Name: a reliable and reproducible critical-sized segmental femoral defect model in rats stabilized with a custom external fixator
Uploaded: 2019-03-24T15:00:00
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Este trabajo fue apoyado por un equipo de NIH Grant 1S10OD023676-01 con apoyo adicional a través de la Universidad de Wisconsin departamentos de Ortopedia y rehabilitación y escuela de medicina y salud pública. Queremos reconocer la UW Carbone cáncer centro apoyo beca P30 CA014520 y uso de su pequeña facilidad la proyección de imagen del Animal, así como la beca de formación de NIH 5T35OD011078-08 apoyo de H. Martin. También agradecemos a Michael y Mary Sue Shannon por su apoyo de la Asociación de regeneración musculoesquelética.

Las ratas utilizadas en este estudio recibieron el cuidado diario de acuerdo con las pautas de AVMA para la eutanasia de animales: 2013 edición16. El cuidado de Animal institucional y Comité de uso en la Universidad de Wisconsin-Madison evaluaron y aprobaron este protocolo experimental antes de que comenzara el proyecto.
1. los animales
<ol><li>Utilice las exogámica ratas macho Sprague-Dawley con aproximadamente 350 g de peso.</li>
</ol>2. pre...

<ol>
	<li>Filipowska, J., Tomaszewski, K. A., Nied&#378;wiedzki, &. #. 3. 2. 1. ;., Walocha, J. A., Nied&#378;wiedzki, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+vasculature+in+bone+development,+regeneration+and+proper+systemic+functioning.">The role of vasculature in bone development, regeneration and proper systemic functioning.</a> Angiogenesis. 20 (3), 291-302 (2017).</li><li>Charalambous, C. P., Akimau, P., Wilkes, R. 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A., Gerstenfeld, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fracture+healing:+Mechanisms+and+interventions.">Fracture healing: Mechanisms and interventions.</a> Nature Reviews Rheumatology. 11, 45-54 (2015).</li><li>Pascher, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+delivery+to+cartilage+defects+using+coagulated+bone+marrow+aspirate.">Gene delivery to cartilage defects using coagulated bone marrow aspirate.</a> Gene Therapy. 11 (2), 133-141 (2004).</li><li>Glatt, V., Matthys, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adjustable+stiffness,+external+fixator+for+the+rat+femur+osteotomy+and+segmental+bone+defect+models.">Adjustable stiffness, external fixator for the rat femur osteotomy and segmental bone defect models.</a> Journal of Visualized Experiments. (92), (2014).</li><li>Betz, O. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+percutaneous+gene+delivery+to+enhance+healing+of+segmental+bone+defects.">Direct percutaneous gene delivery to enhance healing of segmental bone defects.</a> The Journal of Bone and Joint Surgery. 88 (2), 355-365 (2006).</li><li>Fang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stimulation+of+new+bone+formation+by+direct+transfer+of+osteogenic+plasmid+genes.">Stimulation of new bone formation by direct transfer of osteogenic plasmid genes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (12), 5753-5758 (1996).</li><li>Kaspar, K., Schell, H., Toben, D., Matziolis, G., Bail, H. 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M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comprehensive+clinical+review+of+recombinant+human+bone+morphogenetic+protein-2+(INFUSE+Bone+Graft).">A comprehensive clinical review of recombinant human bone morphogenetic protein-2 (INFUSE Bone Graft).</a> International Orthopaedics. 31 (6), 729-734 (2007).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Living lmage Software. , (2006).</li><li>Bassett, J. H. D., Van Der Spek, A., Gogakos, A., Williams, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+X-ray+imaging+of+rodent+bone+by+faxitron.">Quantitative X-ray imaging of rodent bone by faxitron.</a> Methods in Molecular Biology. , 499-506 (2012).</li><li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+animal+bone+healing+models:+Standards,+tips,+and+pitfalls+results+of+a+consensus+meeting.">Small animal bone healing models: Standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting.</a> Bone. 49 (4), 591-599 (2011).</li><li>Lieberman, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+regional+gene+therapy+with+bone+morphogenetic+protein-2-producing+bone-marrow+cells+on+the+repair+of+segmental+femoral+defects+in+rats.">The effect of regional gene therapy with bone morphogenetic protein-2-producing bone-marrow cells on the repair of segmental femoral defects in rats.</a> The Journal of Bone and Joint Surgery. 81 (7), 905-917 (1999).</li><li>Tsuchida, H., Hashimoto, J., Crawford, E., Manske, P., Lou, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineered+allogeneic+mesenchymal+stem+cells+repair+femoral+segmental+defect+in+rats.">Engineered allogeneic mesenchymal stem cells repair femoral segmental defect in rats.</a> Journal of Orthopaedic Research. 21 (1), 44-53 (2003).</li><li>Jiang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+standardized+massive+bone+defect+model+in+rats+employing+an+internal+eight-hole+stainless+steel+plate+for+bone+tissue+engineering.">Novel standardized massive bone defect model in rats employing an internal eight-hole stainless steel plate for bone tissue engineering.</a> Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 12 (4), 2162-2171 (2018).</li><li>Baltzer, A. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+enhancement+of+fracture+repair:+Healing+of+an+experimental+segmental+defect+by+adenoviral+transfer+of+the+BMP-2+gene.">Genetic enhancement of fracture repair: Healing of an experimental segmental defect by adenoviral transfer of the BMP-2 gene.</a> Gene Therapy. 7 (9), 734-739 (2000).</li><li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+defect+animal+models+for+testing+efficacy+of+bone+substitute+biomaterials.">Bone defect animal models for testing efficacy of bone substitute biomaterials.</a> Journal of Orthopaedic Translation. 3 (3), 95-104 (2015).</li></ol>

