Name: modified blood collection from tail veins of non-anesthetized mice with a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier
Uploaded: 2019-02-02T14:30:00
Duration: 7 min 42 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier at JoVE.com

Dit werk werd gesteund door de natuur Science Foundation subsidie van de provincie Hubei, China [Grant No. 2018CFB761].

1. veehouderij
<ol><li>Gebruik 12 week oud Kunming muizen. Opmerking: We gebruikten muizen (n = 40, 20 mannen, 37-46 g, betekenen 42.38 ± 2.39 g) uit de experimentele dieren Center van Tongji Medical College.</li>
	<li>Het huis van de muizen onder standaardomstandigheden met gratis toegang tot voedsel en drinkwater. Houd twee muizen in een kooi2 530 cm met hout scheren beddengoed.</li>
	<li>Handhaven van een kamertemperatuur tussen 21-23 °C.</li>
	<li>Feed van muizen met een normale zout dieet (0,3% NaCl) tijdens de studie.</li>
</ol>2. bloed monster collectie
<ol><li>Voorbereiding van de volgende apparatuur: vacuümbuis (1 mL), vlinder naald, lenzenvloeistof Vergrootglas en kunststof beteugeling houder. Plaats ze op een steriele ondergrond (Figuur 1).</li>
	<li>Plaats van een muis in een kunststof beteugeling houder en zijn staart met warm water (20-30 °C) wassen. Veeg de staart met 70% ethanol-verzadigd katoenen ballen uit te breiden van de ader. Selecteer de ader van de linker- of staart voor bloedmonsters. Pak het onderste gedeelte van de staart voorzichtig en houden de staart direct tijdens bloed monster collectie.</li>
	<li>Het verzamelen van het bloed. Als het vergelijken van methoden, verzamelen van bloed in twee groepen: de "experimentele" groep met behulp van de procedure die we hebben ontwikkeld, hieronder, en de "conventionele" groep met behulp van een conventionele methode, ook hieronder.<ol>
<li>Experimentele collectie:<ol>
<li>Draag een vergrootglas lenzenvloeistof ter verbetering van het bekijken voor het aanprikken van de ader van de staart. Breng de 22 G vlinder naald tip in een van de aders van de laterale staart op een positie ongeveer de helft de afstand distally van het puntje van de staart bij een engel ongeveer 10°, op weg naar de onderkant van de staart voor meerdere monsters.</li>
			<li>Steek het uiteinde van de rubber van de vlinder naald in de buis vacuüm bloed-collectie voor het verzamelen van bloed (Figuur 2). Opmerking: Als het bloed stopt stroomt uit tijdens de bloedinzameling, de hoek van de naald moet worden snel aangepast. Om te voorkomen dat de bloedstolling in de naald, een andere punctie positie moet worden geselecteerd als bloed stroomt stopt uit na 15 s.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Conventionele methode:<ol>
<li>Plaats de naald verbonden met een spuit in één van de laterale aderen ongeveer een derde van de afstand distally van het puntje van de staart.</li>
			<li>Wanneer bloed in de hub verschijnt, trek terug de zuiger langzaam voor het verzamelen van bloed (Figuur 3)7. Opmerking: Als u wilt verder toelichten de gevolgen van uiteenlopende ervaringen met bloedinzameling, een beginner en expert werden gekozen bloedmonsters met behulp van experimentele en conventionele methoden gelijktijdig te verzamelen.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Na de bloedinzameling, verwijder de naald en druk op het punt van de punctie om te stoppen met bloeden. Vervolgens laat de muisknop los van de kunststof beteugeling houder en de muis terug naar haar kooi. Opmerking: Er werd gemeld dat tot 10% van de totale bloed volume kan veilig worden verwijderd uit een gezond dier op 2 week intervallen8, dus ongeveer 175 µL bloed was verzameld over elke keer overeenkomstig ethische beginselen.</li>
