Name: preclinical model of hind limb ischemia in diabetic rabbits
Uploaded: 2019-06-02T13:00:00
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Die Autoren bestätigen dankenswerterweise die Finanzierung durch das vom Verteidigungsministerium vermittelte Forschungsprogramm (DOD CDMRP); W81XWH-16-1-0582) zu ABB und RS. Die Autoren bestätigen auch die Finanzierung durch die American Heart Association (17IRG33410888), Der DOD CDMRP (W81XWH-16-1-0580) und die National Institutes of Health (1R21EB023551-01; 1R21EB024147-01A1; 1R01HL141761-01) bis ABB.

Studien mit Tieren wurden mit Genehmigung der University of Texas in Austin und des UTHealth Science Center in Houston Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC), dem Animal Care and Use Review Office (ACURO) der US-Armee durchgeführt. Medizinische Forschung und Materialkommandariat für Forschungsschutz, und in Übereinstimmung mit NIH-Richtlinien für die Tierpflege.
1. Einführung von Diabetes und Hyperlipidämie
<ol><li>Übergang der neuseeländischen Kaninchen (4 – 6 Monate ...

Wir haben ein präklinisches Modell zur induzierten Hinterbeine bei Kaninchen mit Diabetes und Hyperlipidämie vorgestellt. In vielen Studien gibt es Unklarheiten zu der Technik, mit der bei Kaninchen eine Hinterbundsteinischämie hergestellt wird. Bei Mäusen ist die Schwere und Genesung von Hinterbein Ischämie stark abhängig von der Lage, an der die Ligation und die Technik zur Ischiere eingesetzt werden. Die Bedeutung der Technik, die in dieser Arbeit vorgestellt wird, ist, dass sie die konsequente Induktion von Isc...

