Name: 3d scanning technology bridging microcircuits and macroscale brain images in 3d novel embedding overlapping protocol
Uploaded: 2019-05-12T13:00:00
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M.S. agradece el apoyo de todo el personal en el curso de ingeniería de información médica en la Escuela de Posgrado de Medicina y Facultad de Medicina, y quiere agradecer a la Prof. Tetsuya Takakuwa, Prof. Nobukatsu Sawamoto, y Doris Zakian por su útil Comentarios. Este estudio fue apoyado por una Beca en Ayuda para la Investigación Exploratoria Desafiante y por el programa Leading Initiative for Excellent Young Researchers (LEADER) a M.S. from MEXT (Ministerio de Educación, Cultura, Deportes, Ciencia y Tecnología). Los experimentos de RMN en este trabajo se realizaron en la División de RMN de Animales Pequeños, Centro de Apoyo a la Investigación Médica, Escuela de Medicina de Posgrado, Universidad de Kioto, Japón.

Todos los procedimientos experimentales descritos aquí han sido aprobados por el Comité de Cuidado de Animales de la Universidad de Kioto.
1. Animales (Día 1)
<ol><li>Preparar ratones hembra C57BL/6J (n.o 6, de 3 a 5 semanas de edad). NOTA: Este protocolo es aplicable a todas las especies de roedores.</li>
</ol>2. Ajustes de RMN (Día 1)
<ol><li>Coloque el ratón en una caja de anestesia acrílica colocada en una alfombra de calentado...