	<li>Buizen met EDTA gebruiken voor het verzamelen van plasma en buizen zonder anticoagulantia gebruiken voor het verzamelen van serum. Voorzichtig omkeren de buis meerdere malen en leg ze op het ijs verticaal.</li>
	<li>Centrifugeer het bloed monster collectie buizen in een gekoelde centrifuge bij 1.000 x g gedurende 10 minuten om te scheiden van plasma en serum. Opmerking: Succesvolle bloedinzameling wordt gedefinieerd als het verkrijgen van een volume van 175 µL telkens. Niet meer dan drie lekke banden moeten worden geprobeerd, en een mislukte bloedinzameling is gedefinieerd als een totale bloed volume van minder dan 175 µL na de derde lekke band. De duur van de bemonstering wordt gedefinieerd als de tijd van de staart ader punctie om verwijdering van de naald na bloed-collectie.</li>
	<li>Het verzamelen van bloed tweemaal met tussenpozen van 2 weken8.</li>
</ol>3. statistische analyse
<ol><li>Gebruik commercieel beschikbare statistische software voor analyse. Gegevens presenteren als gemiddelde ± standaardafwijking, met behulp van p < 0.05 als de cutoff voor statistische significantie.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Grouzmann, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sampling+methodology+is+crucial+for+precise+measurement+of+plasma+catecholamines+concentrations+in+mice.">Blood sampling methodology is crucial for precise measurement of plasma catecholamines concentrations in mice.</a> European Journal of Physiology. 447 (2), 254-258 (2003).</li><li>Heimann, M., Roth, D. R., Ledieu, D., Pfister, R., Classen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sublingual+and+submandibular+blood+collection+in+mice:+a+comparison+of+effects+on+body+weight,+food+consumption+and+tissue+damage.">Sublingual and submandibular blood collection in mice: a comparison of effects on body weight, food consumption and tissue damage.</a> Lab Animal. 44 (4), 352-358 (2010).</li><li>Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+collection+from+the+sublingual+vein+in+mice+and+hamsters:+a+suitable+alternative+to+retrobulbar+technique+that+provides+large+volumes+and+minimizes+tissue+damage.">Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage.</a> Lab Animal. 43 (3), 255-260 (2009).</li><li>Hoff, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+of+blood+collection+in+the+mouse.">Methods of blood collection in the mouse.</a> Lab Animal. 29 (10), 47-53 (2000).</li><li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+Blood+Collection+from+Tail+Vein+of+Non-Anesthetized+Rats+with+a+Vacuum+Blood+Collection+System.">Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).</li><li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+bioscience+research+reporting:+ARRIVE-ing+at+a+solution.">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).</li><li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals.">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li><li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood,+including+routes+and+volumes.">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).</li><li>Wollowitz, A., Bijur, P. E., Esses, D., John Gallagher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+butterfly+needles+to+draw+blood+is+independently+associated+with+marked+reduction+in+hemolysis+compared+to+intravenous+catheter.">Use of butterfly needles to draw blood is independently associated with marked reduction in hemolysis compared to intravenous catheter.</a> Academic Emergency Medicine. 20 (11), 1151-1155 (2013).</li><li>Eder, J. M., Cutter, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+device+for+collecting+cord+blood.">A new device for collecting cord blood.</a> Obstetrics and Gynecology. 86 (5), 850-852 (1995).</li></ol>