Die periphere arterielle Erkrankung (PAD) ist eine häufige Durchblutungsstörung, bei der das Fortschreiten der atherosklerotischen Plaque-Bildung zu einer Verengung der Blutgefäße in den Gliedmaßen des Körpers führt. Der jüngste Anstieg der Risikofaktoren für Atherosklerose, darunter Diabetes, Fettleibigkeit und Inaktivität, hat zu einer zunehmenden Prävalenz von Gefäßerkrankungen 1 geführt. Derzeit wird geschätzt, dass 12% – 20% der Gesamtbevölkerung über 60 Jahre alt sind, eine arterielle Erkrankung an derPeripherie haben. Eine wichtige Folge der peripheren arteriellen Erkrankung ist die Entwicklung von peripheren Ischämie, die am häufigsten in den unteren Gliedmaßen zu finden ist. In schweren Fällen können Patienten eine kritische Gliedmaßen Ischämie entwickeln, ein Zustand, in dem es aufgrund fehlender Durchblutung ständige Schmerzen gibt. Patienten mit kritischer Gliedmaßen haben eine 50-prozentige Wahrscheinlichkeit, dass ein Gliedmaßen innerhalb eines Jahres nach der Diagnose amputiert wird. Darüber hinaus haben Patienten mit Diabetes eine höhere Inzidenz von peripheren arteriellen Erkrankungen und schlechterenErgebnissennach Eingriffen zur Revaskularisierung 3,4. Zu den aktuellen Therapien für periphere Ischämie gehören perkutane Eingriffe wie Atherektomie und Stachel-oder chirurgische Umgehung. Für viele Patienten bieten diese Behandlungen jedoch nur kurzfristige Vorteile und viele sind nicht gesund genug für größere chirurgische Eingriffe. In dieser Arbeit beschreiben wir ein präklinisches Tiermodell zur Erprobung neuer Behandlungen, die auf periphere Gefäßerkrankungen abzielen und die die Entstehung von peripheren Ischämie bei Kaninchen durch chirurgische Ligation im Kontext des diabetischen Krankheitszustandes einbezieht.
Das Modell der Hinterbein bei Kaninchen wird seit über einem halben Jahrhundert mit 5,6alsphysiologisches Modell für obstruktive Gefäßerkrankungen und präklinische Vorläufer menschlicher Studien eingesetzt. Kaninchen sind aufgrund der entwickelten Muskulatur des Knöchel-und Wadenmuskels oft eine bevorzugte Spezies für Studien an peripheren Ischämie, im Gegensatz zu herkömmlichen großen Tiermodellen, die ungulat sind (Tiere mit Hufen). Mehrere aktuelle Rezensionen haben sich mit der Verwendung dieses Modells und anderer bei der Modellierung von peripheren Gefäßerkrankungen bei Menschen7,8befasst. Ähnliche Modelle mit Hinterbein Ischämie bei Kaninchen wurden in präklinischen Studien zu Wachstumsfaktoren9,10, 11,12, 13,14, 15,16,17,18, 19,20,Gentherapie21,22,23, 24,25, 26, 27,28,29,30, 31,32, 33,34, 35,36,37, 38,39, 40,41, 42,43,44, undStammzellen45,46, 47,48, 49, 50 ,51für therapeutische Neovaskularisierung in den Gliedmaßen. Leider zeigten die klinischen Studien, die auf diese erfolgreichen Tierstudien folgten, keine signifikanten Vorteile für die Patienten52.
Eine vorgeschlagene Erklärung für den Grund für dieses translationale Versagen ist, dass der Zustand der peripheren Ischämie bei menschlichen Patienten eine ist, die Resistenz gegen angiogene Signale53,54,55 , 56 , 57 , 58 , 59. Mehrere Studien haben Mängel an angiogenen Signalwegen bei Diabetes und Hyperglykämie nachgewiesen. Diabetes und Hyperlipidämie führen zu einem Verlust von Heparansulfat-Proteoglykanen und einer Zunahme von Enzymen, die Heparansulfat schneiden, was einen potenziellen Mechanismus zur Resistenz gegen therapeutische Angiogenesis/Arteriogenese mit Wachstumsfaktoren darstellt. , 61. Ein wesentliches Merkmal eines Modells für periphere Ischämie sollte daher ein Aspekt der therapeutischen Resistenz sein, damit Therapien im Zusammenhang mit dem Krankheitszustand von menschlichen Patienten bewertet werden können.
In dieser Arbeit beschreiben wir ein Kaninchenmodell der peripheren Ischämie durch chirurgische Ligation der Oberschenkelarterien. In das Modell wird eine Lead-In-Phase mit der Induktion von Diabetes und Hyperlipidämie eingearbeitet. Wir verglich dieses Modell mit einem anderen Modell, das eine höhere Fettdiät ohne Diabetes beinhaltet, und stellten fest, dass das Modell mit Diabetes und niedrigerem Niveau an Hyperlipidämie effektiver bei der Verringerung des Blutgefäßwachstums war. Unser Modell kombiniert Fortschritte, die von verschiedenen Gruppen genutzt wurden, mit dem Ziel, eine praktische und standardisierte Methode zu bieten, um konsistente Ergebnisse in der Forschung an peripheren Gefäßerkrankungen zu erzielen.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.9% Sodium Chloride</td>
			<td>Henry Schein Medical</td>
			<td>1537468 / 1531434</td>
			<td>250 mL bag / 1000 mL irrigation btl</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL Syringe</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BD309628</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL Syringe</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BD309695</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10% Formalin</td>
			<td>Fisher-Scientific</td>
			<td>23-245684</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>18G Needle</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89219-294</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20G Needle</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89219-340</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25G Needle</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89219-290</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>27G Needle</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89219-288</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 mL Syringe</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BD309646</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5% Dextrose</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>07-800-9689</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acepromazine</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>VEDC207</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alfaxalone</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>07-891-6051</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alginate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>PHR1471-1G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alloxan Monohydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A7413</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angiography Equipment</td>
			<td>Toshiba</td>
			<td>Infinix-i</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angiography Injector</td>
			<td>Medrad</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Mouse Ab Alexa 594</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>A-11032</td>
			<td>Secondary Antibody for IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Rabbit Ab Alexa 488</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>A-11008</td>
			<td>Secondary Antibody for IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>a-SMA Antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab5694</td>
			<td>Primary Antibody for IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Baytril</td>
			<td>Bayer Animal Health</td>
			<td>724089904201</td>
