Name: remote laboratory management: respiratory virus diagnostics
Uploaded: 2019-04-06T14:30:00
Duration: 14 min 56 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Remote Laboratory Management: Respiratory Virus Diagnostics at JoVE.com

Le contenu de cet article ne reflète pas nécessairement les vues ou les politiques de la nous Department of Health and Human Services ou des institutions affiliées avec les auteurs. Cette recherche a été financée par Paul G. Allen Family Foundation « Enhanced sans Impact, Pod Smart d’urgence ». Nous apprécions tous les débats fructueux et collaboration avec les collègues du Baylor College of Medicine, GSS santé, Johnson Space Center de la NASA. Nous sommes sincèrement reconnaissants à Thermo Fisher scientifiques et ses représentants pour un prêt de la machine, centrifugeuse et pipettes automatiques RT-PCR pour effectuer un test de diagnostic de virus respiratoire dans les installations de laboratoire. Les auteurs sont reconnaissants à Marta Storl-Desmond et Sidney Stephen Sorrell pour leur aide dans la rédaction de manuscrits et la vidéographie.

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	<li>World Health Organization (WHO) Ebola Response Team. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ebola+virus+disease+in+West+Africa+-+the+first+9+months+of+the+epidemic+and+forward+projections.">Ebola virus disease in West Africa - the first 9 months of the epidemic and forward projections.</a> New England Journal of Medicine. 371 (2), 1481-1495 (2014).</li><li>World Health Organization (WHO). <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Media Center: Ebola Virus Disease Fact Sheet No. 103. , (2014).</li><li>Fauci, A. S., Morens, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zika+Virus+in+the+Americas+-+yet+another+arbovirus+threat.">Zika Virus in the Americas - yet another arbovirus threat.</a> New England Journal of Medicine. 374 (7), 601-604 (2016).</li><li>Campos, G. S., Bandeira, A. C., Sardi, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zika+virus+outbreak,+Bahia,+Brazil.">Zika virus outbreak, Bahia, Brazil.</a> Emerging Infectious Diseases. 21 (10), 1885-1886 (2015).</li><li>Aly, M., Elrobh, M., Alzayer, M., Aljuhani, S., Balkhy, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Occurrence+of+the+Middle+East+Respiratory+Syndrome+Coronavirus+(MERS-CoV)+across+the+Gulf+Corporation+Council+countries:+Four+years+update.">Occurrence of the Middle East Respiratory Syndrome Coronavirus (MERS-CoV) across the Gulf Corporation Council countries: Four years update.</a> PLoS ONE. 12 (10), e0183850 (2017).</li><li>World Health Organization (WHO). <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Middle+East+respiratory+syndrome+coronavirus+(MERS-CoV)+-+Oman.">Middle East respiratory syndrome coronavirus (MERS-CoV) - Oman.</a> Media Center: Disease outbreak news. Mar 18. , (2018).</li><li>Ducharme, J., Johnson, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=This+flu+map+shows+how+the+biggest+influenza+outbreak+in+years+spread+across+the+U.S.">This flu map shows how the biggest influenza outbreak in years spread across the U.S.</a> Time, Time Health: Public Health. , (2018).</li><li>Gaglani, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influenza+vaccine+effectiveness+against+2009+pandemic+influenza+A(H1N1)+virus+differed+by+vaccine+type+during+2013-2014+in+the+United+States.">Influenza vaccine effectiveness against 2009 pandemic influenza A(H1N1) virus differed by vaccine type during 2013-2014 in the United States.</a> Journal of Infectious Diseases. 213 (10), 1546-1556 (2016).</li><li>Gates, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+next+epidemic+-+lessons+from+Ebola.">The next epidemic - lessons from Ebola.</a> New England Journal of Medicine. 372 (15), 1381-1384 (2015).</li><li>Mills, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Health+care+systems+in+low-+and+middle-income+countries.">Health care systems in low- and middle-income countries.</a> New England Journal of Medicine. 370 (15), 552-557 (2014).</li><li>W&#246;lfel, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mobile+diagnostics+in+outbreak+response,+not+only+for+Ebola:+a+blueprint+for+a+modular+and+robust+field+laboratory.">Mobile diagnostics in outbreak response, not only for Ebola: a blueprint for a modular and robust field laboratory.</a> Euro Surveillance. 20 (44), 30055 (2015).</li><li>Connelly, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Through+innovation,+education+and+collaboration,+Baylor+Global+Initiatives+seeks+to+transform+health+and+patient+care+worldwide.">Through innovation, education and collaboration, Baylor Global Initiatives seeks to transform health and patient care worldwide.</a> TMC Pulse, Global Perspective. , (2015).</li><li>Hersh, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=USAID+funds+Ebola+'smart+pod'+project.">USAID funds Ebola 'smart pod' project.</a> Federal Times. , (2015).</li><li>Waite, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Emergency+Smart+Pods+-+Transforming+Containers+into+Modern+Medical+Clinics.">Emergency Smart Pods - Transforming Containers into Modern Medical Clinics.</a> DipNote, U.S. Department of State Official Blog. , (2018).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide to US Department of Health and Human Services Regulations. , (2015).</li><li>Center for Disease Control and Prevention (CDC). <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Website: Clean up after a Disaster. , (2017).</li><li>Flannery, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhanced+genetic+characterization+of+influenza+A(H3N2)+viruses+and+vaccine+effectiveness+by+genetic+group,+2014-2015.">Enhanced genetic characterization of influenza A(H3N2) viruses and vaccine effectiveness by genetic group, 2014-2015.</a> Journal of Infectious Diseases. 214 (7), 1010-1019 (2016).</li><li>Spencer, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+associated+with+real-time+RT-PCR+cycle+threshold+values+among+medically+attended+influenza+episodes.">Factors associated with real-time RT-PCR cycle threshold values among medically attended influenza episodes.</a> Journal of Medical Virology. 88 (4), 719-723 (2016).</li><li>Cherpillod, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ebola+virus+disease+diagnosis+by+real-time+RT-PCR:+A+comparative+study+of+11+different+procedures.">Ebola virus disease diagnosis by real-time RT-PCR: A comparative study of 11 different procedures.</a> Journal of Clinical Virology. 77, 9-14 (2016).</li><li>Dedkov, V. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+evaluation+of+a+real-time+RT-PCR+assay+for+the+detection+of+Ebola+virus+(Zaire)+during+an+Ebola+outbreak+in+Guinea+in+2014-2015.">Development and evaluation of a real-time RT-PCR assay for the detection of Ebola virus (Zaire) during an Ebola outbreak in Guinea in 2014-2015.</a> Journal of Virological Methods. 228, 26-30 (2016).</li><li>Cnops, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developement,+integration+of+a+quantitative+reverse-transcription+polymerase+chain+reaction+diagnostic+test+for+Ebola+virus+on+a+molecular+diagnostics+platform.">Developement, integration of a quantitative reverse-transcription polymerase chain reaction diagnostic test for Ebola virus on a molecular diagnostics platform.</a> Journal of Infectious Diseases. 214 (3), S192 (2016).</li><li>Keitel, W. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+research+response+to+the+2009+A(H1N1)pdm09+influenza+pandemic+(Revised).">Rapid research response to the 2009 A(H1N1)pdm09 influenza pandemic (Revised).</a> BMC Research Notes. 6, 177 (2013).</li><li>Parsons, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+diagnosis+of+tuberculosis+in+resource-poor+countries:+challenges+and+opportunities.">Laboratory diagnosis of tuberculosis in resource-poor countries: challenges and opportunities.</a> Clinical Microbiology Reviews. 24 (6), 314-350 (2011).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Expandable Bicon Shelter. Commercial Manual. Sea Box. , (2019).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lab+Safety.+Operating+the+Glovebox.">Lab Safety. Operating the Glovebox.</a> JoVE Science Education Database. , (2018).</li><li>World Health Organization (WHO). <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Collecting, preserving and shipping specimens for the diagnosis of avian influenza A(H5N1) virus infection. , (2006).</li><li>Lorenz, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polymerase+Chain+Reaction:+Basic+Protocol+Plus+Troubleshooting+and+Optimization+Strategies.">Polymerase Chain Reaction: Basic Protocol Plus Troubleshooting and Optimization Strategies.</a> Journal of Visualized Experiments. (63), e3998 (2012).</li></ol>

Baylor College of Medicine est titulaire d’une demande de brevet provisoire aux États-Unis pour les cliniques mobiles (US Patent Application no 15/523 126, # 620078924). Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun intérêt financier concurrente.

