Name: a reliable and reproducible critical-sized segmental femoral defect model in rats stabilized with a custom external fixator
Uploaded: 2019-03-24T15:00:00
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Este trabalho foi apoiado por uma concessão de equipamentos de NIH 1S10OD023676-01 com suporte adicional, fornecida através de departamentos de Ortopedia e reabilitação da Universidade de Wisconsin e da faculdade de medicina e saúde pública. Queremos reconhecer o UW Carbone Cancer Center suporte Grant P30 CA014520 e uso de seu pequeno Animal Imaging Facility, bem como NIH Grant de formação 5T35OD011078-08 para suporte de H. Martin. Agradecemos também Michael e Mary Sue Shannon pelo apoio da parceria regeneração músculo-esqueléticas.

Os ratos utilizados neste estudo receberam cuidados diários, em conformidade com as diretrizes de AVMA sobre a eutanásia dos animais: 2013 edição16. O Comité de uso na Universidade de Wisconsin-Madison e institucional Cuidado Animal avaliaram e aprovaram este protocolo experimental antes do início do projeto.
1. os animais
<ol><li>Use os outbreds ratos machos Sprague-Dawley pesando aproximadamente 350 g.</li>
</ol>2. preparação de Bone Mo...

<ol>
	<li>Filipowska, J., Tomaszewski, K. A., Nied&#378;wiedzki, &. #. 3. 2. 1. ;., Walocha, J. A., Nied&#378;wiedzki, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+vasculature+in+bone+development,+regeneration+and+proper+systemic+functioning.">The role of vasculature in bone development, regeneration and proper systemic functioning.</a> Angiogenesis. 20 (3), 291-302 (2017).</li><li>Charalambous, C. P., Akimau, P., Wilkes, R. 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M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comprehensive+clinical+review+of+recombinant+human+bone+morphogenetic+protein-2+(INFUSE+Bone+Graft).">A comprehensive clinical review of recombinant human bone morphogenetic protein-2 (INFUSE Bone Graft).</a> International Orthopaedics. 31 (6), 729-734 (2007).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Living lmage Software. , (2006).</li><li>Bassett, J. H. D., Van Der Spek, A., Gogakos, A., Williams, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+X-ray+imaging+of+rodent+bone+by+faxitron.">Quantitative X-ray imaging of rodent bone by faxitron.</a> Methods in Molecular Biology. , 499-506 (2012).</li><li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+animal+bone+healing+models:+Standards,+tips,+and+pitfalls+results+of+a+consensus+meeting.">Small animal bone healing models: Standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting.</a> Bone. 49 (4), 591-599 (2011).</li><li>Lieberman, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+regional+gene+therapy+with+bone+morphogenetic+protein-2-producing+bone-marrow+cells+on+the+repair+of+segmental+femoral+defects+in+rats.">The effect of regional gene therapy with bone morphogenetic protein-2-producing bone-marrow cells on the repair of segmental femoral defects in rats.</a> The Journal of Bone and Joint Surgery. 81 (7), 905-917 (1999).</li><li>Tsuchida, H., Hashimoto, J., Crawford, E., Manske, P., Lou, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineered+allogeneic+mesenchymal+stem+cells+repair+femoral+segmental+defect+in+rats.">Engineered allogeneic mesenchymal stem cells repair femoral segmental defect in rats.</a> Journal of Orthopaedic Research. 21 (1), 44-53 (2003).</li><li>Jiang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+standardized+massive+bone+defect+model+in+rats+employing+an+internal+eight-hole+stainless+steel+plate+for+bone+tissue+engineering.">Novel standardized massive bone defect model in rats employing an internal eight-hole stainless steel plate for bone tissue engineering.</a> Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 12 (4), 2162-2171 (2018).</li><li>Baltzer, A. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+enhancement+of+fracture+repair:+Healing+of+an+experimental+segmental+defect+by+adenoviral+transfer+of+the+BMP-2+gene.">Genetic enhancement of fracture repair: Healing of an experimental segmental defect by adenoviral transfer of the BMP-2 gene.</a> Gene Therapy. 7 (9), 734-739 (2000).</li><li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+defect+animal+models+for+testing+efficacy+of+bone+substitute+biomaterials.">Bone defect animal models for testing efficacy of bone substitute biomaterials.</a> Journal of Orthopaedic Translation. 3 (3), 95-104 (2015).</li></ol>

Pequenos animais modelos de lesões ortopédicas, como fraturas ósseas completa habilitar pesquisa que explora os mecanismos de osteogênese e avaliar o potencial terapêutico de biomateriais20. Este estudo apresenta um rato defeito segmentar modelo estabilizado por um fixador externo personalizado que uma equipe do laboratório e a engenharia biomédica pode prontamente se reproduzem para novos estudos de reparação de osso de osteossíntese de carga.
Estudos anterio...

