Name: cultivation of green microalgae in bubble column photobioreactors and an assay for neutral lipids
Uploaded: 2019-01-07T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Cultivation of Green Microalgae in Bubble Column Photobioreactors and an Assay for Neutral Lipids at JoVE.com

Dans cette recherche, a appuyé par USDA National Institute of Food, Agriculture Hatch projet ALA0HIGGINS et les bureaux de l’Université Auburn de la prévôté, vice-président pour la recherche et le Samuel Ginn College of Engineering. A également appuyé par la NSF accorder CBET-1438211.

1. installation de bulle colonne photobioréacteurs
<ol><li>Construire un jeu de couvercles ventilés des couvercles en plastique fourni avec les bouteilles de verre de 1 L et les tubes d’hybridation (voir Figure 1 schéma et photos). Construire des couvercles pour l’humidificateur, piège, chaque air lift Photobioréacteur et chaque réacteur bouteille de mélange.<ol>
<li>¼" trous dans le couvercle : 2 trous sont nécessaires pour les couvercles bioréacteur et humidificateur ; 3 ...

<ol>
	<li>Prandini, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhancement+of+nutrient+removal+from+swine+wastewater+digestate+coupled+to+biogas+purification+by+microalgae+Scenedesmus+spp.">Enhancement of nutrient removal from swine wastewater digestate coupled to biogas purification by microalgae Scenedesmus spp.</a> Bioresource Technology. , 67-75 (2016).</li><li>Liu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phycoremediation+of+dairy+and+winery+wastewater+using+Diplosphaera+sp.+MM1.">Phycoremediation of dairy and winery wastewater using Diplosphaera sp. MM1.</a> Journal of Applied Phycology. 28 (6), 3331-3341 (2016).</li><li>Passero, M., Cragin, B., Coats, E. R., McDonald, A. 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M., VanderGheynst, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microplate+assay+for+quantitation+of+neutral+lipids+in+extracts+from+microalgae.">Microplate assay for quantitation of neutral lipids in extracts from microalgae.</a> Analytical Biochemistry. 465, 81-89 (2014).</li><li>Tanadul, O. U., Vandergheynst, J. S., Beckles, D. M., Powell, A. L., Labavitch, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+impact+of+elevated+CO2+concentration+on+the+quality+of+algal+starch+as+a+potential+biofuel+feedstock.">The impact of elevated CO2 concentration on the quality of algal starch as a potential biofuel feedstock.</a> Biotechnology and Bioengineering. 111 (7), 1323-1331 (2014).</li><li>Folch, J., Lees, M., Sloane Stanley, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+for+the+isolation+and+purification+of+total+lipides+from+animal+tissues.">A simple method for the isolation and purification of total lipides from animal tissues.</a> Journal of Biological Chemistry. 226 (1), 497-509 (1957).</li><li>Higgins, B. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Informatics+for+improved+algal+taxonomic+classification+and+research:+A+case+study+of+UTEX+2341.">Informatics for improved algal taxonomic classification and research: A case study of UTEX 2341.</a> Algal Research. 12, 545-549 (2015).</li><li>Garrett, R. H., Grisham, C. 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Le facteur le plus important lorsque la culture d’algues est une compréhension des besoins spécifiques de l’organisme ou groupe d’organismes. Les algues, système de culture décrite ici peut être utilisé pour un large éventail d’algues mais des facteurs abiotiques (température, médias, pH, intensité lumineuse, teneur en CO2 , taux d’aération) la culture doivent être ajustés aux besoins de l’organisme. Notez les paramètres décrits ici ont été utilisés pour la culture de la Chlor...