Le service de laboratoire distant décrit plus haut est axée sur la logistique, extensible, rapidement déployable, multifonctionnel et basée sur des concepts de design centré sur l’homme qui ont été conçus pour protéger l’efficacité du personnel et l’espace de travail de laboratoire. Le protocole détaillé pour la mise en place rapide de laboratoire et l’isolement du virus respiratoires sécuritaire et le diagnostic a été élaboré et présenté.
Pour l’équipement optimal de fonctionnement, les conditions suivantes doivent être maintenues dans les unités de laboratoire : température ambiante de 21 ± 2 ° C, température admissible de 5 à 40 ° C, humidité de 14 ± 5 % HR, l’humidité relative maximale admissible de 80 % RH (sans condensation), et à une altitude comprise entre 0 et 2 000 m d’altitude.
Consommation d’énergie est l’un des paramètres plus importants pour la gestion d’un laboratoire d’au loin-grille. Pour trépans de laboratoire, l’efficacité énergétique peut différer de 15 à 40 % ; Toutefois, la consommation moyenne d’énergie est estimée ici pour offrir un service adéquat. Le taux de puissance plus élevé (1 500 - 2 000 W) concerne le climatiseur, le système de boîte à gants, la machine PCR et le stérilisateur autoclave. Compte tenu des 8 heures de travail accomplies les protocole et 16 heures le contrôle d’environnement de laboratoire, la consommation quotidienne d’énergie des unités du laboratoire est d’environ 36 kWh/jour pour le BSL-2, environ 43 kWh/jour pour BSL-3 et 73 kWh/jour pour les connectés BSL-2/BSL-3 + installations. D’une seule unité, nous vous recommandons de fournir une source d’alimentation électrique avec une capacité de courant continu/course ≥8 kW, surtension/démarrage puissance ≥ 10 kW ; pour l’installation connectée, courant continu/course ≥12 kW et surtension/démarrage ≥14 kW de puissance. Notez, dans le laboratoire de niveau de biosécurité 3, qu'une source d’énergie de sauvegarde est fortement recommandée d’éviter une panne accidentelle et garantir un emploi stable de la boîte à gants et le système de pression négative lors d’un test diagnostique.
Un générateur électrique à essence est une solution économique pour l’approvisionnement énergétique d’urgence. Supposer que la consommation de carburant d’une génératrice à essence est environ 1,5 gallons / heure à 100 % de charge. Ensuite, si la consommation d’énergie quotidienne moyenne est charger 8 heures de 40 % et 16 heures de charge de 10 %, le laboratoire BSL-2 ou niveau de biosécurité 3 est alimenté par 7-9 gallons de carburant par jour, parallèlement, et l’installation connectée a besoin d’environ 15 gal/jour.
Les unités de laboratoire à distance sont conçues pour s’adapter à des systèmes de panneau solaire hors réseau. Panneaux solaires ne nécessitent pas de carburant supplémentaire et peut fonctionner avec une productivité élevée dans les régions tropicales et subtropicales d’Afrique, Asie et Amérique latine en raison de l’irradiation solaire élevée. Actuellement, une unité d’un système disponible dans le commerce de panneau solaire permet une utilisation quotidienne de la puissance de jusqu'à 44 kWh/jour.
Quel que soit le type de source alternative d’énergie électrique, filtres d’électricité sale sont fortement recommandés et préinstallés dans les installations de laboratoire pour améliorer la qualité de l’énergie et de protéger l’équipement de laboratoire. Maintenir le système PCR loin des sources de rayonnements électromagnétiques forts et non blindé car fort rayonnement électromagnétique risquent d’interférer avec le fonctionnement correct de l’appareil. Il est également important n’utilisez pas le système PCR près de fortes vibrations sources, comme une fronde ou une pompe, parce que les vibrations excessives affectera les performances de l’instrument. L’équipement de laboratoire peut-être uniquement être installé dans un environnement qui a non conductrice polluants, comme les particules de poussière ou de copeaux de bois. S’assurer que la chambre est loin de n’importe quel évents qui pourraient expulser des matières particulaires sur les composants de l’instrument.
La consommation d’eau de laboratoire dépend du nombre de tests de diagnostic fonctionnement quotidien et des techniciens de laboratoire travaillant dans l’établissement. Nucléase eau libre est nécessaire pour la préparation des mélangeurs au cours de la procédure diagnostique, notamment l’extraction et le test PCR et doit être livré à l’avance que d’autres fournitures et produits chimiques. Au moins 50 mL d’eau libre nucléase est nécessaire pour exécuter un test de diagnostic ; le volume requis d’eau libre nucléase dépend de la charge de travail (le nombre d’échantillons). L’eau distillée est nécessaire pour exécuter le stérilisateur autoclave. Consommation d’eau en un seul cycle de autoclave est 160-180 mL ; l’autoclave est recommandé pour une utilisation quotidienne. La plupart des matières plastiques (tubes, embouts, etc.) sont jetable, mais certains sont réutilisables et doivent être lavés (grands contenants, supports, etc.). L’eau ordinaire est utilisé pour se laver les mains entre les procédures et son volume minimal est estimé à 15 à 20 L par jour. L’eau doit être pompée à la pression ; système de pré-filtre sédiments est recommandé pour protéger les appareils de l’eau contre les effets néfastes du sédiment et d’améliorer la qualité de l’eau courante.
Pour l’entreposage au froid, au moins un 5,1 pi3 réfrigérateur (+ 4 ° C) et un congélateur de 4,9 pieds cubes (-20 ° C à-30 ° C) sont tenus dans chaque unité de laboratoire pour stocker les échantillons / RNA.