Cirurgia de trauma ortopédico centra-se no tratamento de uma ampla gama de fraturas complexas. Crítica óssea segmentar diafisária defeitos provaram-se difíceis de tratar clinicamente devido a diminuição da capacidade regenerativa da musculatura circundante e periósteo, bem como a falha de localizadas angiogênese1. Técnicas modernas de tratamento incluem fixação operativa com enxerto ósseo, atrasou o enxerto ósseo (Masquelet), transporte ósseo, fusão ou amputação2,3,4. Na maioria dos pacientes que têm a função ambulatorial preservada após o trauma, com bom funcionamento Membros distais, salvamento de membro é claramente a melhor opção de tratamento5. Estes tratamentos de salvamento muitas vezes exigem intervenções cirúrgicas encenadas um longo tempo de tratamento. Alguns autores têm sugerido que a fixação externa é superior em comparação com a área de superfície de fixação interna para estas aplicações devido aos danos do tecido diminuição durante o implante, diminuiu implantada e ajustabilidade pós-operatório aumentada de o fixador de6. No entanto, um prospectivo randomizado controlado está em andamento para ajudar a esclarecer esta controvérsia de interno versus fixação externa em graves fraturas expostas da tíbia7. Infelizmente, com qualquer tratamento selecionado, significativas taxas de complicação e falha persistirem8,9. Com qualquer método de tratamento, no que diz respeito a perda óssea segmentar, o cirurgião deve lidar com defeitos segmentares de diafisárias que apresentam desafios significativos. Correções de defeitos segmentares devem maximizar a estabilização óssea e simultaneamente reforçar o processo osteogênico10,11.
Devido a importância clínica e, no entanto, o menor volume de defeitos segmentares diafisárias tamanho crítico, um modelo animal eficaz, pode ser reproduzido é necessário para permitir que equipes de pesquisa para o avanço de técnicas de tratamento e, finalmente, melhorar os resultados clínicos. Os pesquisadores precisam estudar na vivo fisiológica mecanismos cura em um modelo animal mamífero. Embora tais modelos de fixação externa já existem12,13,14,15, esperamos fornecer um método mais confiável para não-uniões nos animais não tratados, diminuição de custos através da escolha de materiais acessíveis de fixador e contorno um protocolo cirúrgico simples, de fácil aplicação para estudos futuros. O objetivo principal do presente protocolo é estabelecer um modelo confiável e reprodutível de um defeito crítico diafisário em ratos. O procedimento foi avaliado pela estabilização e consolidação óssea em fêmures de ratos durante 12 semanas. Os objetivos secundários incluídos: fazendo um modelo acessível como um custo eficaz possível, simplificar a abordagem cirúrgica e a estabilização e assegurar a ética cuidar dos animais. Os autores e a equipe de pesquisa conduziram experimentos preliminares com uma gama de diferentes biomateriais e potenciais terapias regenerativas para melhorar a cicatrização nesse defeito segmentar.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.9% Sterile Saline</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>2F7124</td>
			<td>Used for irrigating wound and rehydration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10% Iodine/Povidone</td>
			<td>Carefusion</td>
			<td>1215016</td>
			<td>Used to prep skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10% Neutral Buffered Formalin</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89370094</td>
			<td>Used as fixative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1mm non-threaded kirschner wire</td>
			<td>DePuy Synthes</td>
			<td>VW1003.15</td>
			<td>Sterilized, used for the most proximal pin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1mm threaded kirschner wire</td>
			<td>DePuy Synthes</td>
			<td>VW1005.15</td>
			<td>Sterilized, used for the 3 most distal pin slots</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x2 gauze</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>4006130</td>
			<td>Sterilized, used to prep skin and absorb blood</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Vicryl Suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>4015304</td>
			<td>Used to close muscle and skin layers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-40 x 0.25&#34;,18-8 stainless steel button head cap screws</td>
			<td>Generic</td>
			<td></td>
			<td>External fixator assembly</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4200 Cordless Driver</td>
			<td>Stryker</td>
			<td>OR-S-4200</td>
			<td>Used to drill kirschner wires</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4x4 gauze</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>1219158</td>
			<td>Sterilized, used to absorb blood</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70 % Ethanol</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Used to prep skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Baytril</td>
			<td>Bayer Healthcare LLC, Animal health division</td>
			<td>312.10010.3</td>
			<td>Added to water as an antibiotic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cefazolin</td>
			<td>Hikma Pharmaceuticals</td>
			<td>8917156</td>
			<td>Pre-op antibiotic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CleanCap Gaussia Luciferase mRNA (5moU)</td>
			<td>TriLink Biotechnologies</td>
			<td>L-7205</td>
			<td>Modified mRNA encoding for Gaussia Luciferase, keep on ice during use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coelenterazine native</td>
			<td>NanoLight Technology</td>
			<td>303</td>
			<td>Substrate for Guassia Luciferase, used to assess luciferase activity in vivo</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Double antibiotic ointment</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson consumer Inc</td>
			<td>8975432</td>
			<td>Applied to pin sites post-op as wound care</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dual Cut Microblade</td>
			<td>Stryker</td>
			<td>5400-003-410</td>
			<td>Used to create 5mm defect in femur</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethylenediamine Tetraacetic Acid (EDTA)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP120-500</td>
			<td>Used to decalcify bone to prep for histology</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Extended Release Buprenorphine</td>
			<td>ZooPharm</td>
			<td></td>
			<td>Used as 3 day pain relief</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fenestrated drapes</td>
			<td>3M</td>
			<td>1204025</td>
			<td>Used to establish sterile field</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Handpiece cord for TPS</td>
			<td>Stryker</td>
			<td>OR-S-5100-4N</td>
			<td>Used to create 5mm defect in femur</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>K&#38;H Pet Products</td>
			<td>121239</td>
			<td>Rat body temperature maintenance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hexagonal head screwdriver</td>
			<td>Wiha</td>
			<td>263/1/16 &#34; X 50</td>
			<td>External fixator tightening</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Induction chamber</td>
			<td>Generic</td>
			<td></td>
			<td>Anesthesia for rats</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Infuse collagen sponge with recombinant human Bone Morphogenic Protein-2</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>7510200</td>
			<td>Clinically relevant treatment used as positive control</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Clipper</td>
			<td>10250</td>
			<td>Anesthesia for rats</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IVIS</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>124262</td>
			<td>Bioluminescence imaging modality</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jig</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td>Used to place bicortical pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lipofectamine MessengerMAX</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>LMRNA003</td>
			<td>mRNA complexing agent that enables mRNA delivery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sensorcaine-MPF (Bupivicane (0.25%) and Epinephrine (1:200,000))</td>
			<td>APP Pharmaceuticals, LLC</td>
			<td>NDC 63323-468-37</td>
			<td>Applied to surgical site for pain relief and vasoconstriction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile water</td>
			<td>Hospira</td>
			<td>8904653</td>
			<td>Used as solvent for cefazolin powder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Titanium external fixator plates</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td>Prepared in house with scrap titanium and milling machine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Total Performance System (TPS) Console</td>
			<td>Stryker</td>
			<td>OR-S-5100-1</td>
			<td>Used to create 5mm defect in femur</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TPS MicroSaggital Saw</td>
			<td>Stryker</td>
			<td>OR-S-5100-34</td>
			<td>Used to create 5mm defect in femur</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrafocus Faxitron with DXA</td>
			<td>Faxitron</td>
			<td></td>
			<td>High resolution radiographic imaging modality</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Uniprim rat diet</td>
			<td>Envigo</td>
			<td>TD.06596</td>
			<td>Medicated rat diet</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Universal Handswitch for TPS</td>
			<td>Stryker</td>
			<td>OR-S-5100-9</td>
			<td>Used to create 5mm defect in femur</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vetbond Tissue Adhesive</td>
			<td>3M</td>
			<td>1469</td>
			<td>Skin closure</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a reliable and reproducible critical-sized segmental femoral defect model in rats stabilized with a custom external fixator

