Name: modified blood collection from tail veins of non-anesthetized mice with a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier
Uploaded: 2019-02-02T14:30:00
Duration: 7 min 42 s
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この作品が支持された [許可番号 2018CFB761] 中国湖北省の自然科学基金の助成により。

1. 畜産
<ol><li>12 週齢の昆明のマウスを使用します。 注意: マウスを使用して (n = 40、20 男性、37-46 g 意味 42.38 ± 2.39 g) 実験動物センターの同済医科大学から。</li>
	<li>食品や飲料水への無料アクセスと標準的な条件下でマウスを家します。保つ木のシェービング 530 cm2ケージで 2 つのマウスは寝具します。</li>
	<li>21-23 °C 間の室内温度を維持します。</li>
	<li>通常塩ダイエットでマウスをフィード (0.3 %nacl) 研究中。</li>
</ol>2. 血液検体の採取
<ol><li>次の機器を準備: 真空管 (1 mL)、蝶針、眼鏡拡大鏡、およびプラスチック製の拘束ホルダー。滅菌表面 (図 1) の上に置きます。</li>
	<li>プラスチック拘束ホルダーにマウスを置き、ぬるま湯 (20-30 °C) で尻尾を洗います。尾静脈を拡張する 70% エタノール飽和コットン ボールを拭いてください。採血の右または左の尾静脈を選択します。尾の下の部分を軽く把握し、まっすぐ採血サンプル中尾を保ちます。</li>
	<li>血を収集します。メソッドを比較すると、2 つのグループの血液を収集: 以下、開発したプロシージャを使用して「実験」のグループとも以下に示す従来のメソッドを使用して「従来型」のグループ。<ol>
<li>実験的コレクション:<ol>
<li>尾静脈の穿刺の表示を改善するために眼鏡拡大鏡を着用します。22 G 蝶針の先端に差し込みます、天使約 10°、複数のサンプルのため、尾の根元に向かって尻尾の位置先端から遠位の約半分の距離で外側尾静脈の一つ。</li>
			<li>蝶針のゴムの端を (図 2) の血を収集するために、真空採血管に挿入します。 注:、血を採血中にこぼれる停止する場合針角度必要がありますすぐに調整。血液停止 15 後を流れる場合に別の穿刺位置を選択針で血液凝固を避けるためには、s。</li>
		</ol>
</li>
		<li>従来のメソッド:<ol>
<li>尾の先端から遠位の距離の外側静脈約 3 分の 1 のいずれかに注射器に接続針を挿入します。</li>
			<li>血液は、ハブに表示されたら、血 (図 3)7を収集するためにゆっくりとピストンを引き戻します。 注: さらに血のコレクションでのさまざまな経験の効果の解明、初心者や専門家に選ばれた実験と従来の方法を同時に使用して血液を採取します。</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>血のコレクションの後針を除去し、出血を止めるため穿刺ポイントを押します。プラスチック製の拘束ホルダーからマウス ボタンを離し、マウスをそのケージに戻ります。 注: それ報告されていますを総血の 10% にボリュームことができる安全に 2 週間間隔8時健康な動物から削除、ので約 175 μ L の血液が収集された倫理的な原則に準拠するたびに。</li>
	<li>プラズマを収集し、血清を収集するために抗凝固剤なしのチューブを使用する edta 管を使用します。慎重にチューブを数回反転、垂直方向に氷の上にそれらを置きます。</li>
	<li>血漿、血清を分離する 10 分間 1,000 x g で冷却遠心分離機の血液サンプル コレクション チューブを遠心します。 注: 正常な血のコレクションは 175 μ L のボリュームの各時刻を取得として定義されます。3 つ以上の刺し傷の試行、失敗した採血は 3 穿刺後未満 175 μ L の総血液量として定義されます。サンプリング時間は、尾静脈穿刺から採血後、針の除去までの時間として定義されます。</li>
	<li>82 週間の間隔で 2 回採血します。</li>
</ol>3. 統計解析
<ol><li>分析のためには、市販の統計ソフトを使用します。統計的有意性のカットオフとしてp < 0.05 を使用して、平均値 ± 標準偏差としてデータを提示します。</li>
</ol>