Décontamination de laboratoire comprend plusieurs niveaux : nettoyage > antisepsie > désinfection > stérilisation. Nettoyage simple peut être effectué à l’aide de savon et eau tout en frottant avec une brosse ou une main gantée. Antisepsie comprend le lavage avec chimique liquide antimicrobien afin d’inhiber la croissance et la multiplication des germes. Solutions d’alcool (70 %) peut être utilisé comme un liquide antiseptique. La désinfection est l’application d’un produit chimique liquide pour éliminer presque tous les microorganismes pathogènes (à l’exception des spores bactériennes) sur les surfaces de travail et du matériel. Temps d’exposition aux produits chimiques, température et concentration de désinfectant sont importants. Solution d’hypochlorite de sodium (0,5 %), ou eau de Javel, est un désinfectant efficace à grande échelle pour la purification de l’eau et la purification de surface. L’irradiation ultraviolette germicide est une autre méthode de désinfection. Une lampe germicide produit des rayons UV-C et conduit à l’inactivation des bactéries et des virus. Stérilisation emploie une procédure physique ou chimique pour détruire toute vie microbienne--y compris les spores bactériennes très résistants. La stérilisation peut être effectuée avec un stérilisateur autoclave.
Tous les déchets de laboratoire doivent être séparés au moment de la génération. Place des déchets solides, non tranchants, infectieuses dans des sacs étanches marqués comme biohazard. Si les déchets produits soient forte, il doit être placé dans des contenants résistant à la perforation. Collecter les déchets liquides potentiellement infectieux dans des contenants biorisques correctement étiquetées pour liquides. Conteneurs et sacs de ne devraient pas être remplis plus de 2/3 du volume. La disposition de tous les produits de blanchiment doit être triée dans leur propre poubelle désigné. Déchets de laboratoire doivent être manipulés délicatement pour éviter de générer des aérosols et la rupture des sacs ou contenants. Collection sacs/bacs à déchets biohazard doit être scellés et externes surfaces décontaminés après utilisation avec la solution d’hypochlorite de sodium à 0,5 %. Stériliser tous les déchets de laboratoire en autoclave à 121 ° C pendant 30 minutes avant d’être incinérées. Se référer au manuel de fonctionnement pour la bonne utilisation d’un autoclave. Si possible, ajoutez un indicateur chimique ou biologique à l’autoclave pour stérilisation adéquate. Tous les déchets solides et liquides stérilisés à l’autoclave doivent être clairement étiquetés comme stérilisé à la création, la date, l’heure et l’opérateur. Les déchets étiquetés doivent ensuite être placée dans un quartier sûr et séparé avant d’être incinérées.
Comme prévu, les flux de travail de test de diagnostic dépend de la maladie et le spécimen. Si il est recommandé pour l’identification des virus recueillir des échantillons de sang (p. ex., Ebola19), les portions de l’échantillon peuvent être stockées à-20 ° C au lieu de-80 ° C (nécessaire pour les virus respiratoires). Il est toujours préférable de prendre plus d’un spécimen lors du prélèvement d’un patient qu’aux spécimens de lotir plus tard. Si possible, pour chaque type d’échantillon au moins deux spécimens il faut tubes échantillon distinct. Échantillons doivent être subdivisées si prélèvement supplémentaire n’est pas possible.
Si d’autres spécimens ne peuvent être entreposés à une température appropriée (p. ex., aucun congélateurs ne sont disponibles), écouvillons doivent être stockés en pur (100 %) éthanol ou 99 % alcool dénaturé (additifs méthanol uniquement). Dans ce cas, l’embout doit être mis dans un flacon avec 1 à 2 mL d’éthanol. Notez que ces spécimens ne conviennent qu’aux PCR. Notez également qu’un test bien établi est nécessaire pour chaque virus particulier diagnostic8,23et échantillons de virus inconnus doivent être transmis aux laboratoires affectées pour autres enquêtes19,20, 21.
Exigences obligatoires et recommandées à la liste du matériel de laboratoire pour les tests de PCR diagnostic virus respiratoire doivent être reconnues. Tableau 3 souligne basiques et avancé minimalement matériel (recommandé) et les exigences pour le test de diagnostic de RT-PCR. Pour pratique de niveau de biosécurité 3, protection de pression négative supplémentaire (p. ex., boîte à gants) du personnel est essentiel et nécessaire.
Les modules de laboratoire connectés sont préférables pour augmenter le nombre de personnes impliquées dans les essais en laboratoire et d’accélérer le temps requis pour un seul test. Remplacer l’extraction de l’ARN manuelle fastidieuse est possible avec le qPCR automatisé (par exemple, QiaCube). Bien que cet instrument est lourd (largeur 65 cm, longueur 62 cm, hauteur 86 cm), il peut s’adapter à l’espace de travail de laboratoire mobile après réarrangement des meubles dans BSL-2 ou niveau de biosécurité 3 unités.
Travaux futurs se concentrera sur le développement de la réalité augmentée (AR) et des formations de réalité virtuelle (VR). Les lunettes AR/VR servira à fournir une plateforme interactive pour enseigner les compétences requises pour devenir un travailleur de laboratoire bien formés. Conseils utiles pour effectuer certaines des procédures difficiles, plusieurs étapes dans les tests de diagnostic de laboratoire doivent figurer dans le guide du logiciel. Cette approche de la formation du personnel devrait améliorer la qualité du test diagnostique performance et au laboratoires distants, surtout à distance et les zones de ressources limitées.

Diagnostics rapides est un instrument essentiel dans le contrôle de l’infection virale en temps opportun, surtout si la symptomatologie précoce ne se distingue pas à une variété de maladies de l’infection. La récente épidémie d’Ebola (2014-2015) en Afrique de l’ouest1,2, les épidémies de virus de Zika (2015-2016) en Asie et en Amérique latine,3,4, l’émergence du coronavirus du Syndrome respiratoire Middle East (MERS) les infections5,6et les épidémies d’exceptionnellement mortel grippe (influenza) (2017-2018) dans l’US7,8 mis au jour la nécessité pour les installations de laboratoire rapidement déployables, qui portent sur une multitude de problèmes de transports, accès, installations, équipements et de la communication.
Capacité hors réseau (puissance autonome et l’approvisionnement en eau, etc.) est cruciale dans paramètres globaux rural, aux ressources limitées9,10,11. Notre expérience dans les opérations cliniques et programmes mondiaux au Baylor College of Medicine a été utilisé pour concevoir et construire un laboratoire mobile axées sur le conteneur avec des capacités pour faciliter leur déploiement, installation et utilisation multifonctionnelle (BSL-2 et niveau de biosécurité 3). Images de cette installation de laboratoire polyvalent, sur le plan logistique améliorée est illustré à la Figure 1.
Ce rapidement déployables, laboratoire a un design extensible semblable à la clinique de conteneur décrit précédemment (le « Pod Smart d’urgence »)12,13,14, développé par le Baylor College of Medicine et parrainé par l’USAID. Une seule unité emballée (en Mode de Transport) a des dimensions de 9 pieds 9 pouces x 8 pieds x 8 pieds (Figure 1 a, B) et s’étend à une superficie de 170 pieds carrés (15,75 m2) (Figure 1, D). L’unité peut être déployée par deux à quatre personnes en moins de dix minutes.
Le laboratoire est conçu pour une installation de laboratoire BSL-2 (Figure 2 a) d’une cuisine séparée, modulaire, cintreuse, unité BSL-3 (Figure 2 b) conçu pour le travail avec les agents infectieux qui peuvent causer des maladies graves ou potentiellement mortelles par inhalation et 15. la connectivité des modules deux laboratoire permet l’optimisation des flux de travail expérimentation, partage des ressources et des économies (Figure 2C-E).