Pesquisa ortopédica confia pesadamente em modelos animais para estudar mecanismos de consolidação óssea em vivo , bem como investigar as novas técnicas de tratamento. Tamanho crítico defeitos segmentares são desafiadores para tratar clinicamente, e os esforços de investigação poderiam beneficiar de um modelo animal pequeno confiável, ambulatório de defeitos segmentares femoral. Neste estudo, apresentamos um protocolo cirúrgico otimizado para a criação consistente e reproduzível de um defeito de diáfise crítica de 5 mm em um rato de fêmur estabilizado com fixador externo. A diáfise ostectomy foi realizada usando um gabarito personalizado para colocar 4 bicortically de fios de Kirschner, que foi estabilizada com um dispositivo adaptado de fixador externo. Uma serra de osso oscilante foi usada para criar o defeito. Ou uma esponja de colagénio sozinha ou uma esponja de colágeno embebida em rhBMP-2 foi implantada para o defeito, e a consolidação óssea foi monitorada durante 12 semanas usando radiografias. Após 12 semanas, ratos foram sacrificados e análise histológica foi executada no controle excisado e tratados fêmures. Defeitos ósseos contendo apenas esponja de colagénio resultaram na não-sindicalizados, tratamento de rhBMP-2 rendeu a formação de uma remodelação óssea periosteal de insensível e nova. Fixação de animais bem recuperada após o implante e externa for bem-sucedida na estabilização dos defeitos femorais durante 12 semanas. Este modelo cirúrgico simplificado poderia ser facilmente aplicado para estudar a consolidação óssea e testar novos biomateriais ortopédicos e terapias regenerativas em vivo.