L’application des microalgues dans l’ingénierie et de la biotechnologie a suscité un grand intérêt ces dernières années. Les microalgues sont étudiées pour une utilisation dans le traitement des eaux usées traitement1,2,3,4, biofuel production5,6,7,8et le production de nutraceutiques et d’autres produits de haute valeur9,10. Algues sont également génétiquement modifiés à des taux plus élevés dans le but d’améliorer leur condition physique spécifique engineering applications11,12. Par conséquent, il y a beaucoup d’intérêt dans l’expérimentation avec des organismes industriellement pertinentes en milieu contrôlé. Le but de cette méthode est de communiquer une approche efficace de la culture de microalgues dans un environnement de laboratoire contrôlées et de mesurer la croissance et la teneur en lipides neutres de cette algue. Améliorer la croissance taux et teneur en lipides neutres des micro-algues ont été identifiés comme les deux principaux goulets d’étranglement vers la commercialisation des biocarburants algues13.
Un large éventail d’approches ont été utilisés à des algues de culture à des fins expérimentales. En général, ces approches peuvent être divisés entre culture extérieure à grande échelle et de la culture en intérieur à petite échelle. Culture en plein air dans des photobioréacteurs et étangs ouverts est appropriée pour l’expérimentation vise à intensifier les processus qui ont déjà été éprouvées à l’échelle laboratoire (par exemple, pour tester l’intensification d’une nouvelle souche haute-lipide d’algues)14. Cependant, culture en intérieur à petite échelle est appropriée lors du développement de souches d’algues nouveaux ou améliorés ou des expériences visant à comprendre les mécanismes biologiques. Dans ces derniers cas, un haut-niveau de contrôle expérimental est nécessaire pour isoler les changements subtils de comportement biologique. À cette fin, les cultures axéniques doivent souvent afin de minimiser les facteurs biotiques complexes associés avec d’autres organismes (p. ex. bactéries, algues) qui poussent inévitablement dans les systèmes extérieurs à grande échelle. Même lorsque l’étude des interactions entre les algues et autres organismes, nous avons trouvé qu’utilisation des conditions expérimentales très contrôlé est utile lorsqu’on examine les échanges moléculaires entre organismes15,16,17.
Dans la catégorie des cultures d’algues indoor à petite échelle, un éventail d’approches ont été utilisées. Peut-être l’approche la plus courante consiste à cultiver des algues dans des flacons Erlenmeyer sur un tableau de dispositif trembleur sous une lumière banque18,19. Échange d’oxygène et de CO2 se déroule par diffusion passive grâce à un bouchon de mousse dans la partie supérieure du ballon. Certains chercheurs ont amélioré ce set-up une aération active des flacons20. Une autre approche consiste à cultiver des algues dans des bouteilles, mixés par barre de remuer et aération active. Malgré leur simplicité, nous avons trouvé que l’utilisation de flacons et bouteilles conduit souvent à des résultats incohérents entre les réplicats biologiques. C’est sans doute en raison des effets de position - différentes positions reçoivent des quantités différentes de la lumière, qui affectent également les températures internes de réacteur. La rotation quotidienne de réacteurs vers de nouvelles positions peuvent aider mais n’allège pas le problème car certaines étapes de la croissance des algues (par exemple, au début exponentielle) sont plus sensibles aux effets de position que d’autres (par exemple, la phase logarithmique).
À l’opposé du spectre de la sophistication technologique sont photobioréacteurs commercial entièrement contrôlé. Ces systèmes en permanence surveillent et ajuster les conditions dans le réacteur afin d’optimiser la croissance des algues. Ils ont d’éclairage programmable, régulation de température en temps réel et contrôle du pH. Malheureusement, ils sont coûteux et coûtent généralement plusieurs milliers de dollars par réacteur. Plus de revues scientifiques et d’ingénierie nécessitent réplication biologique des résultats, ce qui nécessite l’achat de plusieurs bioréacteurs. Nous présentons ici un système de réacteur de colonne de bulles qui comble le fossé entre les simples (fiole) et sophistiqué (entièrement contrôlée par bioréacteur) s’approche pour la culture d’algues-l’échelle du laboratoire. Colonnes de bulles permet de faciliter les échanges gazeux et de mélanger le réacteur hausse des bulles de gaz. Cette approche fournit un degré de contrôle sur l’éclairage et la température, mais le fait d’une manière peu onéreuse. En outre, nous avons trouvé ce système pour donner des résultats très cohérents entre les réplicats biologiques, réduisant le nombre de réplicats biologiques nécessaires afin d’obtenir des résultats statistiquement significatifs par rapport à l’approche de la fiole ou une bouteille. Nous avons également utilisé ce système pour cultiver avec succès des mélanges d’algues et de bactéries21. En plus de culture d’algues, nous décrivons une procédure pour mesurer la teneur en lipides neutres dans les algues cultivées. Cette dernière méthode a été publiée ailleurs22, mais nous incluons la procédure ici pour fournir des instructions pour savoir comment employer avec succès.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Supplies for airlift photobioreactor setup</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 L Pyrex bottles</td>