Les modules sont étanche à l’air et étanche à l’eau pour créer un confortable, abri mobile efficace de l’énergie. Chauffage, ventilation et climatisation (CVC) système est utilisée pour les unités centralisées et température contrôlée. En général, la conception des unités laboratoire minimise la consommation d’énergie par l’usage de leurs propres sources d’énergie alternative tels que panneaux solaires ou un générateur électrique indépendant. Chaque unité comprend un évier et oculaire, alimentation électrique et connecteurs de l’eau (Figure 3 a-C). La plateforme TIC offre une option, axée sur la tablette (téléphone/tablette Android ou iPhone/iPad) documentation app pour le suivi de l’approvisionnement et de la documentation de résultat de laboratoire (Figure 3D) développé en partenariat avec de Baylor Information Technology (IT) groupe de recherche qui est expérimentée en travaillant dans des environnements distants avec connectivité limitée. Le système peut fonctionner à l’aide de signaux cellulaires ou sans fil et permet la documentation sans connectivité, avec sauvegarde immédiate ou transmission à un serveur de base secure-nuage lorsque la connexion est rétablie.
Le laboratoire dispose de plusieurs fonctionnalités clés de prévention des infections, y compris : (a) négatif de pression air flow, (b) une boîte à gants ou prévention des risques biotechnologiques, (c) une gestion du risque santé système de rangement : un germicide ultraviolet (UV-C) système d’éclairage 4 hiérarchies de défense prouvée pour éliminer 99,7 % des pathogènes qui causent des infections liées aux soins de santé. L’installation est facilement désinfectée à l’aide de peroxyde d’hydrogène ou de l’hypochlorite de sodium (eau de Javel) systèmes de décontamination efficace. 16
L’assurance qualité des résultats des laboratoires repose sur un engagement d’évaluer tous les aspects de la procédure de test diagnostique ensemble. Nous présentons ici une liste de contrôle pour le flux de travail de laboratoire BSL-2 et de niveau de biosécurité 3 et un protocole de test de diagnostic rapide de virus respiratoires. Le projet de diagnostic des maladies virales s’appuie sur la détection d’ARN ou d’ADN viral dans le spécimen (lavage nasal, sang, selles et urine, etc.) par le biais de PCR en temps réel transcription inverse (RT-PCR). La capacité d’estimer rapidement la charge virale dans un échantillon fait PCR un outil efficace pour maladie virale présélection17,18. La mise en œuvre du roman, des épreuves diagnostiques moléculaires permet l’expansion des capacités de diagnostic de virus comme Ebola19,20,21, grippe8,22et la tuberculose (TB )23.
L’objectif de ce travail est de valider une installation nouveau laboratoire modulaire et rapidement déployables et fournir un guide de formation pour le personnel de laboratoire travaillant dans des environnements distants, faibles ressources pendant une épidémie, catastrophe naturelle ou d’autres secours d’urgence situation. Nous présentons ici un protocole pour le diagnostic de grippe respiratoire dans ce laboratoire innovant, portable.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Autoclave Sterilizer &#39;BioClave&#39;</td>
			<td>Benchmark Scientific, Edison, NJ, USA</td>
			<td>B4000-16</td>
			<td>16 liter, Benchtop, Dims: 22x17.5x15.7 in, Fully automatic, Extremely Compact</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Barcode Scanner</td>
			<td>Zebra Technologies ZIH Corp., Lincolnshire, IL, USA</td>
			<td>Symbol LS2208</td>
			<td>Handheld, lightweight</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Breaker Box Panelboard Enclosure</td>
			<td>Square D (Schneider Electric), France&#160;</td>
			<td>MH62WP&#160;</td>
			<td>NEMA 3R/5/12, Dims: 20 W x 62 H x 6-1/2 in. D, Electrical distribution board</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge - Microcentrifuge 17,000 x g</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA</td>
			<td>75002440</td>
			<td>Holds 24 x1.5 or 2 ml tubes, Dims: 8.9x9.6x13.8 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Class II Biological Safety Cabinet</td>
			<td>NuAire, Inc., Plymouth, MN, USA</td>
			<td>NU-602-400</td>
			<td>4 Ft. Class II Type A2 Cage Changing Biological Safety Cabinet, 12&#34; Access Opening, HEPEX Pressure Duct&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Class III Biological Safety Cabinet (Glove box)</td>
			<td>Germfree Laboratories, Ormond Beach, FL, USA</td>
			<td>Model #PGB-36, Serial #C-2937</td>
			<td>Glove box, Portable, 36&#34;, Class III BSC. Dims: 36x20x23.75 in, Includes 2 interior outlets</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryo Coolers</td>
			<td>VWR, Radnor, PA, USA</td>
			<td>414004-286</td>
			<td>0.5 or 1.5 ml tube benchtop coolers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Freezer (30&#176;C freezer)</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA</td>
			<td>Model ULT430A</td>
			<td>To occupy 4.9 Cubic feet</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laminar Flow Cabinet</td>
			<td>NuAire, Inc., Plymouth, MN, USA</td>
			<td>NU-126-300</td>
			<td>3 Ft. Vertical Laminar Airflow Cabinet, 8&#34; Access Opening, HEPA filter supply, 99.99%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mini Centrifuge</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA</td>
			<td>75004061</td>
			<td>Dims: 4.1x5.0x6.0 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipettes automated</td>
			<td>VWR, Radnor, PA, USA</td>
			<td>05-403-151</td>
			<td>Pipet 4-pack (2.5,10, 100 and 1,000&#956;L volume)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipettes automated &#39;Finnpipette&#39;</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA</td>
			<td>4700880</td>
			<td>Pipet 4-pack (2, 20, 200 and 1,000&#956;L volume), Advanced Volume Gearing(AVG), Ultra durable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Power Generator</td>
			<td>Cummins Power Generation, Minneapolis, MN, USA</td>
			<td>C60 D6</td>
			<td>60 kW, 60 Hz, 1 Phase, 120/240V, Diesel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Refrigerator</td>
			<td>BioMedical Solutions, Inc., Stafford, TX, USA</td>
			<td>BSI-HC-UCFS-0504W</td>
			<td>Standard Undercounter Refrigerators &#38; Freezers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Refrigerator</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA</td>
			<td>05LRAETSA&#160;</td>
			<td>To occupy&#160; 5.1 Cubic feet</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RT-PCR machine &#39;Step-one plus&#39;</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA</td>
			<td>4376598</td>
			<td>Holds 96 samples, Dims: 9.7x16.8x20.2 in&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex Mix</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA</td>
			<td>88880017TS</td>
			<td>Dims: 6.1x8.3x3.3 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chemicals</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AgPath-ID One-Step RT-PCR Reagents</td>
			<td>Applied Biosystems, Foster City, CA, USA</td>
			<td>4387391</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol Koptec Pure 200 Proof</td>
			<td>Decon Labs, Inc., King of Prussia, PA, USA</td>
			<td>V1001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nuclease-free Water</td>
			<td>Ambion, Inc., Carlsbad, CA, USA</td>
			<td>AM9906</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>QIAamp Viral RNA Mini Kit</td>
			<td>Qiagen, Hilden, Germany</td>
			<td>52906</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SuperScript III Platinum One-Step qRT- PCR Kit</td>
			<td>Invitrogen, Carlsbad, CA, USA</td>
			<td>11732-088</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL cryogenic tubes</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA</td>
			<td>03-337-7X&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mL tubes</td>