De auteurs hebben niets te onthullen.

De huidige studie beschrijft een easy-to-learn bloed collectie methode in muizen die is superieur aan de conventionele technieken. Ten eerste, de methode gemakkelijk kan worden beheerst met een hoog slagingspercentage. Ten tweede, het is gebaseerd op het beginsel van de vacuüm negatieve druk en zorgt voor continue tekening van bloed met een verminderd risico van blootstelling aan direct bloed, dat ook de kans op besmetting en hemolyse9 vermindert. Ten derde, is deze methode haalbaar voor frequente bemonstering van bloed met voldoende volumes van muizen gedurende een korte periode van tijd voor verschillende onderzoeksdoeleinden. Bovendien, de procedure toebrengt alleen minimale schade op muizen en bloedinzameling kan worden uitgevoerd zonder het gebruik van verdoving; Dus, kan de invloed van de stress-respons en de verdoving op bloedmonsters worden vermeden.
De ader van de staart is een superieure locatie voor bloedmonsters volgens het goedgekeurde protocol7. Het is echter niet altijd gemakkelijk te verkrijgen van voldoende bloed volume uit dunne staart aderen met lage bloed stromen. In dit geval, de huid is meestal opengesneden en ader is gepenetreerd door een lancet of het einde van de staart is snel verwijderd door een scheermes.
Dit protocol is gericht op het verbeteren van de methodologie van bloedinzameling van muizen met behulp van het systeem voor het verzamelen van vacuüm bloed, waarvoor een vacuüm bloed collectie monsterbuisje, vlinder naald en lenzenvloeistof vergrootglas. Dit vacuüm bloed bemonsteringssysteem wordt meestal gebruikt voor het verzamelen van bloedmonsters van patiënten in de dagelijkse klinische praktijk10. Met de hulp van een vergrootglas lenzenvloeistof is het punt van de perfecte punctie van een ader van de staart gemakkelijker te vinden. Wanneer het uiteinde van een naald wordt ingevoegd in de ader van de staart, zullen automatisch bloed vloeien in de vacuüm buis als gevolg van negatieve druk. Na de terugtrekking van de naald uit de staart ader, zullen het bloed dat wordt geblokkeerd in de katheter vloeien in de verzamelen vacuüm buis als gevolg van het vacuüm.
De volgende tips zijn belangrijk voor succesvolle toepassing van de methode. Ten eerste moet het lichaamsgewicht voor elke muis 40 g of hogere moeilijkheid in prikken en het verkrijgen van voldoende bloed afnemen. Ten tweede, in het geval van mislukte bloedinzameling, onderzoekers moeten proberen te trekken van de naald langzaam totdat het bloed blijft stromen. Ten derde is het essentieel om uit te breiden van de staart om te voorkomen dat elke beweging tijdens bloedmonsters. Houd de naald voorzichtig kan helpen om de naald-tip in de ader als de bewegingen van de muis staart. Ten vierde, als bloed stroomt stopt uit tijdens de bloedinzameling, de hoek van de naald moet worden aangepast in een tijdige wijze. Om te voorkomen dat de bloedstolling in de naald, een andere punctie positie moet worden geselecteerd als bloed stroomt stopt uit na 15 s. Ten slotte verdient de samenwerking van twee exploitanten tijdens het gebruik van deze techniek voor het verzamelen van bloed van muizen.
Kortom, is de aangenomen vacuüm bloed collectie methode voor gebruik in muizen veilig, haalbaar en makkelijk om te oefenen. Deze methode kan regelmatige bemonstering van bloed met voldoende bloed volumes van niet-verdoofd muizen.

