Name: modified blood collection from tail veins of non-anesthetized mice with a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier
Uploaded: 2019-02-02T14:30:00
Duration: 7 min 42 s
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Ce travail a été soutenu par la subvention de la Fondation Science Nature de la Province de Hubei, Chine [Grant No. 2018CFB761].

1. l’élevage
<ol><li>Utilisez la souris de Kunming âgés de 12 semaines. NOTE : Nous avons utilisé des souris (n = 40, 20 mâles, 37 – 46 g, moyenne ± 42.38 2,39 g) du collège expérimental animaux centre of Tongji Medical.</li>
	<li>Maison des souris dans des conditions normalisées avec libre accès à la nourriture et l’eau potable. Garder deux souris dans une cage de2 530 cm avec rasage bois de literie.</li>
	<li>Maintenir une température ambiante entre 21 et 23 °C.</li>
	<li>Nourrir la souris avec une diète normale (0,3 % NaCl) tout au long de l’étude.</li>
</ol>2. prélèvement d’échantillons de sang
<ol><li>Préparer le matériel suivant : tube à vide (1 mL), aiguille à ailettes, loupe pour lunettes et support plastique de retenue. Placez-les sur une surface stérile (Figure 1).</li>
	<li>Placer une souris dans un support en plastique restrictif et laver sa queue à l’eau tiède (20 – 30 °C). Essuyer la queue avec des boules de coton saturée d’éthanol 70 % d’élargir la veine. Sélectionnez la veine queue droite ou gauche pour les prélèvements sanguins. Saisir la partie inférieure de la queue doucement et garder la queue tout droit pendant le prélèvement d’échantillons de sang.</li>
	<li>Recueillir le sang. Si l'on compare les méthodes, recueillir le sang dans deux groupes : le groupe « expérimentale » à l’aide de la procédure, nous avons développé, présentés ci-dessous, et le groupe « classique », à l’aide d’une méthode conventionnelle, également présentée ci-dessous.<ol>
<li>Collection expérimentale :<ol>
<li>Porter une loupe lunettes afin d’améliorer la visualisation pour la ponction de la veine caudale. Insérez la pointe d’aiguille 22 G papillon dans un des nervures latérales arrière à mesure environ la moitié de la distance dans la partie distale de l’extrémité de la queue à un ange environ 10°, vers la base de la queue pour des échantillons multiples.</li>
			<li>Insérez l’extrémité en caoutchouc de l’aiguille à ailettes dans le tube de prélèvement sanguin sous vide pour recueillir le sang (Figure 2). Remarque : Si le sang cesse de couler dehors pendant la collecte de sang, l’angle de l’aiguille doit être ajusté rapidement. Pour éviter la coagulation du sang dans l’aiguille, une autre position de ponction doit être sélectionnée si le sang cesse de couler dehors après 15 s.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Méthode classique :<ol>
<li>Insérer l’aiguille relié à une seringue dans l’une des nervures latérales environ un tiers de la distance dans la partie distale de l’extrémité de la queue.</li>
			<li>Quand le sang apparaît dans le moyeu, tirez le piston lentement afin de recueillir le sang (Figure 3),7. Remarque : Pour plus amples élucider les effets des diverses expériences avec prélèvement sanguin, un débutant et expert ont été choisis pour prélever des échantillons de sang à l’aide de méthodes expérimentales et conventionnelles en même temps.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Après le prélèvement de sang, retirer l’aiguille et appuyez sur le point de ponction pour arrêter le saignement. Ensuite, relâchez le bouton de la souris du support plastique restrictif et regagner sa cage de la souris. NOTE : Il a été rapporté que jusqu'à 10 % du sang total volume peut être en toute sécurité retirés d’un animal en santé à intervalles de 2 semaines8, donc environ 175 µL de sang ont été recueillis chaque fois conformément aux principes éthiques.</li>
	<li>Utiliser des tubes EDTA à plasma de recueillir et utiliser des tubes sans anticoagulants pour recueillir le sérum. Doucement, inverser le tube plusieurs fois et placez-les verticalement sur la glace.</li>