<ol>
	<li>Grouzmann, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sampling+methodology+is+crucial+for+precise+measurement+of+plasma+catecholamines+concentrations+in+mice.">Blood sampling methodology is crucial for precise measurement of plasma catecholamines concentrations in mice.</a> European Journal of Physiology. 447 (2), 254-258 (2003).</li><li>Heimann, M., Roth, D. R., Ledieu, D., Pfister, R., Classen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sublingual+and+submandibular+blood+collection+in+mice:+a+comparison+of+effects+on+body+weight,+food+consumption+and+tissue+damage.">Sublingual and submandibular blood collection in mice: a comparison of effects on body weight, food consumption and tissue damage.</a> Lab Animal. 44 (4), 352-358 (2010).</li><li>Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+collection+from+the+sublingual+vein+in+mice+and+hamsters:+a+suitable+alternative+to+retrobulbar+technique+that+provides+large+volumes+and+minimizes+tissue+damage.">Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage.</a> Lab Animal. 43 (3), 255-260 (2009).</li><li>Hoff, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+of+blood+collection+in+the+mouse.">Methods of blood collection in the mouse.</a> Lab Animal. 29 (10), 47-53 (2000).</li><li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+Blood+Collection+from+Tail+Vein+of+Non-Anesthetized+Rats+with+a+Vacuum+Blood+Collection+System.">Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).</li><li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+bioscience+research+reporting:+ARRIVE-ing+at+a+solution.">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).</li><li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals.">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li><li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood,+including+routes+and+volumes.">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).</li><li>Wollowitz, A., Bijur, P. E., Esses, D., John Gallagher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+butterfly+needles+to+draw+blood+is+independently+associated+with+marked+reduction+in+hemolysis+compared+to+intravenous+catheter.">Use of butterfly needles to draw blood is independently associated with marked reduction in hemolysis compared to intravenous catheter.</a> Academic Emergency Medicine. 20 (11), 1151-1155 (2013).</li><li>Eder, J. M., Cutter, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+device+for+collecting+cord+blood.">A new device for collecting cord blood.</a> Obstetrics and Gynecology. 86 (5), 850-852 (1995).</li></ol>

著者が明らかに何もありません。

本研究では、従来の手法よりも優れているマウスで簡単に学ぶ血液コレクション法について説明します。まず、高い成功率を持つメソッドを容易に習得することができます。第二に、それは真空負圧の原理に基づくし、, 汚染と溶血9のチャンスを減らす効果もある直接血液曝露リスクの削減と血液の連続的に描画を可能します。第三に、このメソッドは、マウスからの適切なボリュームとは、血液の様々 な研究目的のための時間の短い期間での頻繁なサンプリング可能です。さらに、プロシージャはマウスにのみ最小限危害を加え、麻酔薬; を使用せず採血を実行できます。したがって、血液サンプルのストレス応答と麻酔薬の影響を回避できます。
尾静脈承認された議定書7によると採血の真向かいにあります。しかし、それは常に低血流と薄い尾静脈から十分な血液量を得ることは容易です。この場合、皮膚は通常オープン カット、ランセットに静脈を浸透させた、またはカミソリで尾の先端がすぐに削除されます。
このプロトコルは、真空採血管サンプル、蝶針と眼鏡拡大鏡が必要です真空の血のコレクション システムを使用してマウスから採血手法の改善を目指しています。このサンプリング ・真空採血システム通常毎日の臨床実習10で患者から血液サンプルを収集するために用いられます。眼鏡拡大鏡の助けを借りて、尾静脈の完璧な穿刺点は分かりやすいです。尾静脈に針の先端を挿入すると、血負圧により真空管流れ込む自動的に。尾静脈から針を撤回した後真空による収集の真空管にカテーテルでブロックされている血液が流れます。
次のヒントは、メソッドの成功のアプリケーションにとって重要です。まず、それぞれのマウスの体重は 40 g をする必要があります以上穴をあけると、十分な血液を得ることの難しさを減らす。第二に、失敗した採血の場合実験者は血を流れ続けるまでゆっくりと針を撤回してみてください。第三に、採血中に任意の動きを避けるために尾を拡張することが重要です。そっと針を保持は、マウスの尾の動きとして静脈に針の先端を維持する助けることができます。第四に、採血中を流れる血液が停止した場合、針の角度はタイムリーに調整必要があります。血液停止 15 後を流れる場合に別の穿刺位置を選択針で血液凝固を防ぐためには、するために s。最後に、マウスから血を収集するためにこの手法を使用している間は、2 つの演算子の協力の使用をお勧めします。
一言で言えば、マウスで使用するため採用された真空採血コレクション メソッドは、実行可能な安全で簡単に実践です。このメソッドは、非麻酔下マウスから十分な血液量と血の頻繁にサンプリングできます。