			<td>Enrofloxacin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood Chemistry Panel</td>
			<td>IDEXX</td>
			<td>2616</td>
			<td>Rabbit Panel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood Pressure Cuff</td>
			<td>WelchAllyn</td>
			<td></td>
			<td>Flexiport Disposable BP Cuff-infant size 7</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood Pressure Monitor</td>
			<td>Vmed Technology</td>
			<td></td>
			<td>Vmed Vet-Dop2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bupivacaine</td>
			<td>Henry Schein Medical</td>
			<td>6023287</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>42023017905</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine SR</td>
			<td>ZooPharm</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium Sulfate</td>
			<td>CB Minerals</td>
			<td></td>
			<td>Food and Pharmaceutical Grade USP and FCC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorhexidine Scrub</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>07-888-4598</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chloroform</td>
			<td>Fisher-Scientific</td>
			<td>C298-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cholesterol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C8503</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>62248</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ear Vein Catheter</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>SR-OX165</td>
			<td>Surflo IV catheters</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endotracheal tube</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td></td>
			<td>Sheridan Brand, Depends on Rabbit Size</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucometer</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B001A67WH2</td>
			<td>Accu-Chek Aviva</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucometer Test Strips</td>
			<td>McKesson Medical-Surgical</td>
			<td>788222</td>
			<td>Accu-Chek Aviva Plus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Guidewire</td>
			<td>Boston Scientific</td>
			<td>39122-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hair Clippers</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B000CQZI3Q</td>
			<td>Oster #40 blade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating Pad</td>
			<td>Cincinnati Subzero</td>
			<td>273</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating Pad Pump</td>
			<td>Gaymar</td>
			<td></td>
			<td>Gaymar T/Pump</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostat</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>13009-12</td>
			<td>Curved Mosquito Hemostat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insertion Tool</td>
			<td>Merit Medical Systems</td>
			<td>MAP550</td>
			<td>metal wire insertion tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin</td>
			<td>HPB Pharmacy</td>
			<td></td>
			<td>Novalin R &#38; Novalin N</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin Syringes</td>
			<td>McKesson Medical-Surgical</td>
			<td>942674</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Introducer</td>
			<td>Cook Medical</td>
			<td>G28954</td>
			<td>3F Check Flo Performer Introducer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Henry Schein Medical</td>
			<td>1100734</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>856440301</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lactated Ringers</td>
			<td>McKesson Medical-Surgical</td>
			<td>186662</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine</td>
			<td>McKesson Medical-Surgical</td>
			<td>239936</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine/Prilocaine cream</td>
			<td>McKesson Medical-Surgical</td>
			<td>761240</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ligaloop</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH117 / CH116</td>
			<td>White Mini / Yellow Mini</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mazola Corn Oil</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B0049IIVCI</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medrad Syringe</td>
			<td>McKesson Medical-Surgical</td>
			<td>346920</td>
			<td>150 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metal ball sutures</td>
			<td>Ethicon-Johnson &#38; Johnson</td>
			<td>K891H</td>
			<td>4-0 silk C-1 30&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14019-13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Midazolam</td>
			<td>Henry Schein Medical</td>
			<td>1215470</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitroglycerin</td>
			<td>McKesson Medical-Surgical</td>
			<td>927528</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PECAM Antibody</td>
			<td>Novus Biologicals</td>
			<td>NB600-562</td>
			<td>Primary Antibody for IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Perfusion Pump</td>
			<td>Masterflex</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pigtail Catheter</td>
			<td>Merit Medical Systems</td>
			<td>1310-21-0053</td>
			<td>3F pigtail</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polydioxanone (PDS II) suture</td>
			<td>McKesson Medical-Surgical</td>
			<td>129271</td>
			<td>4-0 taper RB-1 (needle comes on suture)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polydioxanone (PDS II) suture</td>
			<td>McKesson Medical-Surgical</td>
			<td>129031</td>
			<td>4-0 reverse cutting FS-2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyglactin 910 (Vicryl) suture</td>
			<td>Butler</td>
			<td>7233-41</td>
			<td>3-0 taper RB-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyglactin 910 (Vicryl) suture</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>104373</td>
			<td>4-0 reverse cutting FS-2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit Chow (Alfalfa)</td>
			<td>LabDiet</td>
			<td>5321</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit Restrainer</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10718-000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rib Cutters</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10003-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Blade</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10015-00</td>
			<td>#15 blade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk Sutures</td>
			<td>Ethicon-Johnson &#38; Johnson</td>
			<td>A183H</td>
			<td>4-0 silk ties 18&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steel Ball</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>1598K23</td>
			<td>3-mm diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Drapes</td>
			<td>Gepco</td>
			<td>8204S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe Pump</td>
			<td>DRE Veterinary</td>
			<td></td>
			<td>Versaflow VF-300</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Visipaque contrast media</td>
			<td>McKesson Medical-Surgical</td>
			<td>509055</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weitlaner Retractor</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>17012-13</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preclinical model of hind limb ischemia in diabetic rabbits