	<li>Centrifuger les tubes de prélèvement sanguin échantillon dans une centrifugeuse réfrigérée à 1 000 x g pendant 10 min séparer le sérum et le plasma. NOTE : Prélèvement sanguin réussie est définie comme obtenir un volume de 175 µL chaque fois. Pas plus de trois crevaisons doivent être tentées, et une collection de sang ayant échoué est définie comme un volume de sang total de moins de 175 µL après la troisième piqûre. La durée d’échantillonnage est définie comme le temps de la ponction veineuse de queue à l’élimination de l’aiguille après prélèvement sanguin.</li>
	<li>Recueillir le sang deux fois à intervalles de 2 semaines8.</li>
</ol>3. analyse statistique
<ol><li>Utiliser un logiciel statistique commercialement disponible pour analyse. Présenter des données comme valeur moyenne ± écart-type, en utilisant p < 0,05 comme le seuil de signification statistique.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Grouzmann, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sampling+methodology+is+crucial+for+precise+measurement+of+plasma+catecholamines+concentrations+in+mice.">Blood sampling methodology is crucial for precise measurement of plasma catecholamines concentrations in mice.</a> European Journal of Physiology. 447 (2), 254-258 (2003).</li><li>Heimann, M., Roth, D. R., Ledieu, D., Pfister, R., Classen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sublingual+and+submandibular+blood+collection+in+mice:+a+comparison+of+effects+on+body+weight,+food+consumption+and+tissue+damage.">Sublingual and submandibular blood collection in mice: a comparison of effects on body weight, food consumption and tissue damage.</a> Lab Animal. 44 (4), 352-358 (2010).</li><li>Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+collection+from+the+sublingual+vein+in+mice+and+hamsters:+a+suitable+alternative+to+retrobulbar+technique+that+provides+large+volumes+and+minimizes+tissue+damage.">Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage.</a> Lab Animal. 43 (3), 255-260 (2009).</li><li>Hoff, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+of+blood+collection+in+the+mouse.">Methods of blood collection in the mouse.</a> Lab Animal. 29 (10), 47-53 (2000).</li><li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+Blood+Collection+from+Tail+Vein+of+Non-Anesthetized+Rats+with+a+Vacuum+Blood+Collection+System.">Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).</li><li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+bioscience+research+reporting:+ARRIVE-ing+at+a+solution.">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).</li><li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals.">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li><li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood,+including+routes+and+volumes.">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).</li><li>Wollowitz, A., Bijur, P. E., Esses, D., John Gallagher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+butterfly+needles+to+draw+blood+is+independently+associated+with+marked+reduction+in+hemolysis+compared+to+intravenous+catheter.">Use of butterfly needles to draw blood is independently associated with marked reduction in hemolysis compared to intravenous catheter.</a> Academic Emergency Medicine. 20 (11), 1151-1155 (2013).</li><li>Eder, J. M., Cutter, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+device+for+collecting+cord+blood.">A new device for collecting cord blood.</a> Obstetrics and Gynecology. 86 (5), 850-852 (1995).</li></ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

La présente étude décrit une méthode de collecte de sang facile à apprendre chez la souris qui est supérieure aux techniques conventionnelles. Tout d’abord, la méthode peut être facilement maîtrisée avec un taux de réussite élevé. En second lieu, il repose sur le principe de pression négative sous vide et permet pour dessin continu de sang avec une réduction du risque d’exposition à du sang direct, qui réduit les risques de contamination et l’hémolyse9. Troisièmement, cette méthode est réalisable pour l’échantillonnage fréquent du sang avec des volumes suffisants de la souris sur une courte période de temps à des fins de recherches diverses. En outre, la procédure inflige seulement blessure minime à la souris, et prélèvement sanguin peut être effectué sans l’utilisation d’anesthésiques ; ainsi, l’influence de la réponse au stress et anesthésiques sur des échantillons de sang peut être évité.