			<td>VWR, Radnor, PA, USA</td>
			<td>10025-726</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 &#181;L Filter Tips</td>
			<td>Neptune, VWR, Radnor, PA, USA</td>
			<td>Neptune, BT10XLS3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 &#181;L Filter Tips</td>
			<td>Multimax, BioExpress, VWR, Radnor, PA, USA</td>
			<td>MultiMax, P-3243-30X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>200 &#181;L Filter Tips</td>
			<td>ART, Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA</td>
			<td>ART, 2770</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000 &#181;L Filter Tips</td>
			<td>Phenix Research Products, Candler, NC, USA</td>
			<td>TS-059BR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AB custom probes</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Custom probes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Combitips</td>
			<td>Eppendorf, Hauppauge, NY, USA</td>
			<td>89232-972</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Integrated DNA Technology (IDT) custom probes and primer</td>
			<td>IDT</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Custom probes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MicroAmp Fast Optical 96-Well Reaction Plate</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA</td>
			<td>490003-978 CS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MicroAmp Fast Reaction Tubes (8 tubes/strip)</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA</td>
			<td>4358293</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MicroAmp Optical 8-Cap Strip</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA</td>
			<td>4323032</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MicroAmp Optical Adhesive Film</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA</td>
			<td>4311971</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Supplies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biohazard waste bags</td>
			<td>VWR, Radnor, PA, USA</td>
			<td>14220-046</td>
			<td>20.3 x 30.5 cm Biohazard bags</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gloves</td>
			<td>Denville Scientific, Holliston, MA, USA</td>
			<td>G4162-250</td>
			<td>Small, meduim or large Nitrile or latex gloves</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lab coat</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Customizable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masks</td>
			<td>VWR, Radnor, PA, USA</td>
			<td>414004-663</td>
			<td>Advanced protection mask</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Protective shoes</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Customizable</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

remote laboratory management: respiratory virus diagnostics

Une légère hausse en récente souligne pandémies (Ebola, Zika, MERS, grippe, etc.) la nécessité d’une plus « agile, » coordonné réponse qui aborde une multitude de questions allant de transports, accès, installations, équipements et de la communication au fournisseur formation. Pour répondre à ce besoin, nous avons développé une installation innovante, évolutive, logistique améliorée, mobile, laboratoire d’urgence et les épidémies dans les paramètres globaux aux ressources limitées. Utilisant une formation en opérations cliniques comme un centre médical d’universitaire, nous a conçu une rapidement déployables, modulaire BSL-2 et niveau de biosécurité 3 installation avec le logiciel facile à utiliser pour le suivi et la gestion des médicaments et des fournitures dans les régions éloignées au cours des épidémies et flambées. Nous présentons ici nos unités laboratoire contenant d’expédition intermodal, mobile et extensible. La conception du laboratoire facilite son utilisation hors réseau en minimisant la consommation d’énergie et en permettant des sources d’eau de rechange. Informations de l’unité, plate-forme de communication technology (ICT) fournit une documentation d’axée sur la tablette (i) facile à utiliser, (ii) amélioré de suivi des patients et des fournitures et (iii) intégrées communication sur place avec des capacités de télésanté intégrée. Pour assurer la qualité dans des milieux éloignés, nous avons élaboré une liste de contrôle pour un flux de travail de laboratoire de base et d’un protocole pour le diagnostic respiratoire viral à l’aide de la réaction en chaîne par polymérase de transcription inverse (RT-PCR). Comme indiqué, cette approche globale et innovante permet la fourniture des capacités des laboratoires dans les environnements globales de ressources limitées.

L’objectif de cette étude est de démontrer que les installations projetées de laboratoire mobile BSL-2 et de niveau de biosécurité 3 fournissent un environnement adéquat permettant les tests diagnostiques avec résultats représentatifs virus respiratoire identiques aux tests effectués en qualité laboratoires fixes. Les installations de laboratoire sont conçues pour satisfaire aux exigences du critère figurant dans les recommandations d’hygiène et de sécurité au travail (SST). Dès que le laboratoire distant est déployée (Figure 4) et tous les équipements et fournitures sont installés (Figure 5), les tests de laboratoire peuvent être exécutés.
Conformément au laboratoire des procédures de fonctionnement standards, PPE (blouses, chaussures de protection, gants, avancée de masque, des lunettes de protection, etc.) appropriées pour pratique de BSL-2 est nécessaire. Pour la pratique de niveau de biosécurité 3, le module de laboratoire PCR d’une pression négative est équipé d’une boîte à gants certifiée. Les unités de laboratoire sont mis à niveau par les fenêtres extérieures de pass-through pour protéger le personnel à l’étape de la réception de l’échantillon. Le processus d’inscription peut être simplifié avec application tablette développée précédemment (Figure 3D). Autres demandes acceptables qui s’exécutent sur un ordinateur portable peuvent être utilisés aussi bien.
Ce test de diagnostic virus respiratoire particulière peut être effectué dans les modules de laboratoire connectés pour séparer les étapes de la procédure diagnostique exprès pour éviter toute interférence de contamination ou potentiel entre réactifs biochimiques, qui peuvent affecter la résultats des tests. Afin de maximiser la qualité du diagnostic, la pratique du test de diagnostic rapide utilise (i) tant la base laboratoire BSL-2 et la chambre PCR traverse connecté (Section 3) ou (ii) les chambres Go et PCR reliés par fenêtre pass-through (Section 4). Le diagramme du flux de travail laboratoire proposé est présenté sur la Figure 6 et met l’accent sur la protection des personnels. Le diagramme reconnaît l’importance de chaque étape indiquée pour la protection du personnel, surtout si le personnel du laboratoire en région éloignée est formé au minimum.
Le test de diagnostic rapide de la grippe est effectué via la technique RT-PCR. La procédure contient quatre étapes principales. Notez que les espaces de travail individuels sont assignés à chaque étape du protocole.
La première étape consiste à prélever un échantillon et il subdiviser en plusieurs parties aliquotes. Les aliquotes soient marqués avec des codes à barres pour améliorer l’efficacité du contrôle des données et stockés dans le congélateur pour complément d’enquête. La deuxième étape consiste à inactiver un échantillon dans un tampon de lyse par centrifugation et le chauffage. Les premières et deuxième étapes doivent effectuer dans les armoires de la prévention des risques biotechnologiques. Utilisent des ensembles de pipette individuel et du matériel. Un test PCR est proposé sera effectué dans la salle de la PCR, le cas échéant. La troisième étape est la documentation des résultats. La quatrième étape est l’entretien après l’utilisation du matériel et le rappel de la protection des personnes à la fin de l’expérience.