Periphere Gefäßerkrankungen sind ein weit verbreitetes klinisches Problem, das Millionen von Patienten weltweit betrifft. Eine wesentliche Folge der peripheren Gefäßerkrankungen ist die Entwicklung von Ischämie. In schweren Fällen können Patienten eine kritische Gliedmaßen entwickeln, bei der sie ständige Schmerzen und ein erhöhtes Risiko für eine Amputation der Gliedmaßen erfahren. Zu den aktuellen Therapien für periphere Ischämie gehören die Bypass-Chirurgie oder perkutane Eingriffe wie Angioplastik mit Stelzierung oder Atherektomie, um den Blutfluss wiederherzustellen. Diese Behandlungen scheitern jedoch oft an der fortgesetzten Progression von Gefäßerkrankungen oder Restenosen oder sind aufgrund der insgesamt schlechten Gesundheit des Patienten kontraindiziert. Ein vielversprechender möglicher Ansatz zur Behandlung von peripheren Ischämie ist die Induktion der therapeutischen Neovaskularisierung, um dem Patienten die Möglichkeit zu geben, eine Kollateralvaskulatur zu entwickeln. Dieses neu gebildete Netzwerk lindert die periphere Ischämie, indem es die Durchblutung des betroffenen Gebietes wiederherstellt. Das am häufigsten angewandte präklinische Modell für periphere Ischämie nutzt die Entstehung von Hinterbein Ischämie bei gesunden Kaninchen durch Oberschenkelardenliga. In der Vergangenheit gab es jedoch eine starke Trennung zwischen dem Erfolg präklinischer Studien und dem Scheitern klinischer Studien über die Behandlung von peripheren Ischämie. Gesunde Tiere haben in der Regel eine robuste Gefäßregeneration als Reaktion auf chirurgisch induzierte Ischämie, im Gegensatz zu der verminderten Vaskularität und Regeneration bei Patienten mit chronischer peripheren Ischämie. Hier beschreiben wir ein optimiertes Tiermodell für periphere Ischämie bei Kaninchen, das Hyperlipidämie und Diabetes umfasst. Dieses Modell hat die Kollateralbildung und die Blutdruck-Soche im Vergleich zu einem Modell mit einer höheren Cholesterindiät reduziert. So kann das Modell eine bessere Korrelation mit menschlichen Patienten mit kompromittierten Angiogenese aus den gemeinsamen Ko-Morbiditäten, die periphere Gefäßerkrankungen begleiten, bieten.