<ol>
	<li>Vogelsberger, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Properties+of+galaxies+reproduced+by+a+hydrodynamic+simulation.">Properties of galaxies reproduced by a hydrodynamic simulation.</a> Nature. 509 (7499), 177-182 (2014).</li><li>Zhang, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integrated+systems+approach+identifies+genetic+nodes+and+networks+in+late-onset+Alzheimer&#8217;s+disease.">Integrated systems approach identifies genetic nodes and networks in late-onset Alzheimer&#8217;s disease.</a> Cell. 153 (3), 707-720 (2013).</li><li>Sporns, O., Chialvo, D. R., Kaiser, M., Hilgetag, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization,+development+and+function+of+complex+brain+networks.">Organization, development and function of complex brain networks.</a> Trends in Cognitive Sciences. 8 (9), 418-425 (2004).</li><li>Shimono, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-uniformity+of+cell+density+and+networks+in+the+monkey+brain.">Non-uniformity of cell density and networks in the monkey brain.</a> Scientific Reports. 3, 2541 (2013).</li><li>DeFelipe, J., Jones, E. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Cajal on the Cerebral Cortex: An Annotated Translation of the Complete Wrings. , (1988).</li><li>Kandel, E. R., Schwartz, J. H., Jessell, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Principles of Neural Science. , (2013).</li><li>Pine, J., Taketani, M., Baudry, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+history+of+MEA+development.">A history of MEA development.</a> Advances in Network Electrophysiology. , 3-23 (2006).</li><li>Grienberger, C., Konnerth, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+calcium+in+neurons.">Imaging calcium in neurons.</a> Neuron. 73 (5), 862-885 (2012).</li><li>Shimono, M., Beggs, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+clusters,+hubs,+and+communities+in+the+cortical+microconnectome.">Functional clusters, hubs, and communities in the cortical microconnectome.</a> Cerebral Cortex. 25 (10), 3743-3757 (2014).</li><li>Amunts, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=BigBrain:+An+Ultrahigh-Resolution+3D+Human+Brain+Model.">BigBrain: An Ultrahigh-Resolution 3D Human Brain Model.</a> Science. 340, 1472-1475 (2013).</li><li>Ali, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rigid+and+non-rigid+registration+of+polarized+light+imaging+data+for+3D+reconstruction+of+the+temporal+lobe+of+the+human+brain+at+micrometer+resolution.">Rigid and non-rigid registration of polarized light imaging data for 3D reconstruction of the temporal lobe of the human brain at micrometer resolution.</a> NeuroImage. 181, 235-251 (2018).</li><li>Kozai, T. D. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrasmall+implantable+composite+microelectrodes+with+bioactive+surfaces+for+chronic+neural+interfaces.">Ultrasmall implantable composite microelectrodes with bioactive surfaces for chronic neural interfaces.</a> Nature Materials. 11, 1065-1073 (2012).</li><li>Kampasi, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dual+color+optogenetic+control+of+neural+populations+using+low-noise,+multishank+optoelectrodes.">Dual color optogenetic control of neural populations using low-noise, multishank optoelectrodes.</a> Microsystems &amp; Nanoengineering. 4 (1), 10 (2018).</li><li>Hellwig, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+quantitative+analysis+of+the+local+connectivity+between+pyramidal+neurons+in+layers+2/3+of+the+rat+visual+cortex.">A quantitative analysis of the local connectivity between pyramidal neurons in layers 2/3 of the rat visual cortex.</a> Biological Cybernetics. 82 (2), 111-121 (2000).</li><li>Bezgin, G., Reid, A. T., Schubert, D., K&#246;tter, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Matching+spatial+with+ontological+brain+regions+using+Java+tools+for+visualization,+database+access,+and+integrated+data+analysis.">Matching spatial with ontological brain regions using Java tools for visualization, database access, and integrated data analysis.</a> Neuroinformatics. 7 (1), 7-22 (2009).</li><li>Holmgren, C., Harkany, T., Svennenfors, B., Zilberter, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pyramidal+cell+communication+within+local+networks+in+layer+2/3+of+rat+neocortex.">Pyramidal cell communication within local networks in layer 2/3 of rat neocortex.</a> The Journal of Physiology. 551 (1), 139-153 (2003).</li><li>Boucsein, C., Nawrot, M., Schnepel, P., Aertsen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+the+cortical+column:+abundance+and+physiology+of+horizontal+connections+imply+a+strong+role+for+inputs+from+the+surround.">Beyond the cortical column: abundance and physiology of horizontal connections imply a strong role for inputs from the surround.</a> Frontiers in Neuroscience. 5 (32), 1-13 (2011).</li><li>Edelsbrunner, H., Aronov, J. P. B., Basu, S., Sharir, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surface+reconstruction+by+wrapping+finite+point+sets+in+space.">Surface reconstruction by wrapping finite point sets in space.</a> Discrete and Computational Geometry - The Goodman-Pollack Festschrift. , 379-404 (2003).</li><li>Roland, P. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+brain+atlas:+For+high&#8208;resolution+functional+and+anatomical+mapping.">Human brain atlas: For high&#8208;resolution functional and anatomical mapping.</a> Human Brain Mapping. 1 (3), 173-184 (1994).</li><li>Johnson, G. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Waxholm+space:+an+image-based+reference+for+coordinating+mouse+brain+research.">Waxholm space: an image-based reference for coordinating mouse brain research.</a> NeuroImage. 53 (2), 365-372 (2010).</li><li>Evans, A. C., Janke, A. L., Collins, D. L., Baillet, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+templates+and+atlases.">Brain templates and atlases.</a> NeuroImage. 62 (2), 911-922 (2012).</li><li>Okabe, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain/MINDS&#8211;a+new+program+for+comprehensive+analyses+of+the+brain.">Brain/MINDS&#8211;a new program for comprehensive analyses of the brain.</a> Microscopy. 64 (1), 3-4 (2015).</li><li>Shimono, M., Hatano, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+communication+dynamics+on+macro-connectome,+and+the+propagation+speed.">Efficient communication dynamics on macro-connectome, and the propagation speed.</a> Scientific Reports. 8 (1), 2510 (2018).</li></ol>

Desarrollamos un nuevo protocolo llamado protocolo 3D-NEO para unir escalas espaciales macroscópicas y microscópicas superponiendo dos superficies cerebrales con mayor precisión que antes. Originalmente, había dos desafíos en la creación de este protocolo que hizo posible la superposición precisa de dos imágenes de la superficie del cerebro y el registro de actividades neuronales saludables de organismos vivos. En primer lugar, era necesario limpiar eficazmente la solución de corte que rodea el cerebro extraído...