			<td>Corning</td>
			<td>16157-191</td>
			<td>For bottle reactors, humidifiers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/2&#34; hose clamp</td>
			<td>Home Depot</td>
			<td>UC953A</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4&#34; female luer to barb</td>
			<td>Nordson biomedical</td>
			<td>Nordson FTLL360-6005</td>
			<td>1/4&#34; ID, PP</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4&#34; ID, 3/8&#34; OD autoclaveable PVC tubing</td>
			<td>Thermo-Nalgene</td>
			<td>63013-244</td>
			<td>50&#39;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4&#34; in O-rings</td>
			<td>Grainger</td>
			<td>1REC5</td>
			<td>#010 Medium Hard Silicone O-Ring, 0.239&#34; I.D., 0.379&#34;O.D.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/8&#34; Female luer to barb</td>
			<td>Nordson biomedical</td>
			<td>FTLL230-6005</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/8&#34; ID, 1/4&#34; OD autoclaveable PVC tubing</td>
			<td>Thermo-Nalgene</td>
			<td>63013-608</td>
			<td>250&#39;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/8&#34; male spinning luer to barb</td>
			<td>Nordson biomedical</td>
			<td>MLRL013-6005</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/8&#34; multiport barb</td>
			<td>Nordson biomedical</td>
			<td>4PLL230-6005</td>
			<td>1/8&#34; multiport barb</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/8&#34; NPT to barb</td>
			<td>Nordson biomedical</td>
			<td>18230-6005</td>
			<td>1/8&#34; 200 series barb</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/8&#34; panel mount luer</td>
			<td>Nordson biomedical</td>
			<td>Nordson MLRLB230-6005</td>
			<td>1/8&#34;, PP</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 gallon fish tank</td>
			<td>Walmart</td>
			<td>802262</td>
			<td>Can hold up to 8 bioreactors depending on layout</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100-1000 ccm flow meter</td>
			<td>Dwyer</td>
			<td>RMA-13-SSV</td>
			<td>For bottle reactors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 ft fluorescent light bank</td>
			<td>Agrobrite</td>
			<td>FLT24 T5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>200-2500 ccm flow meter</td>
			<td>Dwyer</td>
			<td>RMA-14-SSV</td>
			<td>For air regulation upstream of humidifier</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250 mL Pyrex bottles</td>
			<td>Corning</td>
			<td>16157-136</td>
			<td>For gas mixing after humidifier</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50-500 ccm flow meter</td>
			<td>Dwyer</td>
			<td>RMA-12-SSV</td>
			<td>For hybridization tube reactors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5-50 ccm flow meter</td>
			<td>Dwyer</td>
			<td>RMA-151-SSV</td>
			<td>For CO2 flow rate control</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air filters 0.2 &#181;m</td>
			<td>Whatman/ Fisher</td>
			<td>09-745-1A</td>
			<td>Polyvent, 28 mm, 0.2 &#181;m, PTFE, 50 pack</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Check valves</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89094-714</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning lids for pyrex bottles</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89000-233</td>
			<td>10 GL45 lids</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Female luer endcap</td>
			<td>Nordson biomedical</td>
			<td>Nordson FTLLP-6005</td>
			<td>Female stable PP</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hybridization tubes</td>
			<td>Corning</td>
			<td>32645-030</td>
			<td>35x300 mm, pack of 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light timer</td>
			<td>Walmart</td>
			<td>556393626</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Locknuts</td>
			<td>Nordson biomedical</td>
			<td>Nordson LNS-3</td>
			<td>1/4&#34;, red nylon</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low profile magnetic stirrer</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10153-690</td>
			<td>Low profile magnetic stirrer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Male luer endcap</td>
			<td>Nordson biomedical</td>
			<td>Nordson LP4-6005</td>
			<td>Male plug PP</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spinning luer lock ring</td>
			<td>Nordson biomedical</td>
			<td>Nordson FSLLR-6005</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stir bars - long</td>
			<td>VWR</td>
			<td>58949-040</td>
			<td>38.1 mm, for bottle reactors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stir bars - medium</td>
			<td>VWR</td>
			<td>58949-034</td>
			<td>25 mm, for hyridization tubes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Supplies and reagents for culturing algae</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.2 &#181;m filters</td>