Nach der Induktion von Diabetes und der Einleitung der Cholesterindiät von 0,1% betrug das Gesamtcholesterin für die Kaninchen mit Diabetes und Cholesterindiät 123,3 ± 35,1 mg/dL (n = 6 männliche Kaninchen), die im Durchschnitt die Zeitpunkte und Kaninchen hatten. Der BGL-Wert für diese Kaninchen betrug 248,3 ± 50,4 mg/dL (n = 6 männliche Kaninchen). Ein Zeitverlauf für Blutchemikalien und Beinblutdruckverhältnisse in einem typischen Kaninchen wird in Abbildung ...

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Preclinical Model of Hind Limb Ischemia in Diabetic Rabbits

Wir beschreiben ein chirurgisches Verfahren, das zur indufären Ischämie bei Kaninchen mit Hyperlipidämie und Diabetes eingesetzt wird. Diese Operation dient als präklinisches Modell für Erkrankungen der peripheren Arterienerkrankung bei Patienten. Die Angiographie wird auch als Mittel zur Messung des Ausmaßes der eingeführten Ischämie und der Wiederherstellung der Perfusion beschrieben.

Präklinische Modell von Hind Limb Ischemia in diabetischen Kaninchen

Peripheral vascular disease is a widespread clinical problem that affects millions of patients worldwide. A major consequence of peripheral vascular ...