動物実験に関わるから採血は、基本的な研究手法です。いくつかの利用可能な技術があるマウスから採血、尻尾切り取り領域を含む、心臓、レトロな軌道神経叢、頚静脈、尾静脈、上大静脈の穴をあけます。理想的には、血は動物の健康に影響を最小限に、低侵襲の方法で収集する必要があります。しかし、最も一般的に使用される手法はしばしば動物にストレスを与えるし、研究成果1に影響を与えることができます。レトロな軌道神経叢からの採血は、マウス2から十分な血液量を取得する使用できます。しかし、それは厳しい組織の損傷につながる、3短い時間間隔で繰り返し血を求めることはできません。
尾静脈は、マウスに最小限の危害を加え血液のコレクションの優れた場所です。ただし、マウスの尾静脈が細いとそれは従来穿刺法に十分な血液を得ることが困難あります。場合によっては、繰り返し穿刺は必要な血液量を得る必要があります。マウスの尾静脈から採血しやすく勧め麻酔もよくします。 また、メス、ストレート エッジかみそりやはさみは、必要な血液サンプル4を取得する尾の端を削除する必要ことがあります。我々 は以前血液汚染のリスクを低減し、繰り返し穿刺5の必要性を避ける真空採血サンプル コレクション システムによって非麻酔ラットの尾静脈から採血成功を報告しています。本研究は、非麻酔下のマウスのような血の収集方法を報告します。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:585px;" width="583">
	<tbody>
		<tr height="78">
			<td height="78" style="height:78px;width:166px;">Double-pointed needle</td>
			<td style="width:135px;">Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td>
			<td style="width:129px;">20163151718</td>
			<td style="width:154px;">22G (0.7 mm x 25 mm)</td>
		</tr>
		<tr height="78">
			<td height="78" style="height:78px;width:166px;">Eyeglass magnifier</td>
			<td style="width:135px;">Vergroberung</td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:154px;">1.5x</td>
		</tr>
		<tr height="78">
			<td height="78" style="height:78px;width:166px;">Normal salt diet for mice</td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:154px;">Mice received a normal salt diet (0.3% NaCl) throughout the study.</td>
		</tr>
		<tr height="78">
			<td height="78" style="height:78px;width:166px;">Plastic holder</td>
			<td style="width:135px;">Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:154px;">35-45 g rat hoder</td>
		</tr>
		<tr height="78">
			<td height="78" style="height:78px;width:166px;">SPSS software for statistical analysis</td>
			<td style="width:135px;">SPSS Inc, Chicago; USA</td>
			<td style="width:129px;">Version 17.0.</td>
			<td style="width:154px;"></td>
		</tr>
		<tr height="90">
			<td height="90" style="height:91px;width:166px;">Syringe</td>
			<td style="width:135px;">Shandong wego Medical polymer products co. LTD., China</td>
			<td style="width:129px;">20160911A</td>
			<td style="width:154px;">1 mL (Matching needle size: 0.45&#215;16RW LB)</td>
		</tr>
		<tr height="106">
			<td height="106" style="height:106px;width:166px;">Vacuum blood collection system</td>
			<td style="width:135px;">Wuhan Zhi Yuan, medical science and technology co., LTD, China</td>
			<td style="width:129px;">20171222</td>
			<td style="width:154px;">1 mL (&#934;12.4&#215;L75)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modified blood collection from tail veins of non-anesthetized mice with a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier

血液検体の採取実験動物研究の基礎であります。それは様々 な研究目的のための十分な血液サンプルを取得する重要です。マウスの尾静脈が小さい、時々 従来穿刺法の方法で必要な血液量を得ることが困難。この調査を行った真空採血コレクション システムと眼鏡の拡大鏡 (実験群) 従来の採血方法 (従来のグループ) と比較しての使用を介してマウスの尾静脈から繰り返し血液サンプル コレクションの優位性、初心者から専門家、それぞれ実行します。眼鏡拡大鏡の助けを借りて、蝶の針先は実験群の各マウスの尾静脈に挿入されます。静脈が正常に侵入される血液サンプルが収集真空コレクションの管に蝶針のゴムの端の挿入による真空の血のコレクションの管に。プランジャーは、従来のグループで眼鏡拡大鏡の助けなし血を収集するために使用されます。初心者や専門家によって血液サンプル コレクションの成功率は実験群と従来のグループで 85% (p < 0.01) 対 35% 70% 対 100% (p < 0.01) をあることを示した。初心者および専門家の両方の必要な血液サンプルの取得に必要な穿刺時間だった (2.40 対 2.90 ± 0.31 ± 0.75、p < 0.05; 1.55 ± 0.76、p < 0.05 対 1.15 ± 0.37) 従来のグループと比較して実験群で有意に低かった。結論としては、提示血液サンプリングが可能で簡単に実践でき非麻酔下マウスから十分な血液量の頻繁にサンプリング。