La veine caudale est un emplacement supérieur pour les prélèvements sanguins selon le protocole approuvé7. Cependant, il n’est pas toujours facile d’obtenir le volume de sang suffisant des veines de queue mince avec des débits sanguins faibles. Dans ce cas, la peau est habituellement découpée et veine est pénétré par une lancette ou au bout de la queue est éliminé rapidement par un rasoir.
Ce protocole vise à améliorer la méthodologie de collecte de sang de souris en utilisant le système de prélèvement sanguin sous vide, qui nécessite un tube de prélèvement sanguin sous vide échantillon, aiguille à ailettes et loupe pour lunettes. Ce système de prélèvement sanguin sous vide est généralement utilisé pour la collecte des échantillons de sang chez des patients de tous les jours de pratique clinique10. Avec l’aide d’une loupe pour lunettes, le point parfait de ponction d’une veine de la queue est plus facile à localiser. Lorsque la pointe d’une aiguille est insérée dans la veine caudale, sang coulera automatiquement dans le tube à vide en raison de la pression négative. Après le retrait de l’aiguille de la veine caudale, le sang qui est bloqué dans le cathéter s’écoule dans le tube d’aspiration collecte en raison de la dépression.
Les conseils suivants sont importants pour une application réussie de la méthode. Tout d’abord, le poids du corps de chaque souris doit être de 40 g ou supérieur pour diminuer la difficulté de percer et d’obtenir suffisamment de sang. Deuxièmement, dans le cas de la collecte de sang ayant échoué, expérimentateurs devraient essayer de retirer l’aiguille lentement jusqu'à ce que le sang continue à couler dehors. En troisième lieu, il est essentiel d’étendre la queue pour éviter tout mouvement lors de prélèvements sanguins. Maintenant l’aiguille doucement peut aider à garder la pointe de l’aiguille dans la veine sous les coups de queue de souris. Quatrièmement, si le sang cesse de couler dehors pendant la collecte de sang, l’angle de l’aiguille doit être ajustée de façon opportune. Afin d’éviter la coagulation du sang dans l’aiguille, une autre position de ponction doit être sélectionnée si le sang cesse de couler dehors après 15 s. Enfin, la coopération de deux opérateurs est recommandée lorsque vous utilisez cette technique pour recueillir le sang des souris.
En bref, la méthode de collecte de sang de vide adopté pour une utilisation chez les souris est sécuritaire, faisable et facile à pratiquer. Cette méthode permet de fréquents d’échantillonnage du sang avec des volumes de sang adéquat des souris non-anesthésiés.

Prélèvement de sang de l’animal impliqué dans des expériences est une technique de recherche fondamentale. Il existe quelques techniques disponibles pour la collecte de sang de souris, y compris les cisailles de queue et de perforer du coeur, plexus rétro-orbitaire, veine jugulaire, veine caudale et veine cave. Idéalement, le sang doit être recueilli de façon mini-invasive, avec un impact minimal sur la santé de l’animal. Cependant, les techniques les plus couramment utilisés souvent infligent stress des animaux et peuvent affecter les résultats de la recherche1. Collecte de sang du plexus rétro-orbitaire permet d’obtenir assez de volume sanguin de souris2. Toutefois, il peut entraîner des lésions tissulaires graves et ne permet pas pour l’obtention de sang à plusieurs reprises dans des intervalles de temps court3.
