre de l’écran.Sélectionnez le mode cerveau MRT-2 et réglez les seuils en déplaçant la barre de décalage. Ensuite, revenez du rendu de volume à l’éditeur et cliquez sur le bouton d’effet de seuil. Appliquez l’étiquette 41, cortex cérébral.Ensuite, enregistrez les données de surface du cerveau sous forme de fichier STL en changeant le format de fichier de VTK à STL sur la liste de contrôle du formulaire. Effectuez une coregistration automatique entre huit ou 16 images prises sous huit ou 16 angles différents dans une séquence d’un scan pour corriger les petits décalages. Pour ce faire, cliquez sur Enregistrement global inclus dans l’option d’alignement et intégrer les images.Répétez les balayages sous différents angles pour obtenir toute la surface du cerveau. Si l’intégration entre les images numérisées sous différents angles n’a pas été couronnée de succès, cliquez sur Alignement manuel et sélectionnez une paire d’image fixe et une image en mouvement. Commencez l’alignement manuel des images en sélectionnant trois ou quatre points communs dans différentes images.Ensuite, cliquez sur OK. L’algorithme d’optimisation est l’algorithme itératif le plus proche et n’inclut pas de déformation non linéaire. Faites un maillage de toutes les images alignées en sélectionnant toutes les images et en cliquant sur le bouton de génération de mailles. Ensuite, sélectionnez l’option, petit objet artistique, pour obtenir le maillage à la plus haute résolution.Enregistrez l’image sous le nom de STL Binary ou de format ASCII. Maintenant, ouvrez la surface de l’IRM et fusionnez-la avec la surface de balayage 3D à l’aide du logiciel de traitement de surface. Effectuez un processus d’alignement manuel comme avant.Ensuite, enregistrez à nouveau ces images de surface coregistered. Si nécessaire, nettoyez les données de surface individuelles en effanant les petits bruits entourant la région du cerveau, en particulier dans le cas des données IRM, et en remplissant tous les trous, en particulier dans le cas des données de balayage 3D. Enfin, ouvrez les données de surface avec des logiciels d’analyse de données tels que MATLAB.Générer et évaluer les histogrammes des distances minimales entre les deux surfaces. Les distances ont été évaluées entre les surfaces corticales produites par le dépouillement du volume de l’IRM et les surfaces obtenues à partir de balayages 3D de cerveaux extraits. Les valeurs de mode de l’histogramme des distances ne sont que de 55 microns.En outre, lors de l’accumulation de l’histogramme à partir du point où la distance est égale à zéro, la valeur accumulée atteint 90% du nombre total d’échantillons à environ 300 microns. L’histogramme final des distances entre deux surfaces a montré un pic typique autour de 50 microns. D’un point de vue macroscopique, cette valeur de mode correspond à la limitation géométrique, qui était de 100 microns de la taille voxel des IRM.Ce point suggère indirectement que l’algorithme qui se chevauche entre l’IRM et l’analyse 3D a fonctionné superbement bien, et que les niveaux de bruit de l’IRM et de l’analyse 3D ont été supprimés comme une faible valeur. Ce protocole est le premier à être utilisé grâce à la technologie de numérisation au bio-organisme. La technologie a été utilisée à l’origine pour des demandes purement techniques.L’application de cette technologie à la médecine peut répondre à de nouvelles questions. Après la numérisation 3D, nous pouvons utiliser des enregistrements de gramme de patch mur d’imagerie calcique pour obtenir des connaissances complémentaires en termes de résolution temporelle et spaciale et de nombres record de cellules. Les performances de chevauchement très précises que ce protocole fournit ront une association transparente entre l’échelle spatiale anatomique et l’échelle zéro spatial plus réaliste qu’auparavant.

Research

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