Las arquitecturas multiescala no uniformes en variasorganizaciones físicas y biológicas se encuentran comúnmente 1,2. El cerebro es también una organización de red muy no uniforme y multiescala3,4. Varias funciones cognitivas se codifican en tales organizaciones de la red, manteniendo cambios temporales de patrones de picos eléctricos de poblaciones neuronales en resoluciones temporales de submilisegundos. Históricamente, las complejas redes entre las neuronas se observaron estructuralmente en detalle utilizando las técnicas de tinción de Santiago Ramón y Cajal de hace más de 150 años5. Para observar los comportamientos grupales de las neuronas activas, los investigadores han desarrollado varias tecnologías de grabación6,7,8, y los recientes desarrollos significativos de estas tecnologías nos han permitido registrar actividades eléctricas de un gran número de neuronas simultáneamente. Además, a partir de estas actividades funcionales, los científicos han logrado reconstruir redes de interacciones causales entre un gran número de neuronas y han declarado la arquitectura topológica de sus complejas interacciones 'microconnectome'9 . Observaciones macroscópicas del cerebro también permiten considerar todo un cerebro como una organización de red porque muchas regiones cerebrales están conectadas por múltiples paquetes de fibra. La incorporación de microconectos en el mapa cerebral global todavía tiene limitaciones claras dentro de los avances tecnológicos actuales, por lo que este protocolo de incrustación es tan importante. Sin embargo, hay muchos desafíos para el desarrollo del protocolo de inserción. Por ejemplo, con el fin de observar las actividades de los circuitos neuronales locales vivos en regiones cerebrales puramente aisladas, las rebanadas de cerebro deben ser producidas para las grabaciones in vitro. Además, las grabaciones de rebanadas cerebrales para grabaciones in vitro siguen siendo una opción importante por al menos dos razones. En primer lugar, todavía no es fácil observar las actividades de muchas neuronas individuales vivas simultáneamente desde regiones cerebrales más profundas que 1,5 mm y en alta resolución temporal (<1 ms). En segundo lugar, cuando esperamos conocer la arquitectura interna de un circuito neuronal local, necesitamos detener todas las entradas procedentes de regiones cerebrales externas para eliminar los factores de confunción. Con el fin de identificar las direcciones y posiciones de las rebanadas cerebrales producidas, será necesario integrar las posiciones espaciales de estas rebanadas cerebrales producidas utilizando coordenadas. Hay, sin embargo, algunas formas sistemáticas y confiables de hacer rebanadas cerebrales de una manera organizada10,11. Aquí, se introduce un nuevo protocolo de registro de coregistro, utilizando tecnología de escaneo 3D para la investigación neurocientífica con el fin de proporcionar un protocolo integrador. Este protocolo actúa para coordinar micro y macroescalas e incrustar microdatos de matriz de multielectrodos (MEA)12,13 y tinción de datos en un espacio de RMN macroscópico a través de superficies de exploración 3D de cerebros extraídos, así como de cerebros no registrados de manera no invasiva. Sorprendentemente, esto mostró un error de distancia de sólo 50 m como el valor de modo del histograma. Como resultado, los valores de modo de distancias mínimas entre dos superficies entre la superficie de RMN y la superficie 3D escaneada eran de casi 50 m para los seis ratones, lo que es un número adecuado al comprobar la uniformidad entre los individuos. El ancho típico de la rebanada tenía una actividad de pico registrada de alrededor de 300 m.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Air compressor</td>
			<td>Kimura Medical</td>
			<td>KA-100</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>All-in-one fluorescence microscope</td>
			<td>KEYENCE</td>
			<td>BZ-X710</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia box</td>
			<td>Bio Research Center</td>
			<td>RIC-01</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia system</td>
			<td>ACOMA Medical Industry</td>
			<td>NS-5000A</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-GAD67, clone 1G10.2</td>
			<td>Merk Millipore</td>
			<td>MAB5406</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium Chrolide</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>06729-55</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Choline Chloride</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>08809-45</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>curved blunt forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposal scalpel</td>
			<td>Kai</td>
			<td>10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-PBS(-) without Ca and Mg, liquid(10x)</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td></td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D(+)-Glucose</td>
			<td>Wako</td>
			<td>049-31165</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelatin</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>16605-42</td>