Si l’échantillon est censé être qualifiées de BSL-3 + (e.g.,Ebola, Zika, MERS, TB) l’installation de la boîte à gants doit être utilisée. Dans le laboratoire, la salle GB possède sa propre fenêtre pass-through pour recevoir des échantillons et un ordinateur portable ou tablette pour l’enregistrement de l’échantillon. L’échantillon aliquote et l’inactivation virale doivent être effectuées dans la chambre de la boîte à gants. Éclairage UV-C est recommandé pour éviter la contamination au cours de la procédure. Après inactivation d’un échantillon, d’autres étapes pour le protocole sont semblables au laboratoire de base BSL-2 et test de niveau de biosécurité 3 et suit Checklist partie III (tableau 1, Figure 6).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59188/59188fig1.jpg"> La figure 1. Prototype usine laboratoire. (A, B) Mode de transport ; (C) mode de déployée : extérieur ; (D) déployée mode : intérieur. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59188/59188fig1large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59188/59188fig2.jpg"> Figure 2 . Schémas. (A), le laboratoire de base BSL-2 ; (B) le niveau de biosécurité 3 module comprend la boîte à gants et les laboratoires PCR, qui ont une fenêtre directe commune pour le transfert de spécimens protégés ; Des installations de laboratoire connectés (C) (A) et (B) avec les utilitaires partagés. (D,E) Photographies des appareils reliés de deux côtés opposés. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59188/59188fig2large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a> 
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59188/59188fig3.jpg"> La figure 3. (A) l’intérieur de l’installation de niveau de biosécurité 3 a (1) une fenêtre de transmission, un évier et (2) un poste de lavage oculaire à l’entrée ; (B) connecteurs électriques, connecteurs de l’eau (C) ; (D) logiciel Tablet pour résultat de laboratoire et suivi approvisionnement documentations. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59188/59188fig3large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59188/59188fig4v2.jpg"> Figure 4 . Déploiement de l’installation du laboratoire. Instruction pour les panneaux qui se déroulent sur un côté de l’appareil, tel qu’illustré (A-D). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59188/59188fig4v2large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a> 
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59188/59188fig5.jpg"> Figure 5 . Schémas du laboratoire connectable : (A) BSL-2 module 1 ; Module 2 boîte à gants (B) et la PCR. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59188/59188fig5large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a> 
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59188/59188fig6.jpg"> Figure 6 . Organigramme pour un test de RT-PCR diagnostic virus respiratoire dans les installations de laboratoire distance. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59188/59188fig6large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Distance de laboratoire BSL-2</td>
			<td>Distance de laboratoire BSL-3</td>
		</tr>
<tr>
<td>Partie I</td>
			<td>Partie I</td>
		</tr>
<tr>
<td>i. tech laboratoire d’entrer par la porte marquée d’entrée et mis en blouse de laboratoire, ce qui est accroché sur la grille à côté de la porte d’entrée. Chaussures ouvertes sont interdites, les avancées de masque et des lunettes de protection sont encouragés.</td>
			<td>i. tech lab se pencher sur la fenêtre de la boîte à gants d’à l’extérieur de l’appareil pour assurer une pression négative est activé. (Balle rose doit être visible dans l’unité pour montrer que la pression négative travaille).</td>
		</tr>
<tr>
<td>II. Lab tech se laver les mains dans l’évier, mettez des gants jetables et commencent par la prise d’échantillons.</td>
			<td>II. si une pression négative fonctionne, tech lab pour entrer par la porte seule et mettre sur la blouse de laboratoire, ce qui est accroché sur la grille à côté de la porte d’entrée.  Chaussures ouvertes sont interdites, avancées de masque et des lunettes de protection sont souhaitables.</td>
		</tr>
<tr>
<td>III. les échantillons qui ont trempé dans le bain d’hypochlorite avant larguées à fenêtre directe sont assis dans la traversent pour tech lab.</td>
			<td>III. Lab tech se laver les mains dans l’évier, mettez des gants jetables, PPE et commencent par la prise d’échantillons.</td>
		</tr>
<tr>
<td>IV. a reçu à la réception de l’échantillon.</td>
			<td>IV. les échantillons qui ont été préalablement trempés dans le bain d’hypochlorite avant larguées à passer par la fenêtre sont assis dans la traversent pour tech lab.</td>
		</tr>
<tr>
<td>Partie II</td>
			<td>v. a reçu à la réception de l’échantillon.</td>
		</tr>
<tr>
<td>v. Selon procédure diagnostique, spécimens s’installe à la prévention des risques biotechnologiques armoire puis inactivés.</td>
			<td>Partie II</td>
		</tr>
<tr>
<td>VI. les échantillons préparée pour la microscopie, centrifugeuse ou pourritures.</td>
			<td>VI. les échantillons inactivés dans boîte à gants.</td>
		</tr>
<tr>
<td>VII. les tests de diagnostic a exécuter.</td>
			<td>VII. les spécimens exécutés pour l’isolement de l’acide nucléique.</td>
		</tr>
<tr>
<td>VIII. stocker des spécimens à 4° C réfrigérateur ou congélateur approprié.</td>
			<td>VIII. après l’extraction, les spécimens s’installe à fenêtre pass-through.</td>
		</tr>
<tr>
<td>Partie III</td>
			<td>tech Lab IX. pénètre par l’entrée à côté PCR de l’appareil (pression positive).</td>
		</tr>
<tr>
<td>IX. utiliser le récepteur pour coloration & lavage des éléments.</td>
			<td>x. tech Lab pour mettre sur la blouse de rack à côté de l’entrée, se laver les mains dans l’évier, mettez des gants.</td>
		</tr>
<tr>
<td>x. utilisation ordinateur portable & counterpace pour effectuer des analyses et la documentation.</td>
			<td>XI. recevoir des échantillons dans les pièces de boîte à gants de fenêtre pass-through.</td>
		</tr>
<tr>
<td>XI. stériliser le matériel par autoclave en cours d’exécution.</td>
			<td>XII. si les échantillons nécessaires préparée à flux laminaire.</td>
		</tr>
<tr>
<td>XII. jeter tous les déchets biologiques dangereuses dans le conteneur à déchets biohazard.</td>
			<td>XIII. approprié diagnostic tests exécutés.</td>
		</tr>
<tr>
<td>XIII. se laver les mains dans l’évier.</td>
			<td>XIV. stocker des spécimens à 4° C réfrigérateur ou congélateur approprié.</td>
		</tr>
<tr>
<td>XIV. raccrocher blouse retour sur la grille.</td>
			<td>Partie III</td>
		</tr>
<tr>
<td>XV. sortir par la même porte.</td>
			<td>XV. utiliser le récepteur pour coloration & lavage des éléments.</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>XVI. utiliser ordinateur portable & counterpace pour effectuer des analyses et la documentation.</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>XVII. transférer les flacons dans la fenêtre SQL directe à salle de PCR et stérilisation de l’équipement en exécutant autoclave.</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>XVIII. jeter tous les déchets biologiques dangereuses dans le conteneur à déchets biohazard.</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>XIX. se laver les mains dans l’évier.</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>XX. sortir par la même porte d’entrée.</td>
		</tr>
</tbody></table>Le tableau 1. Liste de vérification pour le workflow de diagnostic PCR.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="3">Entretien et étalonnage</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="2">Systèmes PCR en temps réel</td>