Bloedmonsters van dieren die betrokken zijn bij experimenten is een fundamenteel onderzoek techniek. Er zijn enkele beschikbare technieken voor bloedinzameling van muizen, inclusief staart knipsels en prikken van het hart, retro-orbitaal plexus halsslagader, caudal ader en vena cava. Idealiter moet bloed worden verzameld in een minimaal invasieve manier, met minimale impact op de gezondheid van het dier. Echter, de meest gebruikte technieken vaak stress bij dieren toebrengen en gevolgen kunnen hebben voor onderzoek resultaten1. De inzameling van het bloed van de retro-orbitaal plexus kan worden gebruikt om genoeg bloed volume van muizen2. Echter, het kan leiden tot ernstige weefselschade en staat niet toe voor het verkrijgen van bloed herhaaldelijk in korte tijd intervallen3.
De caudal ader is een superieure locatie voor bloedinzameling, die minimale schade op muizen toebrengt. Echter de staart aderen van muizen zijn dun, en het is soms moeilijk te verkrijgen van voldoende bloed door de conventionele punctie techniek. In sommige gevallen, herhaalde lekke banden dienen te verkrijgen van het gewenste bloed volume. Anesthesie wordt ook vaak aanbevolen om bloedmonsters uit de aderen van de staart van muizen.  Bovendien, een scalpel, richtliniaal scheermes of scherpe schaar kan nodig zijn om de uiteinden van de staarten te verkrijgen van de vereiste bloed monsters4verwijderen. Eerder hebben we succesvol bloedinzameling uit de aderen van de staart van niet-verdoofd ratten gemeld door het vacuüm bloed monster collectie systeem, dat verminderd het risico van besmetting van het bloed en de behoefte aan herhaalde lekke banden5vermeden. Deze studie meldt een soortgelijke bloed collectie methode in muizen niet-verdoofd.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:585px;" width="583">
	<tbody>
		<tr height="78">
			<td height="78" style="height:78px;width:166px;">Double-pointed needle</td>
			<td style="width:135px;">Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td>
			<td style="width:129px;">20163151718</td>
			<td style="width:154px;">22G (0.7 mm x 25 mm)</td>
		</tr>
		<tr height="78">
			<td height="78" style="height:78px;width:166px;">Eyeglass magnifier</td>
			<td style="width:135px;">Vergroberung</td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:154px;">1.5x</td>
		</tr>
		<tr height="78">
			<td height="78" style="height:78px;width:166px;">Normal salt diet for mice</td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:154px;">Mice received a normal salt diet (0.3% NaCl) throughout the study.</td>
		</tr>
		<tr height="78">
			<td height="78" style="height:78px;width:166px;">Plastic holder</td>
			<td style="width:135px;">Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:154px;">35-45 g rat hoder</td>
		</tr>
		<tr height="78">
			<td height="78" style="height:78px;width:166px;">SPSS software for statistical analysis</td>
			<td style="width:135px;">SPSS Inc, Chicago; USA</td>
			<td style="width:129px;">Version 17.0.</td>
			<td style="width:154px;"></td>
		</tr>
		<tr height="90">
			<td height="90" style="height:91px;width:166px;">Syringe</td>
			<td style="width:135px;">Shandong wego Medical polymer products co. LTD., China</td>
			<td style="width:129px;">20160911A</td>
			<td style="width:154px;">1 mL (Matching needle size: 0.45&#215;16RW LB)</td>
		</tr>
		<tr height="106">
			<td height="106" style="height:106px;width:166px;">Vacuum blood collection system</td>
			<td style="width:135px;">Wuhan Zhi Yuan, medical science and technology co., LTD, China</td>
			<td style="width:129px;">20171222</td>
			<td style="width:154px;">1 mL (&#934;12.4&#215;L75)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modified blood collection from tail veins of non-anesthetized mice with a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier

Bloed monster collectie is de basis van experimentele dierlijke onderzoek. Het is van belang voor het verkrijgen van voldoende bloedmonsters voor verschillende onderzoeksdoeleinden. De aders van de staart van muizen zijn klein, en het is soms moeilijk te verkrijgen van de vereiste bloed volume door conventionele punctie methoden. Deze studie onderzoekt de superioriteit van herhaalde bloed monster collectie uit staart aderen van muizen door gebruik te maken van een vacuüm bloed collectie systeem en lenzenvloeistof Vergrootglas (experimentele groep) in vergelijking met conventionele bloedmonsters methoden (conventionele groep) , uitgevoerd door beginners als experts, respectievelijk. Met de hulp van een vergrootglas lenzenvloeistof, wordt een vlinder naald tip ingevoegd in de ader van de staart van elke muis in de experimentele groep. Als de ader met succes doorgedrongen is, is een bloedmonster verzameld in de buis vacuüm collectie door invoeging van het einde van de rubber van een vlinder naald in de buis vacuüm bloed collectie. De plunjer wordt vervolgens gebruikt voor het verzamelen van bloed zonder de hulp van de lenzenvloeistof vergrootglas in de conventionele groep. Slagingspercentages van bloed monster collectie door de beginners als experts werden aangetoond dat 70% versus 100% (p < 0,01) in de experimentele groep en 35% versus 85% (p < 0,01) in de conventionele groep. Voor zowel beginners als experts waren punctie tijden vereist voor het verkrijgen van de vereiste bloedmonster beduidend lager in de experimentele groep in vergelijking met de conventionele groep (2,40 ± 0.75 vs. 2.90 ± 0.31, p < 0.05; 1,15 ± 0.37 vs. 1.55 ± 0.76, p < 0,05). Kortom, de gepresenteerde bloed bemonstering techniek is haalbaar en gemakkelijk om te oefenen en frequente bemonstering van voldoende bloed volumes van niet-verdoofd muizen in staat stelt.