Cirurgias foram realizadas em cerca de uma hora por um cirurgião com a ajuda de um assistente. Após a otimização cirúrgica, intrae complicações pós-operatórias foram grandemente minimizadas e usam de aparato jig assegurado tamanho consistente (5 x 3 x 3 mm) e localização de defeitos femorais. Ratos foram ambulatorial imediatamente após recuperação da anestesia e não pareceu ter qualquer padrões comportamentais alteradas; sua marcha não era antalgic, e eles não pareciam s...

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A Reliable and Reproducible Critical-Sized Segmental Femoral Defect Model in Rats Stabilized with a Custom External Fixator

In vivo dos mamíferos modelos de defeitos ósseos tamanho crítico são essenciais para pesquisadores estudando mecanismos de curativas e terapias ortopédicas. Aqui, apresentamos um protocolo para a criação de defeitos reproduzíveis, segmentares, fêmur em ratos estabilizados utilizando fixação externa.

Um modelo confiável e reprodutível tamanho crítico segmentar defeito Femoral em ratos estabilizada com um fixador externo personalizado

Orthopedic research relies heavily on animal models to study mechanisms of bone healing in vivo as well as investigate the new treatment techniques. ...

Este protocolo cirúrgico utiliza um modelo de defeito segmentar externo consistente e reprodutível para avaliar os mecanismos de cicatrização do osso e o uso de potenciais terapias regenerativas. Simplificamos uma cirurgia desafiadora para a criação e estabilização de um modelo de defeito ósseo segmental que seja acessível e econômico, mantendo-se adequado para estudos de cura longitudinal. Esta técnica é particularmente traduzível para o tratamento de defeitos ósseos diafísicos traumáticos de tamanho crítico que podem se beneficiar da estabilização com fixação externa, embora o modelo exija um estudo mais aprofundado.Para evitar uma fratura durante a perfuração dos pinos, use altas rotações por minuto e uma baixa pressão para perfurar o córtex lateral, em seguida, diminua as rotações por minuto para avançar. Depois de preparar o andaime de um kit de enxerto ósseo de tubo de proteína morfogenética óssea, de acordo com as instruções do fabricante, use uma tesoura estéril e uma régua estéril para aparar a esponja de colágeno para caber um defeito de cinco por três por três milímetros. Em seguida, use uma seringa para distribuir a solução de proteína morfogenética óssea-2 uniformemente sobre a superfície da esponja, até que todo o volume da solução seja absorvido.Em seguida, raspe a área ao redor da perna traseira de um rato anestesiado usando a 13ª costela, pata traseira e linhas médias dorsais e ventrais como margens, seguidas por quatro esfoliantes alternados sequenciais da pele exposta com gaze estéril encharcada em 10% povidone-iodo e 70% etanol. Para induzir o defeito femoral, estenda a perna raspada através de uma cortina clara e pegajosa fenestrada e cubra o banco cirúrgico em toalhas estéreis para criar um campo estéril. Palpar o fêmur e usar uma lâmina número 15 para criar uma incisão anterolateral através da pele que se estende da patela até o maior trochanter no fêmur proximal.Incisar cuidadosamente a fáscia lateral da perna ao longo do septo intermuscular para separar o vasto músculo lateral do quadríceps anteriormente dos tendões posteriormente até que o fêmur lateral seja exposto. Mantendo uma lâmina de bisturi número 15 paralelamente ao contorno da superfície óssea, corte suavemente o músculo do osso subjacente para realizar uma dissecção cuidadosa e circunferencial de tecido mole e iniciar na superfície lateral, exponha o fêmur em sua diafísica média. Use um elevador periosteal para levantar o músculo para longe do osso exposto à medida que é dissecado, e prossiga ao redor do eixo femoral até que sete a dez mililitros de diáfise central tenha sido limpo de tecido mole em todos os lados.Em seguida, coloque um pino apenas no nível do epicôndyl lateral, seguido pela colocação de um gabarito no fêmur distal lateral, e insira um fio Kirschner de ponta de um milímetro. Em seguida, mantendo a posição do gabarito no osso, identifique onde o pino mais proximal entrará no osso com base nos orifícios do gabarito. Incisar