Pequeños modelos animales de lesiones ortopédicas como fracturas de huesos completa permiten investigación que explora los mecanismos de osteogénesis y evaluar el potencial terapéutico de biomateriales20. Este estudio presenta una rata defecto segmentario modelo estabilizado por un fijador externo personalizado que un equipo de laboratorio e ingeniería biomédica puede reproducir fácilmente para otros estudios de carga osteosíntesis reparación de hueso.
Estudio...

Cirugía ortopédica traumatológica se centra en el tratamiento de una amplia gama de fracturas complejas. Crítica ósea segmentaria diafisaria defectos han demostrado ser difíciles de tratar clínicamente debido a la disminución de la capacidad regenerativa del músculo circundante y periostio, así como la falta de locales angiogénesis1. Técnicas de tratamiento modernos incluyen fijación quirúrgica con injerto óseo, retardada de injerto óseo (Masquelet), transporte óseo, fusión o amputación2,3,4. En la mayoría de los pacientes que tienen función ambulatoria conservada después de su trauma, con extremidades distales funciona bien, salvar la extremidad es claramente un mejor tratamiento opción5. Estos tratamientos de salvamento a menudo requieren efectuadas intervenciones sobre un curso de tratamiento. Algunos autores han sugerido que la fijación externa es superior en comparación con la superficie de fijación interna para estas aplicaciones debido a los daños de la disminución del tejido durante la implantación, disminuida implantada y mayor ajustabilidad postoperatoria de el fijador6. Sin embargo, un ensayo controlado aleatorio prospectivo está actualmente en marcha ayudar a aclarar esta controversia de internos versus fijación externa en las fracturas abiertas graves de la tibia7. Lamentablemente, con cada tratamiento seleccionado, importantes tasas de complicación y falta persistan8,9. Con cualquier método de tratamiento, con respecto a la pérdida ósea segmentaria, el cirujano debe lidiar con segmentarios diafisarias defectos que presentan desafíos importantes. Correcciones de defectos segmentarios deben maximizar la estabilización ósea y mejorar simultáneamente el proceso osteogénico10,11.
Debido a la importancia clínica, sin embargo, el volumen más bajo, de defectos segmentarios diafisarias tamaño crítico, un modelo eficaz y reproducible del animal es necesario para permitir que equipos de investigación avanzar en técnicas de tratamiento y, en definitiva, mejorar los resultados clínicos. Los investigadores deben estudiar en vivo fisiológico mecanismos curativos en un modelo animal mamífero. Aunque tales modelos de fijación externa ya existen12,13,14,15, esperamos proporcionar un método más fiable para no-cooperativas de ahorro y en los animales no tratados, disminución de costos a través de la opción de materiales asequibles fixator y contorno un protocolo quirúrgico simple de fácil aplicación para futuros estudios. El objetivo principal de este protocolo es establecer un modelo confiable y reproducible de un defecto crítico diafisario en ratas. El procedimiento se evaluó mediante la evaluación de la estabilización y el hueso curativo en fémur de rata durante 12 semanas. Los objetivos secundarios incluidos: hacer un modelo asequible como un costo efectivo como sea posible, simplificar el abordaje quirúrgico y estabilización y garantizar la ética de cuidado de los animales. Los autores y el equipo de investigación realizaron experimentos preliminares con una gama de diferentes biomateriales y posibles terapias regenerativas para mejorar la cicatrización en este defecto segmentario.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.9% Sterile Saline</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>2F7124</td>
			<td>Used for irrigating wound and rehydration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10% Iodine/Povidone</td>
			<td>Carefusion</td>
			<td>1215016</td>
			<td>Used to prep skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10% Neutral Buffered Formalin</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89370094</td>
			<td>Used as fixative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1mm non-threaded kirschner wire</td>
			<td>DePuy Synthes</td>
			<td>VW1003.15</td>
			<td>Sterilized, used for the most proximal pin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1mm threaded kirschner wire</td>
			<td>DePuy Synthes</td>
			<td>VW1005.15</td>
			<td>Sterilized, used for the 3 most distal pin slots</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x2 gauze</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>4006130</td>
			<td>Sterilized, used to prep skin and absorb blood</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Vicryl Suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>4015304</td>
			<td>Used to close muscle and skin layers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-40 x 0.25&#34;,18-8 stainless steel button head cap screws</td>
			<td>Generic</td>
			<td></td>
			<td>External fixator assembly</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4200 Cordless Driver</td>
			<td>Stryker</td>
			<td>OR-S-4200</td>
			<td>Used to drill kirschner wires</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4x4 gauze</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>1219158</td>
			<td>Sterilized, used to absorb blood</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70 % Ethanol</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Used to prep skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Baytril</td>
			<td>Bayer Healthcare LLC, Animal health division</td>
			<td>312.10010.3</td>
			<td>Added to water as an antibiotic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cefazolin</td>