La veine caudale est un emplacement supérieur pour la collecte de sang, qui inflige des blessures minimes sur la souris. Toutefois, les veines de queue de souris sont minces, et il est parfois difficile d’obtenir suffisamment de sang grâce à la technique de ponction classiques. Dans certains cas, les ponctions répétées sont nécessaires pour obtenir le volume sanguin désirée. L’anesthésie est aussi couramment recommandé pour faciliter la prise de sang dans les veines de queue de souris.  En outre, un scalpel, rasoir bord droit ou ciseaux pointus peut être nécessaire d’enlever les extrémités de la queue pour obtenir les échantillons de sang nécessaire4. Nous avons déjà rapporté collection réussie de sang dans les veines de queue de rats non anesthésiés par le système de collecte d’échantillon sanguin sous vide, qui réduit le risque de contamination du sang et évite la nécessité pour les ponctions répétées5. Cette étude décrit une méthode de collecte de sang similaire chez les souris non anesthésiés.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:585px;" width="583">
	<tbody>
		<tr height="78">
			<td height="78" style="height:78px;width:166px;">Double-pointed needle</td>
			<td style="width:135px;">Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td>
			<td style="width:129px;">20163151718</td>
			<td style="width:154px;">22G (0.7 mm x 25 mm)</td>
		</tr>
		<tr height="78">
			<td height="78" style="height:78px;width:166px;">Eyeglass magnifier</td>
			<td style="width:135px;">Vergroberung</td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:154px;">1.5x</td>
		</tr>
		<tr height="78">
			<td height="78" style="height:78px;width:166px;">Normal salt diet for mice</td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:154px;">Mice received a normal salt diet (0.3% NaCl) throughout the study.</td>
		</tr>
		<tr height="78">
			<td height="78" style="height:78px;width:166px;">Plastic holder</td>
			<td style="width:135px;">Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:154px;">35-45 g rat hoder</td>
		</tr>
		<tr height="78">
			<td height="78" style="height:78px;width:166px;">SPSS software for statistical analysis</td>
			<td style="width:135px;">SPSS Inc, Chicago; USA</td>
			<td style="width:129px;">Version 17.0.</td>
			<td style="width:154px;"></td>
		</tr>
		<tr height="90">
			<td height="90" style="height:91px;width:166px;">Syringe</td>
			<td style="width:135px;">Shandong wego Medical polymer products co. LTD., China</td>
			<td style="width:129px;">20160911A</td>
			<td style="width:154px;">1 mL (Matching needle size: 0.45&#215;16RW LB)</td>
		</tr>
		<tr height="106">
			<td height="106" style="height:106px;width:166px;">Vacuum blood collection system</td>
			<td style="width:135px;">Wuhan Zhi Yuan, medical science and technology co., LTD, China</td>
			<td style="width:129px;">20171222</td>
			<td style="width:154px;">1 mL (&#934;12.4&#215;L75)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modified blood collection from tail veins of non-anesthetized mice with a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier

Prélèvement d’échantillons de sang est la base de recherches expérimentales sur les animaux. Il est important d’obtenir des échantillons de sang adéquat à des fins de recherches diverses. Les veines de queue de souris sont petites, et il est parfois difficile d’obtenir le volume sanguin requis par les méthodes conventionnelles de ponction. La présente étude examine la supériorité du prélèvement d’échantillons de sang répétées des veines de queue de souris grâce à l’utilisation d’un vide de sang collection système et les lunettes loupe (groupe expérimental) par rapport aux méthodes conventionnelles de prélèvements (groupe conventionnel) , interprété par les débutants et les experts, respectivement. Avec l’aide d’une loupe pour lunettes, une pointe d’aiguille papillon est insérée dans la veine caudale de chaque souris dans le groupe expérimental. Quand la veine est pénétrée avec succès, un échantillon de sang est prélevé dans le tube de prélèvement sous vide en insérant l’extrémité en caoutchouc d’une aiguille à ailettes dans le tube de prélèvement sanguin sous vide. Le piston est ensuite utilisé pour recueillir le sang sans l’aide de la loupe pour lunettes dans le groupe conventionnel. Taux de réussite de prélèvement d’échantillons de sang par les débutants et les experts se sont avérés être de 70 % et 100 % (p < 0,01) dans le groupe expérimental et 35 % par rapport à 85 % (p < 0,01) dans le groupe conventionnel. Pour les débutants et experts, ponction fois nécessaires pour obtenir l’échantillon sanguin requis étaient significativement plus faibles dans le groupe expérimental par rapport au groupe conventionnel (2,40 ± 0,75 vs 2.90 ± 0,31, p < 0,05 ; 1,15 ± 0,37 contre 1,55 ± 0,76, p < 0,05). En conclusion, la technique de prélèvement du sang présentés est faisable et facile à pratiquer et permet fréquemment d’échantillonnage des volumes de sang adéquat des souris non-anesthésiés.