			<td>VWR</td>
			<td>28145-491</td>
			<td>13 mm, PTFE, for filtering spent media from daily culture sampling</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL syringes</td>
			<td>Air-tite</td>
			<td>89215-216</td>
			<td>For filtering spent media from daily culture sampling</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mL tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>87003-294</td>
			<td>Sterile (or equivalent)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL Serological pipettes</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>82050-482</td>
			<td>Sterile (or equivalent)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100 mm plates</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25384-342</td>
			<td>100x15 mm stackable petri dishes, sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 mL tubes</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>82050-276</td>
			<td>Sterile (or equivalent), polypropylene</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 mL Serological pipette tips</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>82051-584</td>
			<td>Sterile (or equivalent)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 mL tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>87003-298</td>
			<td>Sterile (or equivalent)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL tubes</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>82050-348</td>
			<td>Sterile (or equivalent), polypropylene</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>96 well microplate</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>89089-578</td>
			<td>Polystyrene with lid, flat bottom</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inocculating loops</td>
			<td>VWR</td>
			<td>80094-478</td>
			<td>Sterile (or equivalent)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Liquid carbon dioxide tank and regulator</td>
			<td>Airgas</td>
			<td>CD-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Supplies and reagents for lipid extraction and neutral lipid assay</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 mL bead tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10158-556</td>
			<td>Polypropylene tube w/ lid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>96 well microplates</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>82050-774</td>
			<td>Polypropylene, flat bottom</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bleach</td>
			<td>Walmart</td>
			<td>550646751</td>
			<td>Only use regular bleach, not cleaning bleach</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chloroform</td>
			<td>BDH</td>
			<td>BDH1109-4LG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dimethyl sulfoxide</td>
			<td>BDH</td>
			<td>BDH1115-1LP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropyl alcohol</td>
			<td>BDH</td>
			<td>BDH1133-1LP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol</td>
			<td>BDH</td>
			<td>BDH20864.400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nile red</td>
			<td>VWR</td>
			<td>TCN0659-5G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pasteur pipette tips</td>
			<td>VWR</td>
			<td>14673-010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium chloride</td>
			<td>BDH</td>
			<td>BDH9286-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vegetable oil</td>
			<td>Walmart</td>
			<td>9276383</td>
			<td>Any vegetable oil should work as long as it is fresh</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zirconia/ silica beads (0.5 mm diameter)</td>
			<td>Biospec products</td>
			<td>11079105z</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Analytical balance</td>
			<td>Mettler-Toledo</td>
			<td>XS205DU</td>
			<td>Capable of at least 4 decimal accuracy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bead homogenizer</td>
			<td>Omni</td>
			<td>19-040E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Benchtop micro centrifuge</td>
			<td>Thermo</td>
			<td>Heraeus Fresco 21 with 24x2</td>
			<td>Including rotor capable of handling 1.5 and 2 mL tubes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry block heater</td>
			<td>VWR</td>
			<td>75838-282</td>
			<td>Including dry block for a microplate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Freeze dryer</td>
			<td>Labconco</td>
			<td>7670520</td>
			<td>2.5L freeze drying system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large benchtop centrifuge</td>
			<td>Thermo</td>
			<td>Heraeus Megafuge 16R Tissue</td>
			<td>Including rotors capable of handling 400 mL bottles, 50 mL tubes, and 15 mL tubes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microplate reader</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>SpectraMax M2</td>
			<td>Capable of reading absorbance and fluorescence</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex mixer</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10153-838</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