Body mass, bloed collectie volumes en bemonstering duur van de twee groepen Bloedmonsters werden verzameld uit 20 muizen (10 mannen) tweemaal tussenpozen van 2 weken in elke groep. Het gemiddelde lichaamsgewicht van muizen was vergelijkbaar tussen de experimentele en conventionele groepen voor beginners en experts, respectievelijk (42.40 g ± 1.42 g vs. 42.65 g ± 1.14 g, p > 0,05; 42.55 g ± 2,91 g vs 43.20 g ± 2,69 g, p > 0,05). Verzamelde bloed volumes en bemonstering duur waren vergelijkbaar tussen de twee groepen deskundigen (184.25 µL ± 11,95 µL vs. 171.75 µL ± 25.61 µL, p > 0,05; 1.85 min ± 0.68 min vs. 2,17 min ± 0.80 min, p > 0,05). Hogere volumes van het verzamelde bloed en kortere looptijden van de bemonstering werden echter gezien in de experimentele groep in vergelijking met de conventionele groep in beginners (172.00 µL ± 15.17 µL vs. 148.50 µL ± 30.22 µL, p < 0,01; 3.11 min ± 0.44 min vs. 4.08 min ± 0.61 min, p < 0,01). In vergelijking met beginners, deskundigen verzameld van hogere volumes van bloed en lagere bemonstering tijden met behulp van experimentele en conventionele methoden (184.25 µL ± 11,95 µL vs. 172.00 µL ± 15.17 µL, p < 0,01 171.75 µL ± 25.61 µL vs. 148.50 µL ± 30.22 µL, p < 0.05; 1.85 min ± 0.68 toonde min vs. 3.11 min ± 0.44 min, p < 0,01; 2,17 min ± 0.80 min vs. 4.08 min ± 0.61 min, p < 0.05) (tabel 1).
Slagingspercentages en punctie tijden van de twee groepen De vergelijking van slagingspercentages tussen beginners als experts was 70% (14/20) versus 100% (20/20) (p < 0,01) in de experimentele groep en 35% (7/20) versus 85% (17/20) (p < 0,01) in de conventionele groep. Hogere slagingspercentages werden ook waargenomen in de experimentele groep in vergelijking met de conventionele groep in beginners [70% (14/20) versus 35% (7/20), p < 0.05]. In zowel beginners als experts was het aantal lekke banden beduidend lager in de experimentele groep in vergelijking met de conventionele groep (2,40 ± 0.75 vs. 2.90 ± 0.31, p < 0.05; 1,15 ± 0.37 vs. 1.55 ± 0.76, p < 0,05). Vergeleken met de beginners, werden lagere punctie tijden voor deskundigen waargenomen met behulp van experimentele en conventionele methoden. (1,15 ± 0.37 vs. 2,40 ± 0.75, p < 0,01; 1.55 ± 0.76 vs. 2.90 ± 0.31, p < 0.01) (Tabel 1).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig1.jpg"> Figuur 1: apparatuur. Getoond worden 1 mL vacuüm bloed collectie buizen en een 22 G vlinder naald (links), een lenzenvloeistof Vergrootglas (midden) en een kunststof beteugeling houder (rechts). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig1large.jpg" target="_blank">Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig2.jpg"> Figuur 2: succesvolle bloedinzameling in de experimentele groep. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig2large.jpg" target="_blank">Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig3.jpg"> Figuur 3: succesvolle bloedinzameling in de conventionele groep. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig3large.jpg" target="_blank">Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td></td>
			<td colspan="2">Experimentele groep</td>
			<td colspan="2">Conventionele groep</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>beginner</td>
			<td>expert</td>
			<td>beginner</td>
			<td>expert</td>
		</tr>
<tr>
<td>Lichaamsgewicht (g)</td>
			<td>42.4±1.42</td>
			<td>42.55±2.91</td>
			<td>42.65±1.14</td>
			<td>43.20±2.69</td>
		</tr>
<tr>
<td>Verzamelde bloed volume (µL)</td>
			<td>172.00±15.17</td>
			<td>184.25±11.95#
</td>
			<td>148.50±30.22*
</td>
			<td>171.75±25.61#
</td>
		</tr>
<tr>
<td>Bemonstering duur (min)</td>
			<td>3.11±0.44</td>
			<td>1.85±0.68#
</td>
			<td>4.08±0.61*
</td>
			<td>2.17±0.80#
</td>
		</tr>
<tr>
<td>Bloed collectie keer</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
		</tr>
<tr>
<td>Gemiddeld aantal lekke banden</td>
			<td>2.40±0.75</td>
			<td>1.15±0.37#
</td>
			<td>2.90±0.31*
</td>
			<td>1.55±0.76## *
</td>
		</tr>
<tr>
<td>Een punctie van de tijd</td>
			<td>3</td>
			<td>17</td>
			<td>0</td>
			<td>12</td>
		</tr>
<tr>
<td>Twee keer perforaties</td>
			<td>6</td>
			<td>3</td>
			<td>2</td>
			<td>5</td>
		</tr>
<tr>
<td>Driemaal perforaties</td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
		</tr>
<tr>
<td>Mislukt</td>
			<td>6</td>
			<td>0</td>
			<td>13</td>
			<td>3</td>
		</tr>
<tr>
<td>Slagingspercentage</td>
			<td>70%</td>
			<td>100%#
</td>
			<td>35%*
</td>
			<td>85%#
</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabel 1: vergelijking van de resultaten tussen de experimentele en conventionele groepen. * p < 0,05, ** p < 0,01, experimentele methode versus conventionele methode. #p < 0,05, ##p < 0,01, beginner vs. deskundige.