			<td>re-secctioning</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-Mouse IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor Plus 488</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A32723</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor Plus 555</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A32732</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heater mat</td>
			<td>Bio Research Center</td>
			<td>HM-10</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heater mat controller</td>
			<td>Bio Research Center</td>
			<td>BWT-100A</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heater system</td>
			<td>SA Instruments</td>
			<td>MR-compatible Small Animal Heating System</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>AbbVie</td>
			<td></td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer</td>
			<td>ACOMA Medical Industry</td>
			<td>MKIIIai</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linear Slicer</td>
			<td>DOSAKA</td>
			<td>Neo Linear Slicer MT</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L(+)-Ascorbic Acid Sodium Salt</td>
			<td>Wako</td>
			<td>196-01252</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium Chrolide Hexahydrate</td>
			<td>Wako</td>
			<td>135-00165</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MaxOne Single-Well MEA</td>
			<td>MaxWell Biosystems</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metal Spatula</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monitoring system</td>
			<td>SA Instruments</td>
			<td>Model 1025</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monitoring software</td>
			<td>SA Instruments</td>
			<td>PC-SAM V.5.12</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MRI compatible cradle</td>
			<td>Bruker BioSpin</td>
			<td>T12812</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MRI coil</td>
			<td>Bruker BioSpin</td>
			<td>T9988</td>
			<td>For MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MRI operation software</td>
			<td>Bruker BioSpin</td>
			<td>ParaVision 5.1</td>
			<td>For MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neo LinearSlicer MT</td>
			<td>D.S.K.</td>
			<td>NLS-MT</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NeuN (D4G40) XP Rabbit mAb</td>
			<td>Cell Signaling</td>
			<td>24307</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normal Goat Serum</td>
			<td>Wako</td>
			<td>143-06561</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Chloride</td>
			<td>Wako</td>
			<td>163-03545</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyethylene Glycol Mono-p-isooctylphenyl Ether</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>12967-45</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure-sensitive respiration sensor</td>
			<td>SA Instruments</td>
			<td>RS-301</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Preclinical MRI scanner</td>
			<td>Bruker BioSpin</td>
			<td>BioSpec 70/20 USR</td>
			<td>For MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pyruvic Acid Sodium Salt</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>29806-54</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SCAN in a BOX</td>
			<td>Open Technologies srl</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sieve bottle</td>
			<td>TIGERCROWN</td>
			<td>81</td>
			<td>For 3D scan</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SlowFade Gold Antifade Mountant</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>S36937</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride</td>
			<td>Wako</td>
			<td>191-01665</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Dihydrogenphosphate</td>
			<td>Wako</td>
			<td>197-09705</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Hydrogen Carbonate</td>
			<td>Wako</td>
			<td>191-01305</td>
			<td>aCSF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Hydrogensulfite</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>31220-15</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermistor temperature probe</td>
			<td>SA Instruments</td>
			<td>RTP-101-B, PLTPC-300</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tooth bar</td>
			<td>Bruker BioSpin</td>
			<td>T10146</td>
			<td>Animal preparation for MRI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Winged intravenous needle</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>SV-23CLK</td>
			<td>For perfusion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mol/l-Tris-HCl Buffer Solution</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>35436-01</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mol/l-Hydrochloric Acid</td>
			<td>nacalai tesque</td>
			<td>37314-15</td>
			<td>For pH adjustment of solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>16%-Paraformaldehyde Aqueous Solution</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>15710</td>
			<td>For immunostaining</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