Masse, volumes de collecte de sang et la durée d’échantillonnage des deux groupes Des échantillons de sang ont été prélevés de 20 souris (10 mâles) deux fois à intervalles de 2 semaines dans chaque groupe. La masse moyenne des souris était similaire entre les groupes expérimentaux et conventionnelles pour les débutants et les experts, respectivement (42,40 g ± 1,42 g contre 42,65 g ± 1,14 g, p > 0,05 ; 42,55 g ± 2,91 g vs 43,20 g ± 2,69 g, p > 0,05). Volumes de sang et de la durée d’échantillonnage était similaire entre les deux groupes dans les experts (184.25 µL ± 11.95 µL vs 171.75 µL ± 25,61 µL, p > 0,05 ; 1,85 min ± 0,68 min min 2,17 ± 0,80 min, p > 0,05). Toutefois, des volumes plus élevés de sang et de plus courtes durées d’échantillonnage ont été observées dans le groupe expérimental par rapport au groupe conventionnel dans les débutants (172.00 µL ± 15.17 µL vs 148,50 µL ± 30,22 µL, p < 0,01 ; min 3,11 ± 0,44 min min 4,08 ± 0,61 min, p < 0,01). Par rapport aux débutants, experts recueillis des volumes plus élevés de sang et a montré plus faible échantillonnage fois en utilisant des méthodes expérimentales et classiques (184.25 µL ± 11.95 µL vs 172.00 µL ± 15.17 µL, p < 0,01 ; 171.75 µL ± 25,61 µL vs 148,50 µL ± 30,22 µL, p < 0,05 ; 1,85 min ± 0,68 min min 3,11 ± 0,44 min, p < 0,01 ; 2.17 min ± 0,80 min min 4,08 ± 0,61 min, p < 0,05) (tableau 1).
Taux de réussite et de temps de perforation des deux groupes La comparaison des taux de réussite entre les débutants et les experts était de 70 % (14/20) par rapport à 100 % (20/20) (p < 0,01) dans le groupe expérimental et 35 % (7/20) par rapport à 85 % (17/20) (p < 0,01) dans le groupe conventionnel. Taux de réussite plus élevés ont également été constatées dans le groupe expérimental par rapport au groupe conventionnel dans les débutants [70 % (14/20) et 35 % (7/20), p < 0,05]. Chez les débutants et experts, le nombre de perforations était significativement plus faible dans le groupe expérimental par rapport au groupe conventionnel (2,40 ± 0,75 vs 2.90 ± 0,31, p < 0,05 ; 1,15 ± 0,37 contre 1,55 ± 0,76, p < 0,05). Par rapport aux débutants, fois de ponction inférieures pour les experts ont été observés en utilisant des méthodes expérimentales et classiques. (1,15 ± 0,37 vs 2,40 ± 0,75, p < 0,01 ; 1,55 ± 0,76 vs 2.90 ± 0,31, p < 0,01) (Tableau 1).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig1.jpg"> Figure 1 : équipement. Montré, sont les tubes de prélèvement sanguin sous vide 1 mL et une aiguille à ailettes 22 G (à gauche), une loupe pour lunettes (au milieu) et un support en plastique restrictif (à droite). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig1large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig2.jpg"> Figure 2 : collecte de sang avec succès dans le groupe expérimental. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig2large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig3.jpg"> Figure 3 : collecte de sang avec succès dans le groupe conventionnel. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig3large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td></td>
			<td colspan="2">Groupe expérimental</td>
			<td colspan="2">Groupe conventionnel</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>débutant</td>
			<td>expert</td>
			<td>débutant</td>
			<td>expert</td>
		</tr>
<tr>
<td>Masse (g)</td>
			<td>42.4±1.42</td>
			<td>42.55±2.91</td>
			<td>42.65±1.14</td>
			<td>43.20±2.69</td>
		</tr>
<tr>
<td>Volume de sang (µL)</td>
			<td>172.00±15.17</td>
			<td>184.25±11.95#
</td>
			<td>148.50±30.22*
</td>
			<td>171.75±25.61#
</td>
		</tr>
<tr>
<td>Durée d’un échantillonnage (min)</td>
			<td>3.11±0.44</td>
			<td>1.85±0.68#
</td>
			<td>4.08±0.61*
</td>
			<td>2.17±0.80#
</td>
		</tr>
<tr>
<td>Temps de collecte de sang</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