Watch this Scientific Journal Video about Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier at JoVE.com

Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

Deze studie meldt bloedmonsters van staart ader in muizen met behulp van een systeem van de buisjes opzuigen met lenzenvloeistof vergrootglas. Onze methode is makkelijk om te oefenen en kan worden gebruikt voor herhalen bloedmonsters in muizen.

Gemodificeerde bloedinzameling uit staart aderen van muizen niet-verdoofd met een systeem voor het verzamelen van vacuüm bloed en lenzenvloeistof Vergrootglas

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. ...

Deze studie rapporteert bloedafname van staartader bij muizen met behulp van een vacuüm extractie buis systeem met bril vergrootglas. Onze methode is gemakkelijk te oefenen en kan worden gebruikt voor herhaalde bloedafname bij muizen. In eerste instantie wordt een muis in de plastic houder geplaatst.De staart wordt gereinigd en afgeveegd met 70% ethanol. Vervolgens draagt de operator de bril vergrootglas om het bekijken van de muisstaart te verbeteren. Een vlindernaaldenpunt wordt vervolgens in een van de verwijde laterale staartaders ingebracht en het bloed wordt via het rubberen uiteinde van de vlindernaald in de vacuümopvangbuis verzameld.Ten slotte wordt de naald verwijderd en is het bloedafnameproces voltooid. Staart ader is een voorkeurslocatie voor bloedafname. Deze bloedafnamemethode is gerelateerd aan minimale verwonding aan muizen, maar staartader van de muizen is erg dun, dus dat is soms moeilijk te doorboren, hier beschrijven we een eenvoudige staartader bloedbemonsteringsmethode in op lab testmuizen met behulp van een vacuümextractiebuissysteem.Deze methode is eenvoudig en efficiënt en kan worden gebruikt om het vereiste bloed herhaaldelijk bij muizen te verkrijgen. De procedure zal worden aangetoond door twee leden van ons laboratorium, Xiaoyan Liu en Wusong Zou Om te beginnen, plaatsen we een plastic houder, vacuüm buizen met rubberen stop, en een dubbele puntige naald, en bril vergrootglas op een steriel oppervlak. Plaats vervolgens een muis in de plastic houder.Voor- en achterpoten van de muis moeten zich in een comfortabele positie bevinden. Om bloedmonster te verkrijgen, was de staart met warm water 20 tot 30 Graden Celsius, veeg de staart met 70% ethanol verzadigde katoenen ballen om de ader uit te breiden. Selecteer de rechter- of linker staartader voor bloedafname.Pak het onderste gedeelte van de staart voorzichtig vast en houd de staart recht tijdens het verzamelen van bloedmonsters. Draag de bril vergrootglas om de weergave te verbeteren om punctie van de staart ader te vergemakkelijken. Steek de 22 meter vlinder naald tip in een van de laterale staart aderen rond de helft distal van de punt van de staart onder hoek van ongeveer 10 graden, bewegen naar de basis van de staart voor meerdere monsters.Verzamel bloed in de vacuümopvangbuis door het rubberen uiteinde van de vlindernaald in de vacuümbloedafnamebuis te plaatsen. De staart van muizen kan worden gebruikt voor verschillende