3d scanning technology bridging microcircuits and macroscale brain images in 3d novel embedding overlapping protocol

El cerebro humano, al ser un sistema multiescala, tiene señales eléctricas macroscópicas, que fluyen globalmente a lo largo de gruesos haces de fibra de materia blanca, y picos neuronales microscópicos, que se propagan a lo largo de axónes y dendritas. Ambas escalas complementan diferentes aspectos de las funciones cognitivas y conductuales humanas. A nivel macroscópico, la RMN ha sido la tecnología de imagen estándar actual, en la quela resolución espacial más pequeña, el tamaño de los vóxeles, es de 0,1-1 mm 3. Además, a nivel microscópico, estudios fisiológicos previos eran conscientes de las arquitecturas neuronales no uniformes dentro de estos vóxeles. Este estudio desarrolla una poderosa manera de integrar con precisión los datos microscópicos en un mapa macroscópico mediante la interconexión de la investigación científica biológica con los avances tecnológicos en la tecnología de escaneo 3D. Dado que la tecnología de escaneo 3D se ha utilizado principalmente para la ingeniería y el diseño industrial hasta ahora, se reutiliza por primera vez para incrustar microconnectomes en todo el cerebro mientras se preserva el pico natural en las células cerebrales vivas. Para lograr este propósito, primero, construimos un protocolo de escaneo para obtener imágenes 3D precisas de bioorganismos vivos inherentemente desafiantes a la imagen debido a superficies húmedas y reflectantes. En segundo lugar, nos entrenamos para mantener la velocidad para prevenir la degradación del tejido cerebral vivo, que es un factor clave en la retención de mejores condiciones y el registro de picos neuronales más naturales de las neuronas activas en el tejido cerebral. Dos imágenes de superficie cortical, extraídas independientemente de dos módulos de imágenes diferentes, a saber, imágenes de rmny y de superficie del escáner 3D, muestran sorprendentemente un error de distancia de sólo 50 m como valor de modo del histograma. Esta precisión es comparable en escala a la resolución microscópica de distancias intercelulares; también, es estable entre diferentes ratones individuales. Este nuevo protocolo, el nuevo protocolo 3D que incorpora la superposición (3D-NEO), une los niveles macroscópicos y microscópicos derivados de este protocolo integrador y acelera los nuevos hallazgos científicos para estudiar arquitecturas de conectividad integrales (es decir, microconecto).

Evaluamos las distancias entre las superficies corticales, producidas por la eliminación del volumen de RMN, y las superficies obtenidas a partir de escaneos 3D de cerebros extraídos. Los valores de modo del histograma de las distancias son de sólo 55 m (Figura3a). Además, al acumular el histograma desde el punto en el que la distancia es igual a cero, el valor acumulado alcanza el 90% de los números totales de la muestra a 300 m (Figura<strong class="xf...

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3D Scanning Technology Bridging Microcircuits and Macroscale Brain Images in 3D Novel Embedding Overlapping Protocol

Tecnología de escaneo 3D Bridging Microcircuits e Macroscale Brain Images en 3D Novel Embedding Overlapping Protocol

Este artículo presenta un protocolo experimental que utiliza la tecnología de escaneo 3D que une dos escalas espaciales: la escala espacial macroscópica de la anatomía de todo el cerebro fotográfica a >100 m y la escala espacial microscópica de las distribuciones neuronales utilizando inmunohistoquímica y un sistema de matriz de multielectrodos y otros métodos (10 m).

The human brain, being a multiscale system, has both macroscopic electrical signals, globally flowing along thick white-matter fiber bundles, and ...