			<td>Mensuel</td>
			<td>Étalonnages fond chaque mois</td>
		</tr>
<tr>
<td>18 mois</td>
			<td>Effectuer le fond, spatiale et étalonnages de teinture tous les 18 moise</td>
		</tr>
<tr>
<td>Centrifugeuse</td>
			<td>1 an</td>
			<td>Calibrer pour tours / minute et de la température par le biais de services d’étalonnage externe ou interne</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="3">Boîte à gants</td>
			<td>Tous les jours</td>
			<td>Inspecter visuellement les éléments, en particulier pour les dommages sur les surfaces exposées des filtres HEPA, gants, joints et tuyaux. Assurez-vous que conduit pinces sont serrés et en place. Effectuer le test de pression de fuite. Tester l’alarme de pression.</td>
		</tr>
<tr>
<td>6 mois</td>
			<td>Changer le filtre HEPA</td>
		</tr>
<tr>
<td>1 an</td>
			<td>Calibrer le système</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="3">Autoclave</td>
			<td>Hebdomadaire</td>
			<td>Nettoyer le réservoir d’eau et les grilles à l’aide d’un détergent non abrasif doux</td>
		</tr>
<tr>
<td>3 mois</td>
			<td>Calibrer la minuterie et jauges</td>
		</tr>
<tr>
<td>1 an ou tous les 50 cycles</td>
			<td>Inspecter, nettoyer, tester et calibrer</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="2">Réfrigérateur et Freeezer</td>
			<td>6 mois</td>
			<td>Vérifier moteur, évaporateur ventiloconvecteurs, aspirateur condensation bobines et filtres de condenseur et remplacez-les au besoin</td>
		</tr>
<tr>
<td>1 an</td>
			<td>Calibrer le congélateur par le biais de services d’étalonnage interne ou externe</td>
		</tr>
</tbody></table>Le tableau 2. Entretien de l’équipement des PCR en temps réel.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Obligatoire</td>
			<td>Recommandé</td>
		</tr>
<tr>
<td>Blouse, chaussures de protection, gants</td>
			<td>Blouse, chaussures de protection, gants, masques, lunettes de soleil</td>
		</tr>
<tr>
<td>Réfrigérateur 4 ° C, congélateur-20 ° C</td>
			<td>Réfrigérateur 4 ° C, congélateur-20 ° C, congélateur-80 ° C</td>
		</tr>
<tr>
<td>Une seule série de pipettes automatiques</td>
			<td>Trois séries de pipettes automatiques</td>
		</tr>
<tr>
<td>Centrifugeuse, shaker, thermocycleur</td>
			<td>Système robotisé</td>
		</tr>
<tr>
<td>Machine de RT-PCR, bain de glace</td>
			<td>RT-PCR avec contrôle de température, glacière sans glace</td>
		</tr>
<tr>
<td>Sacs de déchets Biohazard</td>
			<td>Autoclave pour éliminer les déchets de biohazard</td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 3. Exigences minimales pour le virus respiratoire de RT-PCR diagnostic test BSL-2.

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Remote Laboratory Management: Respiratory Virus Diagnostics

Un laboratoire-projetables, au loin-grille a été conçu et construit pour paramètres globaux distants, aux ressources limitées. Les caractéristiques et les aspects critiques des modules laboratoire améliorée sur le plan logistique, extensible, multifonctions sont explorés. Une liste de contrôle pour un flux de travail de laboratoire de base et un protocole pour un test de diagnostic respiratoire viral sont mis au point et présenté.

Laboratoire Remote Management : Diagnostics Virus respiratoire

An uptick in recent pandemics (Ebola, Zika, MERS, influenza, etc.) underlines the need for a more 'nimble,' coordinated response that addresses a ...

Une augmentation des épidémies récentes, telles que zika et virus Ebola, a mis en évidence la nécessité d’une réponse plus coordonnée et plus agile à l’échelle mondiale. Pour ce faire, nous avons conçu une unité de laboratoire innovante, évolutive et intramodale qui sera utilisée dans les zones à ressources limitées dans le monde entier lors de telles flambées. Nous présentons ici nos laboratoires intramodaux, extensibles et mobiles de conteneurs d’expédition.Et dans l’article suivant, nous présentons notre approche BSL-2 et BSL-3 au diagnostic de virus de la grippe respiratoire. Diagnostic rapide du virus de la grippe par RCT-PCR. Avant de vous préparer à entrer dans l’unité de laboratoire installée, sachez que toutes les exigences de sécurité BSL-2 doivent être prises en compte.Cela comprend s’habiller avec l’équipement de protection individuelle approprié, se laver les mains, porter des gants, et décontaminer tous les espaces de travail que vous prévoyez d’utiliser. Notez, si vous utilisez de l’eau de Javel pour décontaminer votre espace de travail et les fournitures, vous devez également utiliser 70% d’éthanol pour nettoyer toutes les zones exposées à l’eau de Javel, comme l’eau de Javel peut se mélanger avec d’autres produits chimiques dans l’espace de travail pour créer des vapeurs toxiques. Jetez tous les produits d’eau de Javel dans leur propre poubelle désignée.Au fur et à mesure que des échantillons d’échantillons sont prélevés sur des patients, ils sont transportés au laboratoire depuis le terrain ou la clinique et transmis au technicien de laboratoire par la fenêtre de passage. Cette fenêtre ne peut pas être ouverte des deux côtés. Dans la fenêtre de passage BSL-2, la surface externe des tubes contenant des échantillons doit être complètement désinfectée avec de l’eau de Javel et laissée seule pour reposer pendant deux minutes.Ouvrez la fenêtre de passage et recueillez les échantillons à enregistrer. Essuyez tous les échantillons qui ont des restes d’eau de Javel et essuyez l’intérieur de la fenêtre de passage avec de l’eau de Javel, suivi d’une solution à 70 % d’éthanol. Ajoutez des codes à barres à chaque tube d’échantillon, et vos quatre tubes vides désignés pour les aliquots.Déplacez vos échantillons vers le capot de l’évent. Numérisez le code à barres sur chaque tube et assurez-vous que les informations d’identification de l’échantillon appropriées apparaissent sur le système basé sur la tablette ou l’écran de l’ordinateur portable. Terminez le processus d’inscription.Échantillon aliquot. Une fois que les tubes à essai ont été étiquetés, utilisez une armoire de biosécurité certifiée et décontaminée de classe II pour prélever des aliquots d’échantillons. Lorsque vous prenez des aliquots, assurez-vous d’utiliser des pipettes stériles ou jetables fraîches pour chaque échantillon et de les jeter dans des contenants de déchets biodangereux afin d’éviter la contamination croisée.Assurez-vous que chaque tube est hermétiquement scellé et fermé. Utilisez un aliquot par spécimen pour une extraction immédiate. Conservez les autres aliquots dans le congélateur pour une utilisation future.Avant de passer au poste de travail, nettoyez toutes les surfaces et l’équipement de l’espace de travail avec de l’eau de Javel, suivi d’une solution à 70 % d’éthanol. Une fois que vos échantillons pcr codés à barres ont été aliquoted les déplacer à un poste de travail désigné pour l’extraction. Préparez votre tampon AVL transporteur mélange d’ARN pour l’étape de lyse.L’échantillon et le mélange maître tampon de lyse doivent être conservés à température ambiante. Étiquetez un tube de centrifugeuse de 1,5 millilitre. Réglez la pointe pipette à 560 microlitres.Appliquez une pointe de pipette propre. Ajouter un tampon de lyse à chaque tube. Jeter la pointe dans le conteneur à déchets.Ensuite, prenez votre échantillon pcr aliquot. Placez-le dans le tube tampon de lyse préparé désigné pour aliquot un, et répétez ceci pour tous les échantillons additionnels. Jetez l’ancienne pointe