bloedcollecties, zo vaak als nodig is, volgens het goedgekeurde protocol. Het is niet altijd gemakkelijk om voldoende bloedvolume te verkrijgen uit de dunne en lage bloedstroom staart ader van muizen met de traditionele methode.Onze methode is eenvoudig en efficiënt en kan worden gebruikt om voldoende bloedvolume herhaaldelijk te verkrijgen bij muizen. Er wordt gemeld dat tot 10% van het totale bloedvolume veilig kan worden verwijderd uit een gezond dier met tussenpozen van twee weken, dus ongeveer 175 microliters bloedmonster van muizen werd verzameld elke keer in overeenstemming met ethische principes. Twee, het is van vitaal belang om de staart uit te breiden om de beweging ervan te voorkomen tijdens het bloedafname.Om bloedstolling in de naald te voorkomen, moet een andere punctiepositie worden gekozen als het bloed gedurende 15 seconden niet meer uitstroomt. Succesvolle bloedafname werd gedefinieerd als het verkrijgen van 175 microliters bloed elke keer. Maximale punctietijden werden ingesteld op drie proeven.Als het totale bloedvolume lager was dan 175 microliters na de derde punctie, werd het gedefinieerd als een mislukte bloedafname. Wanneer voldoende monstervolume is verzameld, trekt u de naald uit de ader en drukt u kort op de plaats van inbrengen om het bloeden te stoppen. Om plasma te verzamelen, gebruik buizen die EDTA, een antistollingsmiddel bevatten, voorzichtig de buis meerdere malen omkeren om antistollingsmiddelen met het bloed te mengen en de monsters verticaal op ijs te plaatsen.Draai hele bloed monster collectie buizen in de gekoelde centrifuge gedurende 10 minuten. Haal het plasma eruit en zorg ervoor dat de rode en witte bloedcellen niet worden verstoord. Om serine te verzamelen, gebruik buizen zonder antistollingsmiddel.Beide soorten monsters kunnen onmiddellijk worden gebruikt of opgeslagen bij minder dan 80 graden Celsius gedurende maximaal een jaar. Deze studie was gericht op het onderzoeken van de superioriteit van herhaalde bloedmonsters uit staart ader van muizen door middel van vacuüm bloedafname systeem en bril vergrootglas. Experimentele groep in vergelijking met de conventionele bloedafnamemethode.Conventionele groep, door respectievelijk beginners en deskundigen, verzamelde bloedvolume en bemonsteringsduur waren vergelijkbaar tussen twee groepen voor deskundigen, echter, verhoogde verzamelde bloedvolume en kortere bemonsteringsduur werden gezien in experimentele groep in vergelijking met de conventionele groep voor beginners. Een hoger slagingspercentage werd ook gezien in de experimentele groep in vergelijking met de conventionele groep voor beginners. Deze bloedafnamemethode is gemakkelijk te beheersen en heeft een hoog slagingspercentage.Het aantal mislukte punctie kan worden teruggebracht tot een vergelijking met die van het gebruik van de traditionele methode. Bovendien veroorzaakt deze procedure slechts minimale schade aan muizen, het is slechts de staarttape van de muizen zonder de noodzaak van verdoving, die invloed van stressrespons bij verdovingsmiddelen op het bloedmonster kan worden vermeden.