Este protocolo es el primero en introducir la tecnología de escaneo 3D en el campo de la investigación anatómica, específicamente neuroanatómica, y ha logrado un rendimiento superpuesto altamente preciso. La superposición de incrustación de neuro 3D, o protocolo neuro 3D, incorpora tomas estériles a microescala en imágenes cerebrales a escala macro y une estas diferentes escalas espaciales sin problemas. También tenemos que aplicar el protocolo neuro 3D a las resonancias magnéticas humanas y al cerebro post mortem.La superposición nos permite identificar patrones de contraste de RESONANCIA magnética conocidos relacionados con la enfermedad. Los sistemas de escaneo 3D son sensibles al agua que rodea el biomofijo extraído, por lo que es fundamental limpiar el agua con mucho cuidado. Además, el procedimiento debe realizarse lo antes posible.Comience este procedimiento con la preparación de un ratón, así como adquisiciones de RMN y preparaciones de equipos como se describe en el protocolo de texto. En el segundo día, corta el cuero cabelludo de un ratón previamente eutanasiado a lo largo de la sutura sagital usando tijeras quirúrgicas. Usa tijeras quirúrgicas para cortar el cráneo en direcciones diagonales desde el punto de lambda hasta un punto un poco delante del bregma.Luego, despegue suavemente el cráneo del cerebro usando pinzas curvas. Levante el cerebro con una espátula y transfiéralo a un plato de Petri con una solución de corte en frío. Usando una bomba de gas externa con una velocidad de bomba giratoria controlada, el aire de flujo que contiene 95% de oxígeno y 5% de dióxido de carbono para generar pequeñas burbujas en la solución de corte en frío.Después de uno a dos minutos, coloque el cerebro sobre un paño de microfibra cuya superficie está ligeramente cubierta por un tamiz de harina. Limpie suavemente el líquido de la superficie cerebral con el paño de microfibra. Coloque el cerebro, con su aspecto dorsal hacia arriba, en el soporte de la muestra.A continuación, coloque el soporte de muestra en el centro del plato giratorio automático. Oscurezca la habitación durante el escaneo 3D y realice un escaneo 3D en el plato giratorio. Para comprobar si el escaneo 3D funciona bien, haga clic en Escaneo 3D seleccionando el ángulo entre dos tomas como 22.5, el ángulo inicial como cero y el ángulo final como 360.Mueva el cerebro a una placa de Petri y burbujee el cerebro en la solución de corte durante aproximadamente 10 segundos. Corta el cerebro en dos bloques en el centro del plano coronal, usando un bisturí. Luego, mueva los dos bloqueos cerebrales suavemente a la superficie plana usando una espátula quirúrgica.Adjunte los bloqueos cerebrales de la base del bloqueo cerebral usando pegamento instantáneo. Limpie suavemente y cuidadosamente el líquido de la superficie cerebral en uno o dos minutos, utilizando el paño de microfibra. A continuación, vuelva a realizar una exploración 3D.Coloque una cuchilla en el soporte de la cuchilla del vibratomo. Coloque la cinta negra que cubre el centro de la base del bloque cerebral al centro de la etapa de corte para un vibratome. Vierta la solución de corte en la etapa de corte y ponga la etapa de corte en el vibratome.Ajuste la velocidad de corte y la amplitud. Haz de dos a cinco rebanadas coronales de 300 micras de espesor de los dos bloques cerebrales. Mantenga la solución en la etapa de corte burbujeando si es posible.Optimice la velocidad de corte, la frecuencia y la amplitud de vibración del sistema estableciéndolos como 12,7 milímetros por minuto para la velocidad, de 87 a 88 hercios para la frecuencia y de 0,8 a 1,0 milímetros para la anchura de oscilación. Al cortar las rebanadas cerebrales, registre la coordenada segmentada en el formato, incluida la coordenada anterior posterior, el hemisferio y otras condiciones. Transfiera suavemente las rodajas cerebrales a un vaso de precipitados lleno de ACSF precalegado usando una pipeta de plástico gruesa.Incubar las rebanadas cerebrales en el vaso de precipitados a aproximadamente 34 grados centígrados durante una hora. Durante este tiempo, realice una exploración 3D de los bloqueos cerebrales restantes en la etapa de corte. Ahora, establezca una matriz multielectroda, o chip MEA, en una unidad de grabación.Conecte el chip a una bomba peristáltica utilizando dos tubos. Utilice un tubo para guiar el mismo ACSF en el chip MEA y el otro tubo para guiar el ACSF fuera del chip MEA. Coloque dos agujas, conectadas en las puntas de los dos tubos, a la parte superior de la pared del chip MEA.Fije sus posiciones con sus puntas siguiendo la pared interior del chip MEA. Establezca el caudal del ACSF en 4,1 RPM. Realice el procesamiento de datos de RMN para extraer volúmenes corticales como se describe en el protocolo de texto.Para realizar el procesamiento de imágenes de RMN, descargue el software gratuito 3D Slicer. Abra las imágenes MR de los cerebros extraídos que se produjeron utilizando los módulos de representación de volumen y editor en la segmentación 3D. Cambie el modo de editor a renderizado de volumen y haga clic en un botón de destino para que la imagen del cerebro llegue al centro de la