cultivation of green microalgae in bubble column photobioreactors and an assay for neutral lipids

Il y a des intérêts importants dans l’étude des microalgues pour applications d’ingénierie tels que la production de biocarburants, produits à haute valeur et pour le traitement des déchets. Comme la plupart des nouveaux efforts recherche commencent à l’échelle du laboratoire, on a besoin de méthodes rentables pour la culture des microalgues de façon reproductible. Ici, nous communiquons une approche efficace de la culture de microalgues dans des photobioréacteurs de laboratoire et pour mesurer la croissance et la teneur en lipides neutres de cette algue. Instructions figurent également sur la façon de mettre en place le système Photobioréacteur. Bien que les organismes de l’exemple sont les espèces de Chlorella et Auxenochlorella, ce système peut être adapté pour cultiver une large gamme de microalgues, y compris des cultures d’algues avec des espèces non-algues. Cultures mères sont tout d’abord cultivés dans des bouteilles pour produire l’inoculum pour le système Photobioréacteur. Inoculum algues est concentrée et transféré dans les photobioréacteurs pour la culture en mode batch. Les échantillons sont recueillis pour les lectures de densité optique. À la fin de la culture de lot, les cellules sont récoltées par centrifugeuse, lavé et lyophilisé pour obtenir une concentration finale de poids sec. La concentration en poids sec final sert à créer une corrélation entre la densité optique et la concentration de matière sèche. Une méthode de Folch modifiée est ensuite utilisée pour extraire les lipides totaux de la biomasse lyophilisée et l’extrait est analysé pour sa teneur en lipides neutres à l’aide d’un test de la microplaque. Cet essai a été publié précédemment mais les étapes du protocole ont été inclus ici pour mettre en évidence les étapes critiques de la procédure où les erreurs se produisent fréquemment. Le système de bioréacteur décrit ici comble un créneau entre culture simple fiole et bioréacteurs commerciales entièrement contrôlé. Même avec seulement 3-4 biologique réplicats par traitement, notre approche de la culture d’algues conduit à des écarts serrés dans les essais de croissance et de lipides.