cuidadosamente paralelamente às fibras do tendão glúteo, conforme necessário, para criar uma pequena lacuna no tecido para que o pino proximal passe, minimizando danos iatrogênicos no tendão.Perfurar um fio k sem rosca de um milímetro na abertura e comparar a altura do pino perfurado com o pino solto para confirmar que o pino envolve ambos os cortices. Mantenha a posição do gabarito em contato com o osso e fure dois fios k-fio roscados de um milímetro, um em cada lado do local de defeito futuro, garantindo que os pinos engajem ambos os cortices, e coloque o nível externo da barra fixador um centímetro acima da pele. Parafuso firmemente, travando a barra no lugar e clipe os comprimentos do pino em excesso.Coloque um pequeno retrátil curvo ao redor do fêmur anterior e posterior para proteger o tecido mole circundante, o músculo e o feixe neurovascular, e use uma lâmina de serra oscilante sagital de aproximadamente cinco milímetros, e luz, até mesmo pressão, para criar com muito cuidado um defeito segmental de cinco milímetros através da diáfise média. Lave a ferida com 10 mililitros de soro fisiológico 0,9% normal após a criação do defeito, e administre 0,1 mililitros de bupivacaína de 0,25% com epinefrina na ferida como analgésico e vasoconstritor. Insira o andaime de esponja embebido em proteína morfogenética ósseo-2 no defeito, e use uma sutura 4-0 absorvível no padrão simples interrompido para fechar o plano muscular.Em seguida, feche a camada de pele usando uma sutura absorvível de 4-0 em um padrão subcuticular em execução, em seguida, cola da pele para fechar quaisquer lacunas ao redor dos pinos salientes, e obter uma imagem radiográfica anterior-posterior do fêmur imediatamente, e quatro e 12 semanas após a cirurgia. Defeitos de controle negativos contendo apenas uma esponja de colágeno não mostram evidência de ponte osteogênese entre as bordas ósseas proximal e distal. Uma pequena quantidade de remodelagem óssea nova pode ser vista diretamente adjacente à borda do fêmur cortado, enquanto o defeito em si mostra falta de material ósseo, presença de cartilagem e algum hematoma residual.Defeitos contendo proteína morfogenética óssea-2 esponja encharcada demonstram cicatrização óssea significativa logo após quatro semanas após a cirurgia, como evidenciado pela ponte insensível radiopaque através do defeito. Em 12 semanas, uma nova deposição mineral significativa se formou em todo o defeito. Novos ossos periosteais significativos podem ser observados no insensível estendendo-se da borda do fêmur cortado e as espículas de osso tecido e lamelar desenvolveram-se ao longo do defeito.Além disso, o depoimento da cartilagem não é visto. A imagem via Sistema de Imagem Vivo após a remoção do fixador externo permite a visualização das células transfecidas bioluminescentes dentro do defeito. Por exemplo, células na cavidade medular luminesce após transfecção com codificação de mRNA complexa para a luciferase gaussia, e poderiam ser usadas para medir mudanças biológicas na expressão de um gene ou proteína de interesse durante o processo de cura.A colocação do pino é importante para garantir uma fixação externa estável e duradoura. Os pinos devem ser diretamente perpendiculares ao fêmur, e paralelos uns aos outros, para minimizar a quebra e infecção. Usando esse modelo, mecanismos biológicos, como expressões proteicas específicas, podem ser monitorados para entender melhor a cicatrização, e diferentes biomateriais ou terapias de andaimes também podem ser testados para eficácia terapêutica.Esperamos que essa técnica permita que os futuros pesquisadores estudem de forma mais eficiente e eficaz a cura ortopédica com fixação externa para que seus achados possam ser traduzidos para melhores sucessos clínicos. Evite inalar gases anestésicos, use equipamentos de proteção individual adequados ao manusear formalina e EDTA, e tome cuidado ao manusear instrumentos cirúrgicos, particularmente a broca e a serra óssea oscilante.

Research

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Bioengenharia

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A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and ...

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