pantalla.Seleccione el modo cerebral MRT-2 y ajuste los umbrales moviendo la barra de desplazamiento. A continuación, vuelva de la representación de volumen al editor y haga clic en el botón de efecto de umbral. Aplicar la etiqueta 41, corteza cerebral.A continuación, guarde los datos de la superficie del cerebro como un archivo STL cambiando el formato de archivo de VTK a STL en la lista de comprobación de formulario. Realice una ordenación automática entre ocho o 16 imágenes tomadas de ocho o 16 ángulos diferentes dentro de una secuencia de un escaneo para corregir pequeñas discrepancias. Para ello, haga clic en Registro global incluido en la opción de alineación e integre las imágenes.Repita las exploraciones desde diferentes ángulos para obtener toda la superficie cerebral. Si la integración entre imágenes escaneadas desde diferentes ángulos no se realizó correctamente, haga clic en Alineación manual y seleccione un par de imágenes fijas y una imagen en movimiento. Inicie la alineación manual de las imágenes seleccionando tres o cuatro puntos comunes en imágenes diferentes.A continuación, haga clic en Aceptar. El algoritmo de optimización es el algoritmo iterativo de punto más cercano y no incluye una deformación no lineal. Haga una malla de todas las imágenes alineadas seleccionando todas las imágenes y haciendo clic en el botón de generación de malla. A continuación, seleccione la opción, pequeño objeto artístico, para obtener la malla en la resolución más alta.Guarde la imagen como STL Binary o como formato ASCII. Ahora, abra la superficie de RMN y combínelo con la superficie de escaneo 3D utilizando el software de procesamiento de superficies. Realice un proceso de alineación manual como antes.A continuación, guarde estas imágenes de superficie coregistradas de nuevo. Si es necesario, limpie los datos de la superficie individual borrando pequeños ruidos que rodean la región cerebral, especialmente en el caso de los datos de RMN, y rellenando cualquier agujero, especialmente en el caso de los datos de escaneo 3D. Por último, abra los datos de superficie con software de análisis de datos como MATLAB.Genere y evalúe los histogramas de las distancias mínimas entre las dos superficies. Las distancias se evaluaron entre superficies corticales producidas por la eliminación del volumen de RMN y las superficies obtenidas de las exploraciones 3D de cerebros extraídos. Los valores de modo del histograma de las distancias son solo 55 micras.Además, al acumular el histograma desde el punto donde la distancia es igual a cero, el valor acumulado alcanza el 90% de los números de muestra totales a aproximadamente 300 micras. El histograma final de las distancias entre dos superficies mostró un pico típico de alrededor de 50 micras. Desde un punto de vista macroscópico, este valor de modo corresponde a la limitación geométrica, que era de 100 micras del tamaño de vóxel de las resonancias magnéticas.Este punto sugiere indirectamente que el algoritmo superpuesto entre la resonancia magnética y el escaneo 3D funcionó muy bien, y que los niveles de ruido de la resonancia magnética y el escaneo 3D se suprimieron como un valor bajo. Este protocolo es el primero en subir a través de la tecnología de escaneo al bioorganismo. La tecnología se utilizó originalmente para las demandas puramente de ingeniería.Aplicar esta tecnología a la medicina puede responder a nuevas preguntas. Después de la exploración 3D, podemos utilizar grabaciones de gramos de parches de pared de imágenes de calcio para obtener conocimientos complementarios en términos de resolución temporal y espacial y número de células grabables. El rendimiento superpuesto de alta precisión que proporciona este protocolo hará que una asociación perfecta entre la escala espacial anatómica y la escala espacial cero sea más realista que antes.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological and Morphological Characterization of Neuronal Microcircuits in Acute Brain Slices Using Paired Patch-Clamp Recordings

Electrofisiológico y Caracterización Morfológica de microcircuitos neuronales en el infarto agudo rodajas de cerebro Usando Emparejados patch-clamp grabaciones

The combination of patch clamp recordings from two (or more) synaptically coupled neurons (paired recordings) in acute brain slice preparations with ...

Investigación

Neurociencias

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

Interfaz culturas 3D Engineered neuronales a micro-electrodos matrices: un innovador<em&gt; In Vitro</em&gt; Modelo Experimental

Currently, large-scale networks derived from dissociated neurons growing and developing in vitro on extracellular micro-transducer devices are the ...

Utilizing 3D Printing Technology to Merge MRI with Histology: A Protocol for Brain Sectioning

Utilizando tecnología de impresión 3D se fusiona con la RM Histología: Un protocolo para el Cerebro de seccionamiento

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Alta resolución imagen Confocal de la barrera hemato - encefálica: proyección de imagen, reconstrucción 3D y cuantificación de transcitosis

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