Eine regenerative Behandlung für periphere arterielle Erkrankungen wäre äußerst vorteilhaft, und dieses Tiermodell könnte besser testen, ob experimentelle Behandlungen bei menschlichen Patienten funktionieren könnten. Unser Verfahren zielt darauf ab, ein verbessertes Modell aufzustellen. Eine, die die therapeutische Resistenz bei Patienten mit Diabetes oder Hyperlipidämie genauer repliziert.Dieses Tiermodell kann verwendet werden, um neue Therapien für periphere Ischämie zu testen und bietet ein präklinisches Modell, das die Neovaskularisation zu Ischämie beeinträchtigt hat. Nach der Bestätigung eines Mangels an Reaktion auf Hinterpfoten-Pinch in einem anästhesierten vier bis sechs Monate alten diabetischen und hyperlipidemkaninchen verwenden Sie ein Skalpell mit einer Klinge der Zahl 15, um einen vier bis fünf Zentimeter langen Schnitt nur seitlich zur rechten Seite der Luftröhre zu machen und stumpfe Sektion zu verwenden, um die richtige gemeinsame Karotisarterie freizulegen. Verwenden Sie kleine Weitlaner Retraktoren, um den Schnitt zu öffnen und die Halsschlagader vorsichtig von der Jugularvene und dem Vagusnerv zu isolieren.Wenn die Halsschlagader vollständig von der Nerven- und Jugularvene getrennt ist, legen Sie eine 4-O-Seidennaht an die proximalen und distalen Enden der exponierten Arterie und binden Sie das distale Ende des Carotis mit einem Chirurgenknoten und vier quadratischen Knoten ab. Verwenden Sie am proximalen Ende eine vaskuläre Silikonbinde, um das Gefäß bei Bedarf festzuziehen oder zu lösen. Als nächstes wenden Sie etwa 0,5 Milliliter 1%Lidocain entlang der exponierten Halsschlagader und Nerven auf, um die Vasodilatation zu fördern und Nervenreizungen zu reduzieren.Verwalten Sie 500 internationale Einheiten von heparin IV.Platzieren Sie ein Vier-Zoll-Drahteinsteckwerkzeug in die Arterie. Führen Sie einen 0,014 Zoll mal 185 Zentimeter großen Führungsdraht durch das Einsteckwerkzeug zur Aortenbifurkation am Iliaskamm in der absteigenden Aorta, und leiten Sie einen drei französischen Pigtail-Angiographischen Katheter über den Draht. Den Zöpfenkatheter auf zwei Zentimeter proximal zur aortenbifurkation am Iliaskamm in der absteigenden Aorta voranbringen und die Spitze des Katheters zwischen dem siebten Lendenund und dem ersten Sakralwirbel positionieren.Testen Sie die Position des Katheters, indem Sie manuell zwei bis vier Milliliter Kontrastmittel injizieren. Sobald die korrekte Positionierung bestätigt ist, verabreichen Sie eine intraarterielle Injektion von 100 Mikrogramm Nitroglycerin durch den Katheter, um die Vasodilatation zu erhöhen. Dann verabreichen Sie 0,8 bis ein Milliliter 1%Lidocain durch den Katheter, um bei der Vasodilatation zu helfen und den Katheter mit heparinisierter Saline zu spülen.Befestigen Sie die Schläuche für den automatisierten angiographischen Injektor am Katheter, wobei Sie sicher sind, dass Sie luftaus der Leitung entfernen. Verwenden Sie den automatisierten angiographischen Injektor, um neun Milliliter Kontrastmedium mit drei Millilitern pro Sekunde durch den Katheter zu liefern und digitale Subtraktionsangiographie mit sechs Bildern pro Sekunde durchzuführen. Wählen Sie die seriellen Bilder aus und ändern Sie das Bild des Angiogramms mit einer Einstellung von minus 40 %, um das Aussehen des Knochens zu minimieren und ein vollständiges Bild der Gefäßdurchblutung mit Kontrast zu erfassen.Um die Oberschenkelarterie zu isolieren, verwenden Sie eine Skalpellklinge der Nummer 15, um einen Längshautschnitt über die rechte Oberschenkelarterie zu machen, um sicherzustellen, dass sich der Schnitt minderwertig vom Leistenband erstreckt und im Bereich nur proximal bis zur Patella endet. Verwenden Sie stumpfe Sezierung, um die Oberschenkelarterie zu entlarven und den Schnitt mit Weitlaner Retraktoren zu öffnen. Tragen Sie ca. 0,5 Milliliter 1%Lidocain lokal auf, um Nervenreizungen zu reduzieren und die Vasodilatation zu fördern.Setzen Sie die stumpfe Zerlegung des Gewebes fort, um die gesamte Länge der Oberschenkelarterie zusammen mit all ihren Zweigen zu befreien, einschließlich der minderwertigen epigastrischen, tiefen Femoral, seitlichen Zirkumflex und oberflächlichen epigastrischen Arterien. Sezieren Entlang der poplitealen und schronen arterienden Arterien, sowie der äußeren Iliasarterie, periodisch hydratisieren den Bereich mit Saline, um vor Gewebeschäden zu schützen. Trennen Sie vorsichtig die Oberschenkelarterie von der Femoralvene und dem Nerv und legen Sie zwei 4-O-Seidennähte auf die Femoralarterie mit gerade genug Platz zwischen den Nähten, um die Arterie abtrennen zu können.Dann verwenden Sie kleine Metzenbaum Schere, um zwischen den beiden Krawatten der Ligadarterie zu schneiden. Verbrauchen Sie die Femoralarterie, von wo die Arterie zweifäliert, um die saphenous und popliteal Arterien zu bilden, arbeiten nahe, binden alle Seitenzweige, um den Rest der Femoralarterie zu verbrauchen, um knapp unterhalb der epigastrischen Arterie. Für die Wiederholungderingiographie verwenden Sie ein Silastische Blech mit einer montierten Drei-Millimeter-Edelstahlkugel.Um die Edelstahlkugel mit 4-O-Seidennähten in den oberen Teil des Quadrizepsmuskels einzubinden. Ziehen Sie die Haut über den Ball, wenn er an Ort und Stelle ist. Verabreichen Sie eine intraarterielle Injektion von 100 Mikrogramm Nitroglycerin durch den Katheter, um die Vasodilatation zu erhöhen.Bei Bedarf weitere 0,8 bis ein Milliliter 1%Lidocain durch den Katheter verabreichen, um bei der Vasodilatation zu helfen und mit heparinisierter Saline zu spülen. Verwenden Sie den automatisierten angiographischen Injektor bei den gleichen Einstellungen, um weitere neun Milliliter Kontrastmedium zu injizieren. Führen Sie dann ein weiteres Angiogramm durch, wie gezeigt.Am Ende des Verfahrens den Katheter aus der rechten Arterie entfernen und die Arterie mit der 4-O-Seidennaht, die bereits um die Arterie herum vorhanden ist, abbinden. Schließen Sie dann die Muskel- und Unterhautschichten mit 4-O-Polydioxanon oder 3-O-Polyglactin 910 Nähten auf einer Verjüngungsnadel in einem kontinuierlichen Nahtmuster und schließen Sie die Haut mit 4-O-Polydioxanon oder 4-O-Polyglactin 910 Nähten auf einer umgekehrten Schneidnadel in einem vergrabenen kontinuierlichen subcuticularen Nahtmuster. Bei nicht-diabetischen Tieren, auch mit höherem Cholesterin, gibt es eine erhöhte Erholung des Blutdrucks in der ischämischen Gliedmaße und Vaskularität in den Angiogrammen zum letzten Zeitpunkt im Vergleich zu diabetischen Tieren.Histologisch werden Veränderungen der Muskelstruktur im Einklang mit Ödemen und ischämischen Schäden als Verlust oder Störung der Muskelfasern beobachtet. Darüber hinaus kann die Immunfärbung für PECAM ein und alpha glatte Muskel Actin verwendet werden, um die Anzahl und Größe der Gefäße in den Gewebeabschnitten zu identifizieren. Andere bildgebende Verfahren wie Doppler-Ultraschall, Laser-Doppler-Bildgebung, Infrarot-Thermographie und MRT können zur weiteren Überwachung der ischämischen Gliedmaßenreperfusion hinzugefügt werden.Mit dieser Einbeziehung der therapeutischen Resistenz imitiert unser Modell die Ischämie genauer in einem kranken Zustand und treibt die Bewertung neuer Therapien für periphere arterielle Erkrankungen voran.