		</tr>
<tr>
<td>Nombre moyen de crevaisons</td>
			<td>2.40±0.75</td>
			<td>1.15±0.37#
</td>
			<td>2.90±0.31*
</td>
			<td>1.55±0.76## *
</td>
		</tr>
<tr>
<td>Une ponction de temps</td>
			<td>3</td>
			<td>17</td>
			<td>0</td>
			<td>12</td>
		</tr>
<tr>
<td>Perforer deux fois</td>
			<td>6</td>
			<td>3</td>
			<td>2</td>
			<td>5</td>
		</tr>
<tr>
<td>Percer trois fois</td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
		</tr>
<tr>
<td>A échoué</td>
			<td>6</td>
			<td>0</td>
			<td>13</td>
			<td>3</td>
		</tr>
<tr>
<td>Taux de réussite</td>
			<td>70 %</td>
			<td>100 %#
</td>
			<td>35 %*
</td>
			<td>85 %#
</td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 1 : comparaison des résultats entre les groupes expérimentaux et conventionnelles. * p < 0,05, ** p < 0,01, méthode expérimentale vs méthode conventionnelle. #p < 0,05, #p # < 0,01, débutant ou expert.

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Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

Cette étude rend compte de prélèvement de sang de la veine caudale chez la souris à l’aide d’un système de tube d’aspiration avec loupe pour lunettes. Notre méthode est facile à pratiquer et pourrait être utilisé pour le prélèvement de sang répétées chez les souris.

Collection de mis à jour le sang des veines de queue de souris Non anesthésiés avec un système de prélèvement sanguin sous vide et lunettes loupe

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. ...

Cette étude rapporte l’échantillonnage de sang de la veine de queue chez les souris utilisant un système de tube d’extraction sous vide avec la loupe de lunettes. Notre méthode est facile à pratiquer et pourrait être utilisée pour répéter l’échantillonnage sanguin chez la souris. Une souris est placée dans le support de retenue en plastique dans un premier temps.La queue est nettoyée et essuyée avec 70% d’éthanol. Ensuite, l’opérateur porte la loupe de lunettes pour améliorer la visualisation de la queue de souris. Une pointe d’aiguille papillon est ensuite insérée dans l’une des veines latérales dilatées de la queue, et le sang est recueilli dans le tube de collecte sous vide à travers l’extrémité en caoutchouc de l’aiguille du papillon.Enfin, l’aiguille est enlevée et le processus de collecte de sang est terminé. La veine de queue est un endroit préféré pour l’échantillonnage sanguin. Cette méthode d’échantillonnage sanguin est liée à des blessures minimales aux souris, mais la veine de queue des souris est très mince de sorte que c’est parfois difficile à percer, ici nous décrivons une méthode simple d’échantillonnage sanguin de veine de queue sur des souris d’essai de laboratoire utilisant un système de tube d’extraction sous vide.Cette méthode est simple et efficace et il peut être utilisé pour obtenir le sang requis à plusieurs reprises chez la souris. La procédure sera démontrée par deux membres de notre laboratoire, Xiaoyan Liu et Wusong Zou Pour commencer, nous placeons un support de retenue en plastique, tubes à vide avec bouchon en caoutchouc, et une aiguille à double pointe, et une loupe lunettes sur une surface stérile. Ensuite, placez une souris dans le support de retenue en plastique.Les pattes avant et arrière de la souris doivent être dans une position confortable. Pour obtenir un échantillon de sang, lavez la queue avec de l’eau chaude de 20 à 30 degrés Celsius, essuyez la queue avec des boules de coton saturées à 70 % d’éthanol pour élargir la veine. Sélectionnez la veine arrière droite ou gauche pour l’échantillonnage sanguin.Saisir doucement la partie inférieure de la queue et garder la queue droite pendant la collecte d’échantillons de sang. Portez la loupe des lunettes pour améliorer la visualisation afin de faciliter la perforation de la veine de la queue. Insérez la pointe de l’aiguille