Cette procédure donne une évolution temporelle des données de densité optique algues à OD 550 nm (Figure 4 a). La densité optique et le poids sec concentration les données peuvent être corrélés (Figure 4 b). Ceci est accompli en premier calcul de la concentration d’algues poids sec final après l’étape de lyophilisation. Ensuite, la densité optique de la dilution en série culture (effectuée le dernier jour de l?...

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Cultivation of Green Microalgae in Bubble Column Photobioreactors and an Assay for Neutral Lipids

Nous présentons ici un protocole visant à construire le laboratoire bulle colonne photobioréacteurs et utilisez-les pour la culture micro-algues. Il fournit également une méthode pour déterminer le taux de croissance de la culture et de la teneur en lipides neutres.

Culture de microalgues vertes en bulle colonne photobioréacteurs et un dosage des lipides neutres

There is significant interest in the study of microalgae for engineering applications such as the production of biofuels, high value products, and for the ...

Ce protocole fournit des instructions pour la construction et l’utilisation d’un système photobioréacteur bubble column pour cultiver des microalgues, et devrait intéresser toute personne étudiant les biocarburants algel, le traitement des eaux usées, ou la biologie algel. Nous avons trouvé le système de réacteur de flèche pour produire des résultats très honorables. Le système de réacteur est également personnalisable à un large rang d’algues et coûte beaucoup moins cher que de nombreuses offres commerciales.Qichen Wang, une étudiante diplômée de mon laboratoire, démontrera la procédure. Pour commencer la configuration des photobioréacteurs bubble column, construisez un ensemble de couvercles ventilés à partir des couvercles en plastique des bouteilles en verre d’un litre et des tubes d’hybridation tels que décrits dans le protocole texte. Glissez un anneau O de 1/4 de pouce sur les bandes de roulement d’un raccord de leurre de montage de panneau de 1/8e pouce, et glissez ceci dans le trou de 1/4 de pouce percé dans le couvercle.Glissez un deuxième 1/4 pouce sur les fils de sorte que le couvercle est pris en sandwich entre les deux anneaux O. Puis glissez un écrou de verrouillage sur les fils et serrez-le pour fixer le leurre de montage de panneau en place. Maintenant, snap pour verrouiller les anneaux sur le leurre mâle exposé, projetant à partir du couvercle.Répétez cette procédure pour chaque trou dans le couvercle. Pour les couvercles qui seront utilisés sur la colonne à bulles et les réacteurs à bouteille, fixez le leurre femelle de 1/8e pouce aux raccords de barbe à des morceaux de 1 1/2 pouce de tube en PVC ID de 1/8e pouce. Attachez-les à chacun des raccords de leurre masculins exposés sur le couvercle.Connectez une vanne de contrôle à l’extrémité libre de l’un des morceaux de 1/8e pouce. Connectez ensuite un leurre mâle à l’ajustement de barbe au deuxième morceau de tube de 1/8ème pouce projetant du couvercle. Cliquez sur l’anneau de verrouillage rotatif en place et attachez un filtre à air de 0,2 micron à cela.Compleat assemblage du système de livraison d’air, réservoirs de poissons, plaques de remue-remuer, et les lumières comme décrié le protocole de texte. Concentrez le stock de microalgues réglés en enlevant le supernatent à l’aide d’une pompe à vide. Laissez moins de 100 millilitres de milieu dans chaque bouteille, mais évitez d’enlever les algues sédentaires.Suspendre et transférer le lisier d’algues dans des tubes stériles de centrifugeuse de 50 millilitres. Centrifugeuse 1000 fois G pendant cinq minutes pour concentrer davantage les algues. Dans l’armoire de biosécurité, enlever suffisamment supernatent pour atteindre un volume total d’environ 80 millilitres de concentrés d’algues pour 12 photobioréacteurs.Évitez d’aspirer la pastille. Transférer le concentré d’algues dans un contenant de stérilisation. Maintenant, ajoutez six millilitres de boue d’algues dans chaque photobioréacteur avec une pipette sérologique de stérilisation de 10 millilitres.Faites tourbillonner les bioréacteurs pour mélanger les algues dans le milieu. Tirez un échantillon de deux millilitres de chaque bioréacteur à l’aide d’une pipette sérologique et transférez-le dans un tube de deux millilitres. Recueillir un échantillon de deux millilitres toutes les 24 heures pour suivre l’évolution de la culture.Vérifiez l’échantillon pour le ph à l’aide de bandes d’essai et ajustez le réacteur au besoin. Serrer les couvercles du bioréacteur et placer tous les bioréacteurs dans le bain d’eau du réservoir à poissons. Ajustez l’aération, le dioxyde de carbone et l’éclairage aux niveaux appropriés pour l’espèce.Faites pivoter la position du bioréacteur chaque jour après l’échantillonnage. Appliquer 200 microlitres de chaque échantillon de culture en triplicate sur des puits d’une microplaque de 96 puits. Mesurez ensuite la densité optique à 550 nanomètres et 680 nanomètres.Mesurer un volume fixe de culture d’algues à partir de chaque bioréacteur à l’aide d’un cylindre gradué et transférer dans des bouteilles de centrifugeuses. Centrifuger la culture 4 696 fois G pendant cinq minutes. Jetez le supernatent en l’aspirant soigneusement dehors.Transférer les granulés dans des tubes étiquetés de 50 millilitres. Rincer les bouteilles de centrifugeuse à l’eau distillée et transférer le contenu dans les tubes de 50 millilitres. Assurez-vous que le volume total ne dépasse pas 45 millilitres.Après avoir lavé les granulés d’algues tels que décrits dans le protocole de texte, jetez le supernatent. Ajouter ensuite 7,5 millilitres d’eau