Research

JoVE Journal

Medicine

Gene Transfer for Ischemic Heart Failure in a Preclinical Model

Gentransfer bei ischämischen Herzinsuffizienz in einem vorklinischen Modell

Various emerging technologies are being developed for patients with heart failure. Well-established preclinical evaluations are necessary to determine ...

Forschung

Medizin

Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Bone Loss After Spinal Cord Injury using Novel, in vivo, Methodology

Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Bone Loss After Spinal Cord Injury using Novel, in vivo, Methodology

Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Knochenverlust nach Rückenmarksverletzungen mit Novel, In vivo Methodology

Spinal cord injury (SCI) is often accompanied by osteoporosis in the sublesional regions of the pelvis and lower extremities, leading to a higher ...

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Research

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Critical limb ischemia (CLI) is a serious condition that entails a high risk of lower limb amputation. Despite revascularization being the gold-standard ...

Establishment of a Severe Dry Eye Model Using Complete Dacryoadenectomy in Rabbits

Etablierung eines schweren Trockenauges modell mit vollständiger Dakryoadenektomie bei Kaninchen

Dry eye disease (DED) is a complex disease with multiple etiologies and variable symptoms, having ocular surface inflammation as its key pathophysiologic ...

Taking the Next Step: a Neural Coaptation Orthotopic Hind Limb Transplant Model to Maximize Functional Recovery in Rat

Der nächste Schritt: eine neuronale Koaptation Orthotopic Hind Limb Transplantation Modell, um die funktionelle Erholung in Derratzulande zu maximieren

Limb transplant in particular and vascularized composite allotransplant (VCA) in general have wide therapeutic promise that have been stymied by current ...