papillon de calibre 22 dans l’une des veines latérales de la queue à environ une demi-distal de la pointe de la queue à un angle d’environ 10 degrés, se déplaçant vers la base de la queue pour plusieurs échantillons.Recueillir le sang dans le tube de collecte sous vide en insérant l’extrémité en caoutchouc de l’aiguille papillon dans le tube de collecte de sang sous vide. La queue des souris peut être utilisée pour plusieurs collectes de sang, aussi souvent que nécessaire, selon le protocole approuvé. Il n’est pas toujours facile d’obtenir suffisamment de volume sanguin de la veine de queue mince et faible flux sanguin des souris avec la méthode traditionnelle.Notre méthode est simple et efficace et peut être utilisée pour obtenir un volume sanguin adéquat à plusieurs reprises chez la souris. Il est rapporté que jusqu’à 10% du volume sanguin total peut être retiré en toute sécurité d’un animal en bonne santé à intervalles de deux semaines, de sorte qu’environ 175 microlitres échantillon de sang de souris a été recueilli à chaque fois conformément aux principes d’éthique. Deuxièmement, il est essentiel d’étendre la queue pour éviter son mouvement dans le processus d’échantillonnage du sang.Afin d’éviter la coagulation sanguine dans l’aiguille, une autre position de perforation doit être sélectionnée si le sang cesse de s’écouler pendant plus de 15 secondes. La collecte réussie de sang a été définie comme obtenant 175 microlitres de sang chaque fois. Les temps maximaux de perforation ont été fixés à trois essais.Si le volume sanguin total était inférieur à celui 175 microlitres après la troisième ponction, il a été défini comme une collecte de sang échouée. Lorsque le volume adéquat de l’échantillon a été recueilli, retirez l’aiguille de la veine et appliquez brièvement une pression sur le site d’insertion pour arrêter le saignement. Pour recueillir le plasma, utilisez des tubes contenant de l’EDTA, un anticoagulant, inversez doucement le tube plusieurs fois pour mélanger l’anticoagulant avec le sang et placez les échantillons sur la glace verticalement.Faire tourner les tubes entiers de collecte d’échantillons de sang dans la centrifugeuse réfrigérée pendant 10 minutes. Extraire le plasma, en prenant soin de ne pas déranger les couches de globules rouges et blancs. Pour recueillir la sérine, utiliser des tubes sans anticoagulant.Les deux types d’échantillons peuvent être utilisés immédiatement ou stockés à moins de 80 degrés Celsius pendant une année. Cette étude visait à étudier la supériorité de la collecte répétée d’échantillons de sang dans la veine de queue des souris par le biais d’un système de collecte de sang sous vide et d’une loupe de lunettes. Groupe expérimental par rapport à la méthode conventionnelle d’échantillonnage sanguin.Le groupe conventionnel, par des débutants et des experts respectivement, a rassemblé le volume de sang et la durée d’échantillonnage étaient semblables entre deux groupes pour des experts, cependant, le volume sanguin accru et la durée plus courte d’échantillonnage ont été vus dans le groupe expérimental comparé au groupe conventionnel pour des débutants. Un taux de réussite plus élevé a également été observé dans le groupe expérimental par rapport au groupe conventionnel pour les débutants. Cette méthode d’échantillonnage sanguin est facile à maîtriser et a un taux de réussite élevé.Le nombre de perforations échouées pourrait être réduit à un par rapport à celui de l’utilisation de la méthode traditionnelle. En outre, cette procédure ne provoque que des blessures minimales pour les souris, c’est juste le ruban arrière des souris sans avoir besoin d’anesthésiques, que l’influence de la réponse au stress dans les anesthésiques sur l’échantillon de sang pourrait être évitée.

Research

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