distillée à chaque tube de 50 millilitres. Maintenant, vortex les tubes de 50 millilitres et transférer les boues d’algues dans des tubes pré-pesés de 15 millilitres.Rincez les tubes de 50 millilitres avec de l’eau distillée supplémentaire et transférez le liquide dans les tubes de 15 millilitres en gardant le volume total de ces tubes à moins de 12 millilitres. Après avoir centrifugé les tubes de 15 millilitres et jeté le supernatent comme avant, congeler les tubes avec des granulés à moins 80 degrés Celsius pendant au moins 30 minutes en prévision du gel du séchage. Ajouter 1,5 millilitres de solvant folique à chaque tube de deux millilitres contenant 20 milligrammes d’algues lyophilisés.Verser environ 0,5 millilitres de perles de silice zirconia dans chaque tube jusqu’à ce que le niveau de liquide atteigne deux millilitres. Homogénéiser les échantillons d’algues dans un moulin à perles pendant 20 secondes à une vitesse de 6,5 mètres par seconde. Transférer les tubes sur les glaces pendant 30 secondes pour refroidir les échantillons.Ensuite, répétez cinq fois de plus pour extraire complètement les lipides. Filtrer l’homogénéité à travers une seringue de cinq millilitres contenant un disque de maille métallique en acier inoxydable pour filtrer les perles, en recueillant le filtrate dans un tube de 15 millilitres. Laver les perles avec 1,5 millilitres de solvant folique, en poussant le liquide à travers avec la seringue si nécessaire.Répétez ce lavage 2 fois de plus et recueillez tout le filtrate dans le tube de 15 millilitres, ce qui donne un volume final d’environ six millilitres. Ajouter 1,2 millilitres de solution de chlorure de sodium à 0,9 % à l’extrait de folque dans le tube de 15 millilitres et le vortex pour bien mélanger. Centrifugeuse les tubes de 15 millilitres à 6000 fois G pendant cinq minutes.Enregistrez le volume de phase de chloroforme inférieur au millilitre le plus proche à l’aide de lignes sur le côté du tube de 15 millilitres. Ensuite, transférez la phase inférieure à une vile de verre à l’aide d’une pipette de pâturage en verre. Pour effectuer l’analyse lipidique neutre, diluer les extraits lipidiques et l’huile végétale standard trois fois avec du méthanol.Pour chaque microplaque diluée, ajouter 80 microlitres à une microplaque de polypropylène de 96 puits en quadruplicate. Pour le solvant blanc, appliquer 80 microlitres de solvant folique dans le quadruplicate. Pour les normes, ajouter 10, 30, 60, 90 et 120 microlitres de la norme d’huile végétale diluée également en quadruplicate.Placez la microplaque dans le capot de fumée sur un chauffe-bloc sec préchauffé à 55 degrés Celsius pendant 20 à 30 minutes jusqu’à ce que tout solvant se soit évaporé. Retirer la microplaque du bloc chauffant et laisser refroidir à température ambiante. Ensuite, ajouter 30 microlitres d’alcool isopropylique à chaque puits et mélanger en pipetting de haut en bas.Assurez-vous que tous les canaux pipette mélangent la solution et dépensent les lipides, ce qui donne un liquide vert homogène. Maintenant, ajoutez 200 microlitres d’un microgramme par millilitre une solution rouge nil à chaque puits, et pipe de haut en bas 10 fois pour mélanger. Après une incubation de cinq minutes à température ambiante, ajouter 20 microlitres de solution d’eau de Javel à chaque puits, et le pipe de haut en bas cinq fois pour bien mélanger.Laisser incuber le plat pendant 30 minutes à température ambiante. Après 30 minutes, lire la florescence dans les échantillons toutes les cinq à 10 minutes à 530 nanomètres excitation, émission de 575 nanomètres, avec des coupures automatiques réglées à 570 nanomètres jusqu’à ce que le signal des échantillons d’algues se stabilise. Cette procédure donne un cours du temps des données de densité optique algel à OD 550 nanomètres.Les cultures témoins ont été cultivées sur un milieu NH4 ané frais. Le traitement un, est co-cultures auxenochlorella protothecoides et azospirillum brasiliense cultivés sur nh4 moyen frais inné. Le traitement deux, est un A.Protothecoides azinic cultivé sur le milieu inné de NH4 complété avec 50 milligrammes par millilitre IAA, qui a complètement inhibé la croissance d’algues.Traitement trois, est azinique A.Protothecoides, cultivé sur le milieu dépensé de A.Brasilienes. Les courbes de croissance montrent que les cultures de protothécoides auxenochlorella entrent dans la croissance logarithmique tardive à 120 heures. On y voit des courbes de corelation entre la densité optique à 550 nanomètres et la concentration finale de poids sec, à l’aide d’un ajustement polynomial de second ordre.Enfin, la coloration peut être appliquée aux données de densité optique du cours du temps pour obtenir une courbe de croissance du poids sec. Les mêmes traitements sont utilisés ici, sauf que la chlorella sorokiniana est cultivé au lieu de protothécoides auxenochlorella. Le lipide neutre de poids sec de pourcentage obtenu dans l’essai neutre de lipide corréle bien avec la teneur en glycérol de triose sur une plaque de chromatographie mince correspondante de couche.Contrairement aux A.Protothecoides, le traitement de l’IAA n’a pas inhibé la croissance de C.Sorkiniana. Après l’extraction lipidique des algues, la palette cellulaire restante peut être analysée pour sa teneur en amidon et par paroi cellulaire, fournissant une image plus détaillée des produits de stockage d’énergie à l’intérieur de la cellule. Les méthodes décrites ici ont permis de nouvelles découvertes dans le domaine des biocarburants algel et du traitement des eaux usées.Plus précisément, ce système a été utilisé pour mieux comprendre comment les bactéries influencent la croissance de l’algel.