Research

JoVE Journal

Behavior

Method for Simultaneous fMRI/EEG Data Collection during a Focused Attention Suggestion for Differential Thermal Sensation

Methode voor gelijktijdige fMRI/EEG-gegevensverzameling tijdens een gerichte aandachtssuggestie voor differentiële thermische sensatie

In the present work, we demonstrate a method for concurrent collection of EEG/fMRI data. In our setup, EEG data are collected using a high-density ...

Construction of Microdrive Arrays for Chronic Neural Recordings in Awake Behaving Mice

Bouw van Microdrive Arrays voor Chronische Neurale Recordings in Awake Behaving Muizen

State-of-the-art electrophysiological recordings from the brains of freely behaving animals allow researchers to simultaneously examine local field ...

Contextual and Cued Fear Conditioning Test Using a Video Analyzing System in Mice

Contextuele en cued Fear Conditioning Test Met behulp van een video analysesysteem in Muizen

The contextual and cued fear conditioning test is one of the behavioral tests that assesses the ability of mice to learn and remember an association ...

Assessment of Murine Exercise Endurance Without the Use of a Shock Grid: An Alternative to Forced Exercise

Beoordeling van Muriene Oefening Endurance zonder het gebruik van een Shock Grid: Een alternatief voor Forced Exercise

Using laboratory mouse models, the molecular pathways responsible for the metabolic benefits of endurance exercise are beginning to be defined. The most ...

The Attentional Set Shifting Task: A Measure of Cognitive Flexibility in Mice

De Aandachtsvertekening Set Shifting Taak: een maat voor cognitieve flexibiliteit in Muizen

Cognitive impairment, particularly involving dysfunction of circuitry within the prefrontal cortex (PFC), represents a core feature of many ...

The Modified Hole Board - Measuring Behavior, Cognition and Social Interaction in Mice and Rats

De Modified Hole Board - Het meten van gedrag en cognitieve en sociale interactie bij muizen en ratten

This protocol describes the modified hole board (mHB), which combines features from a traditional hole board and open field and is designed to measure ...

Protocol for Data Collection and Analysis Applied to Automated Facial Expression Analysis Technology and Temporal Analysis for Sensory Evaluation

Protocol voor gegevensverzameling en analyse Toegepast op Automated Gezichtsuitdrukking Analysis Technology and Temporal Analysis voor de sensorische evaluatie

We demonstrate a method for capturing emotional response to beverages and liquefied foods in a sensory evaluation laboratory using automated facial ...

The Treadmill Fatigue Test: A Simple, High-throughput Assay of Fatigue-like Behavior for the Mouse

De loopband Vermoeidheid Test: Een eenvoudige, High-throughput assay van vermoeidheid-achtig gedrag van de muis

Fatigue is a prominent symptom in many diseases and disorders and reduces quality of life for many people. The lack of clear pathogenesis and failure of ...

A Method for Manipulating Blood Glucose and Measuring Resulting Changes in Cognitive Accessibility of Target Stimuli

Een methode voor het manipuleren van bloedglucose en Meten daaruit voortvloeiende veranderingen in Cognitive Bereikbaarheid van Target Stimuli

Much research in social psychology has investigated the impact of bodily energy need on cognition and decision-making.  As such, blood glucose, the body's ...

Short Session High Intensity Interval Training and Treadmill Assessment in Aged Mice

Korte sessie hoge intensiteit intervaltraining en loopband beoordeling in leeftijd muizen

High intensity interval training (HIIT) is emerging as a therapeutic approach to prevent, delay, or ameliorate frailty. In particular short session HIIT, ...