体重、血液コレクション ボリューム、および 2 つのグループのサンプリング期間 各グループに 2 週間間隔で 2 回 (男性 10 例) 20 マウスから採血。マウスの平均体重それぞれ初心者のための実験および従来のグループや専門家間類似していた (42.40 g ± 42.65 g ± 1.14 g 対 1.42 g、p > 0.05; 42.55 g ± 2.91 g 43.20 g ± 2.69 g p > 0.05 対)。集められた血のボリュームとサンプリング期間 (171.75 μ ± 25.61 μ L、p > 0.05 対 184.25 μ ± 11.95 μ L; 1.85 分 ± 0.68 分 2.17 分 ± 0.80 分、p > 0.05 対) の専門家の 2 つのグループ間に類似していた。ただし、収集した血液量の増加、サンプリング期間を短縮 (148.50 μ ± 30.22 μ L、p < 0.01 対 172.00 μ ± 15.17 μ L; 3.11 分 ± 4.08 分 ± 0.61 分、p < 0.01 対 0.44 分) 初心者のための従来のグループと比較して実験的グループで見られました。 初心者と比較して、専門家の血液量の増加を収集し、実験および従来の方法 (172.00 μ ± 15.17 μ L、p < 0.01 対 184.25 μ ± 11.95 μ L; 148.50 μ ± 30.22 μ L、p < 0.05 対 171.75 μ ± 25.61 μ L; 1.85 分 ± 0.68 倍低いサンプリングを示した 3.11 分 ± 0.44 分、p < 0.01; 対分2.17 分 ± 4.08 分 ± 0.61 分、p < 0.05 対 0.80 分) (表 1)。
成功率と 2 つのグループの穿刺時 初心者と専門家間の成功率の比較対 100% (20/20) (p < 0.01) 実験群と 35% 70% (14/20) であった (7/20) 対従来のグループで 85% (17/20) (p < 0.01)。成功率はまた初心者のための従来のグループと比較して実験的グループで見られた [70% (14/20) 対 35% (7/20)、p < 0.05]。初心者と専門家の両方で穿刺の数だった (2.40 対 2.90 ± 0.31 ± 0.75、p < 0.05; 1.55 ± 0.76、p < 0.05 対 1.15 ± 0.37) 従来のグループと比較して実験群で有意に低かった。初心者と比較して、専門家のための下方の穿刺時間は実験と従来の方法を使用して観察されました。(1.15 対 2.40 ± 0.75 ± 0.37、p < 0.01; 1.55 ± 0.76 2.90 ± 0.31、p < 0.01 対)(表 1)。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig1.jpg"> 図 1: 機器。例は、1 mL 真空採血管と 22 G 蝶針 (左)、眼鏡拡大鏡 (中央) と塑性拘束ホルダー (右)。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig2.jpg"> 図 2: 実験群で成功した採血。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig3.jpg"> 図 3: 従来のグループに成功した採血。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td></td>
			<td colspan="2">実験群</td>
			<td colspan="2">従来のグループ</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>初心者のため</td>
			<td>専門家</td>
			<td>初心者のため</td>
			<td>専門家</td>
		</tr>
<tr>
<td>体の質量 (g)</td>
			<td>42.4±1.42</td>
			<td>42.55±2.91</td>
			<td>42.65±1.14</td>
			<td>43.20±2.69</td>
		</tr>
<tr>
<td>収集した血液量 (μ L)</td>
			<td>172.00±15.17</td>
			<td>184.25±11.95#
</td>
			<td>148.50±30.22*
</td>
			<td>171.75±25.61#
</td>
		</tr>
<tr>
<td>サンプリング時間 (分)</td>
			<td>3.11±0.44</td>
			<td>1.85±0.68#
</td>
			<td>4.08±0.61*
</td>
			<td>2.17±0.80#
</td>
		</tr>
<tr>
<td>血のコレクションの時間</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
		</tr>
<tr>
<td>パンクの平均数</td>
			<td>2.40±0.75</td>
			<td>1.15±0.37#
</td>
			<td>2.90±0.31*
</td>
			<td>1.55±0.76## *
</td>
		</tr>
<tr>
<td>時間あける</td>
			<td>3</td>
			<td>17</td>
			<td>0</td>
			<td>12</td>
		</tr>
<tr>
<td>2 回を穿刺します。</td>
			<td>6</td>
			<td>3</td>
			<td>2</td>
			<td>5</td>
		</tr>
<tr>
<td>3 回を穿刺します。</td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
		</tr>
<tr>
<td>失敗しました</td>
			<td>6</td>
			<td>0</td>
			<td>13</td>
			<td>3</td>
		</tr>
<tr>
<td>成功率</td>
			<td>70%</td>
			<td>100%#
</td>
			<td>35%*
</td>
			<td>85%#
</td>
		</tr>
</tbody></table>表 1: 実験と従来のグループ間の結果を比較します。* p < 0.05 * * p < 0.01、従来法と実験手法。#p < 0.05、0.01 < ##p、専門家対初心者。

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Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

本研究は、眼鏡拡大鏡を吸引チューブ システムを用いたマウスの尾静脈からの採血を報告します。私たちのメソッドは簡単に実践、マウスで繰り返し採血をされる可能性があります。

真空の血のコレクションのシステムと眼鏡拡大鏡非麻酔下マウスの尾静脈から変更された血のコレクション

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. ...