Research

JoVE Journal

Environment

Analysis of Fatty Acid Content and Composition in Microalgae

Analyse de la teneur en acide gras et de la composition en microalgues

A method to determine the content and composition of total fatty acids present in microalgae is described. Fatty acids are a major constituent of ...

Recherche

Environnement

Optimize Flue Gas Settings to Promote Microalgae Growth in Photobioreactors via Computer Simulations

Optimiser les réglages des gaz de combustion pour la promotion de la croissance des microalgues en photobioréacteurs via des simulations informatiques

Flue gas from power plants can promote algal cultivation and reduce greenhouse gas emissions1. Microalgae not only capture solar energy more efficiently ...

Transcript and Metabolite Profiling for the Evaluation of Tobacco Tree and Poplar as Feedstock for the Bio-based Industry

Transcription et profilage des métabolites pour l&#39;évaluation des arbres tabac et le peuplier comme matière première pour l&#39;industrie de la bioéconomie

The global demand for food, feed, energy, and water poses extraordinary challenges for future generations. It is evident that robust platforms for the ...

Quantification of Heavy Metals and Other Inorganic Contaminants on the Productivity of Microalgae

Quantification des métaux lourds et d&#39;autres contaminants inorganiques sur la productivité des microalgues

Increasing demand for renewable fuels has researchers investigating the feasibility of alternative feedstocks, such as microalgae. Inherent advantages ...

Measuring and Mapping Patterns of Soil Erosion and Deposition Related to Soil Carbonate Concentrations Under Agricultural Management

Mesure et cartographie des schémas d’érosion et de dépôt liées aux Concentrations de Carbonate du sol sous gestion agricole

Spatial patterns of soil erosion and deposition can be inferred from differences in ground elevation mapped at appropriate time increments. Such changes ...

Collection and Extraction of Occupational Air Samples for Analysis of Fungal DNA

Collecte et Extraction des échantillons d’Air professionnel pour l’analyse de l’ADN fongique

Traditional methods of identifying fungal exposures in occupational environments, such as culture and microscopy-based approaches, have several ...

The Plant Infection Test: Spray and Wound-Mediated Inoculation with the Plant Pathogen Magnaporthe Grisea

The Plant Infection Test: Spray and Wound-Mediated Inoculation with the Plant Pathogen Magnaporthe Grisea

Le Test de Infection de plantes : Spray et induite par la plaie de l’Inoculation avec la plante pathogène Magnaporthe Grisea

Plants possess a powerful system to defend themselves against potential threats by pathogenic fungi. For agriculturally important plants, however, current ...

An Anaerobic Biosensor Assay for the Detection of Mercury and Cadmium

Un dosage anaérobie biocapteurs pour la détection du mercure et du Cadmium

Mercury (Hg) bioavailability to microbes is a key step to toxic Hg biomagnification in food webs. Cadmium (Cd) transformations and bioavailability to ...

Detection of Tilapia Lake Virus Using Conventional RT-PCR and SYBR Green RT-qPCR

Détection de Tilapia lac Virus à l’aide de RT-PCR classique et SYBR Green RT-qPCR

The aim of this method is to facilitate the fast, sensitive and specific detection of Tilapia Lake Virus (TiLV) in tilapia tissues. This protocol can be ...

Chemical Isolation, Quantification, and Separation of Skin Lipids from Reptiles

Isolement chimique, Quantification et séparation des lipides de la peau des Reptiles

Reptiles signal to conspecifics using lipids in their skin, primarily to enable mate tracking and assessment. The isolation of these lipids has utility in ...