pipette et appliquez une pointe de pipette propre.Appliquez une pointe de pipette propre. Ajouter 140 microlitres d’un tampon au tube de commande. Fermez chaque tube en toute sécurité.Vortex d’impulsion pendant 15 secondes. Répétez avec des aliquots ou des échantillons supplémentaires. Microcentrifugeuse chaque échantillon pendant cinq secondes.Incuber à température ambiante pendant 10 minutes. Après 10 minutes, centrifugez brièvement vos tubes pour enlever les gouttes de l’intérieur du couvercle de chaque tube. Ajouter 560 microlitres d’éthanol l’échantillon un.Changez votre pointe pipette. Répéter avec les échantillons restants ou supplémentaires. Fermez chaque tube d’échantillon en toute sécurité.Pulse-vortex chaque échantillon pendant 15 secondes. Microcentrifuger les échantillons pendant cinq secondes. Obtenez un tube de collecte propre de deux millilitres.Ajouter les colonnes de spin. Étiquetez-les pour correspondre à vos échantillons. Transférez 630 microlitres de l’échantillon pour correspondre à la colonne en conséquence.Sécurisez vos casquettes. Passez à la centrifugeuse. Distribuez uniformément vos échantillons dans la centrifugeuse.Centrifugeuse à 6000 g pendant une minute pour enlever le tampon de lyse. Retournez au poste de travail. Remplacez vos tubes de collection.Ajouter le tampon de lyse restant et répéter l’étape de centrifugation. Jetez vos tubes d’échantillon aliquot d’origine, après quoi, éliminer l’allongement et laver la colonne de spin avec le tampon AW1. Répétez cette procédure avec chaque échantillon ou tout autre échantillon.Fixer les bouchons sur chaque échantillon et la centrifugeuse à six g. Répéter avec le deuxième tampon de lavage AW2 à 20 g. Enfin, placez la colonne dans un tube propre de 1,5 millilitre.Ouvrez la colonne et ajoutez 60 microlitres d’AVE tampon. Incubez à température ambiante pendant une minute et centrifugez à six g pendant une minute. L’échantillon est maintenant prêt pour l’analyse PCR.Dans les conditions BSL-3 protocole expérimental restera le même, mais les mesures de sécurité prendra précédent au-dessus de toute autre chose. Avant d’entrer dans le laboratoire BSL-3 regarder par la fenêtre transparente pour être sûr que la pression négative a été établie dans l’unité boîte à gants. Il sera évident que la pression négative a été établie lorsque la balle dans le mur est visible.Une fois que la pression négative a été établie, ouvrez la porte et entrez dans l’unité. Lavez-vous immédiatement les mains, puis passez à votre liste de contrôle PPE. Procéder à mettre sur le PPE dans l’ordre suivant: sous les gants, robe, couvre-chaussures, masque, écran facial, deuxième paire de gants.Allumez la machine et laissez la pression dans la boîte à gants se stabiliser. Utilisez une solution de pulvérisation d’eau de Javel pour décontaminer toutes les zones et fournitures que vous prévoyez d’utiliser à l’intérieur et à l’extérieur de la boîte à gants. Jeter les déchets d’eau de Javel dans un contenant à eau de Javel seulement.Utilisez la solution 70% éthanol pour nettoyer sur toutes les zones où l’eau de Javel est utilisée. Transférez vos échantillons par la fenêtre de passage. Les échantillons devraient avoir été pulvérisés avec une solution d’eau de Javel et laissés seuls pendant au moins une minute dans la passe avant de les recevoir à l’intérieur de l’unité BSL-3.Ensuite, recevez vos échantillons à l’intérieur de l’unité BSL-3 et nettoyez-les soigneusement avant de passer à l’étape de l’enregistrement et de l’étiquetage. Une fois que les échantillons sont enregistrés et que les tubes ont été étiquetés, placez les échantillons dans la boîte à gants via le bac à sas. N’ouvrez pas les deux portes à la fois.Ouvrez et fermez chaque porte en deux étapes différentes par mesure de sécurité. Une fois que les échantillons ont été déplacés en toute sécurité vers l’intérieur de la boîte à gants, suivez les mêmes étapes que précédemment décrites pour créer des aliquots d’échantillon dans la boîte à gants. Une fois que les échantillons sont aliquoted déplacer les échantillons dans le récipient hermétique.Vaporiser la solution d’eau de Javel dans la boîte à gants pour décontaminer les tubes et toutes les autres surfaces. Attendez cinq minutes, puis appliquez une solution 70% éthanol pour laver l’eau de Javel. Après une décontamination approfondie déplacer seulement les échantillons nécessaires pour l’analyse PCR pour la lyse revenir dans la boîte à gants.Dans la boîte à gants effectuer seulement l’étape de lyse de la procédure d’extraction. Une fois que les cellules ont été lysées, sceller hermétiquement les bouchons sur chaque échantillon et les placer dans le passage pressurisé du sas. Décontaminer à nouveau la boîte à gants avec de l’eau de Javel suivie d’une solution à 70 % d’éthanol.Sortez les échantillons de la boîte à gants et transférez-les au poste de travail pour les étapes restantes de la procédure d’extraction. Après extraction transférer vos échantillons à la fenêtre de passage pour l’analyse PCR. Une fois les échantillons prélevés et transférés, décontaminez votre espace de travail de laboratoire à l’extérieur de la boîte à gants.Avant de retirer votre EPI, attendez que la circulation d’air dans l’appareil ait atteint en toute sécurité un nombre approprié de cycles de filtrage avant de commencer à supprimer votre EPI. Immédiatement après l’enlèvement et l’élimination de tous les EPI dans le conteneur de déchets PPE, procédez à vous laver les mains dans l’évier du laboratoire avec du savon et de l’eau avant de sortir de l’unité. Amplification et détection pcr.Retirez les échantillons d’ARN extraits de la fenêtre de passage. Préparez un mélange principal dans un tube de 1,5 millilitre avec les composants suivants pour chaque analyse ciblée : eau, amorce et sondes, mélange d’attaque et tampon 2X. Vortex et faire tourner votre mélange maître, après quoi, aliquot le mélange maître dans chacun des tubes de bande.Remettre le kit PCR au stockage aux températures recommandées une fois que le mélange principal a été préparé. Ajouter les échantillons à chacun des tubes à bande à l’aide d’une pointe séparée entre chaque tube à bande. Faites tourner les échantillons à 1 500 tours pendant une minute, après quoi les échantillons sont prêts à être chargés sur l’unité PCR en temps réel.Une fois que les échantillons sont chargés sur l’instrument PCR, il faut environ 90 minutes pour terminer une course. L’analyse PCR en temps réel est une méthode sensible pour la détection robuste du virus. Cela peut être vu dans le tableau étiqueté: PCR Résultats analysés.Avant de recueillir vos résultats et de quitter le laboratoire, retirez l’EPI et décontaminez adéquatement chaque poste de travail en vue du prochain test diagnostique. Résultats représentatifs. Le flux de travail de laboratoire est représenté dans le diagramme qui met l’accent sur la protection personnelle.Le test diagnostique rapide de la grippe se fait au moyen d’une analyse RT-PCR. La procédure se compose de quatre étapes principales et des espaces de travail individuels sont attribués pour chaque étape du protocole. L’objectif de ce projet est de valider une nouvelle installation modulaire de laboratoire rapidement déployable et nous l’avons fait avec succès, ainsi que d’élaborer des programmes de formation pour le personnel de laboratoire travaillant dans des environnements à faibles ressources pendant les épidémies et les épidémies.

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