本研究では、眼鏡拡大鏡を用いた真空抽出管システムを用いて、マウスの尾静脈からの血液採取を報告する。我々の方法は、練習が容易であり、マウスでの血液サンプリングを繰り返すために使用することができます。マウスは最初はプラスチックの拘束ホルダーに置かれる。尾部は70%エタノールで洗浄され、拭きます。その後、オペレータは、マウス尾の視視を向上させるために眼鏡の拡大鏡を着用します。その後、蝶の針の先端が拡張横尾静脈の1つに挿入され、血液は蝶の針のゴム端を通って真空採取管に集められる。最後に針が取り除かれ、採血プロセスが終了します。尾静脈は血液採取の好ましい場所である。この血液採取法は、マウスへの傷害を最小限に抑えるが、マウスの尾静脈は非常に薄いので穿刺が困難な場合もあるが、ここでは真空抽出管システムを用いた実験用マウスにおける単純な尾静脈血液サンプリング法について説明する。この方法は、簡単かつ効率的であり、マウスで繰り返し必要な血液を得るために使用することができます。この手順は、私たちの研究室の2人のメンバー、Xiaoyan LiuとWusong Zou開始し、プラスチック拘束ホルダー、ゴムストッパー付きの真空管、二重尖った針、および無菌表面に眼鏡拡大鏡を配置します。次に、プラスチックの拘束ホルダーにマウスを入れします。マウスの前足と後足は快適な位置にあるはずです。血液サンプルを得るためには、20〜30°Cの温水で尾を洗い、70%エタノール飽和綿球で尾を拭いて静脈を膨張させます。血液サンプリング用の右または左尾静脈を選択します。尾の下部を軽く握り、血液サンプル採取中に尾をまっすぐに保ちます。眼鏡の拡大鏡を着用して、尾静脈の穿刺を容易にするために視聴を改善します。22ゲージの蝶針の先端を、尾の先端から約10度の角度で半分遠位の両側尾静脈の1つに挿入し、複数のサンプルの場合は尾のベースに向かって移動します。バタフライ針のゴムの端を真空採血管に挿入して、真空採取管に血液を採取します。マウスの尾は、承認されたプロトコルに従って、必要に応じて必要な頻度で、いくつかの採血に使用することができます。従来の方法でマウスの細いおよび低血流の尾静脈から十分な血液量を得ることは必ずしも容易ではありません。我々の方法は、簡単かつ効率的であり、マウスで繰り返し十分な血液量を得るために使用することができます。総血液量の最大10%は、2週間間隔で健康な動物から安全に除去できることが報告されていますので、倫理元素に従って毎回約175マイクロリットルの血液サンプルを採取しました。2つは、血液サンプリングの過程でその動きを避けるために尾を拡張することが重要です。針の血液凝固を避けるために、血液が15秒以上流れ出なくなったら、別の穿刺位置を選択する必要があります。採血の成功は、毎回175マイクロリットルの血液を得るとして定義された。最大穿刺時間は3回の試行に設定された。3回目の穿刺後に175マイクロリットルの総血液量が低い場合は、採血不全と定義した。十分なサンプル量が採取されたら、静脈から針を引き出し、短時間、挿入部位に圧力をかけて出血を止める。血漿を収集するには、抗凝固剤であるEDTAを含むチューブを使用して、チューブを数回軽く反転させ、抗凝固剤と血液を混合し、サンプルを氷の上に垂直に置きます。冷蔵遠心分離機中の全血サンプル採取管を10分間回転させる。血漿を抽出し、赤と白の血球層を乱さないで注意してください。セリンを収集するには、抗凝固剤なしでチューブを使用してください。どちらのタイプのサンプルも、すぐに使用するか、摂氏80度以下で最大1年間保存できます。本研究は、マウスの尾静脈から、真空採血システムと眼鏡拡大鏡を介して繰り返し採血する優位性を調べる。従来の血液サンプリング法と比較して実験群を用いた。従来のグループは、初心者および専門家によってそれぞれ、採取された血液量およびサンプリング期間は専門家のために2つのグループ間で類似していたが、しかし、採取された血液量の増加およびサンプリング期間の短縮は、従来の群と比較して実験群で見られた。実験群では、従来の初心者グループに比べて成功率が高いことが分かった。この血液のサンプリング方法は、マスターするのは簡単で、高い成功率を有する。失敗した穿刺の数は、従来の方法を使用するのと比較して減らすことができます。さらに、この手順はマウスへの傷害を最小限に抑えるだけで、麻酔薬を必要とせずにマウスのテールテープだけで、血液サンプルに対する麻酔薬におけるストレス応答の影響を回避することができる。

Research

JoVE Journal

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