			<td>Hikma Pharmaceuticals</td>
			<td>8917156</td>
			<td>Pre-op antibiotic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CleanCap Gaussia Luciferase mRNA (5moU)</td>
			<td>TriLink Biotechnologies</td>
			<td>L-7205</td>
			<td>Modified mRNA encoding for Gaussia Luciferase, keep on ice during use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coelenterazine native</td>
			<td>NanoLight Technology</td>
			<td>303</td>
			<td>Substrate for Guassia Luciferase, used to assess luciferase activity in vivo</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Double antibiotic ointment</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson consumer Inc</td>
			<td>8975432</td>
			<td>Applied to pin sites post-op as wound care</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dual Cut Microblade</td>
			<td>Stryker</td>
			<td>5400-003-410</td>
			<td>Used to create 5mm defect in femur</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethylenediamine Tetraacetic Acid (EDTA)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP120-500</td>
			<td>Used to decalcify bone to prep for histology</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Extended Release Buprenorphine</td>
			<td>ZooPharm</td>
			<td></td>
			<td>Used as 3 day pain relief</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fenestrated drapes</td>
			<td>3M</td>
			<td>1204025</td>
			<td>Used to establish sterile field</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Handpiece cord for TPS</td>
			<td>Stryker</td>
			<td>OR-S-5100-4N</td>
			<td>Used to create 5mm defect in femur</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>K&#38;H Pet Products</td>
			<td>121239</td>
			<td>Rat body temperature maintenance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hexagonal head screwdriver</td>
			<td>Wiha</td>
			<td>263/1/16 &#34; X 50</td>
			<td>External fixator tightening</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Induction chamber</td>
			<td>Generic</td>
			<td></td>
			<td>Anesthesia for rats</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Infuse collagen sponge with recombinant human Bone Morphogenic Protein-2</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>7510200</td>
			<td>Clinically relevant treatment used as positive control</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Clipper</td>
			<td>10250</td>
			<td>Anesthesia for rats</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IVIS</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>124262</td>
			<td>Bioluminescence imaging modality</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jig</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td>Used to place bicortical pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lipofectamine MessengerMAX</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>LMRNA003</td>
			<td>mRNA complexing agent that enables mRNA delivery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sensorcaine-MPF (Bupivicane (0.25%) and Epinephrine (1:200,000))</td>
			<td>APP Pharmaceuticals, LLC</td>
			<td>NDC 63323-468-37</td>
			<td>Applied to surgical site for pain relief and vasoconstriction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile water</td>
			<td>Hospira</td>
			<td>8904653</td>
			<td>Used as solvent for cefazolin powder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Titanium external fixator plates</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td>Prepared in house with scrap titanium and milling machine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Total Performance System (TPS) Console</td>
			<td>Stryker</td>
			<td>OR-S-5100-1</td>
			<td>Used to create 5mm defect in femur</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TPS MicroSaggital Saw</td>
			<td>Stryker</td>
			<td>OR-S-5100-34</td>
			<td>Used to create 5mm defect in femur</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrafocus Faxitron with DXA</td>
			<td>Faxitron</td>
			<td></td>
			<td>High resolution radiographic imaging modality</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Uniprim rat diet</td>
			<td>Envigo</td>
			<td>TD.06596</td>
			<td>Medicated rat diet</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Universal Handswitch for TPS</td>
			<td>Stryker</td>
			<td>OR-S-5100-9</td>
			<td>Used to create 5mm defect in femur</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vetbond Tissue Adhesive</td>
			<td>3M</td>
			<td>1469</td>
			<td>Skin closure</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a reliable and reproducible critical-sized segmental femoral defect model in rats stabilized with a custom external fixator

Investigación Ortopédica depende en gran medida de modelos animales para estudiar mecanismos de hueso curativo en vivo , así como investigar las nuevas técnicas de tratamiento. Tamaño crítico defectos segmentarios están cuestionando a tratar clínicamente, y esfuerzos de investigación podrían beneficiarse de un modelo animal pequeño confiable, ambulatorio de un defecto femoral segmentario. En este estudio, presentamos un protocolo quirúrgico optimizado para la creación coherente y reproducible de un defecto crítico diafisaria de 5 mm en un fémur de rata estabilizada con un fixator externo. La ostectomía diafisaria se realizó mediante una plantilla personalizada para colocar 4 bicortically alambres de Kirschner, que fueron estabilizados con un dispositivo de fijador externo adaptado. Una sierra oscilante de hueso fue usado para crear el defecto. Una esponja de colágeno solamente o una esponja de colágeno empapado de rhBMP-2 fue implantada en el defecto, y la curación del hueso fue monitoreada durante 12 semanas con las radiografías. Después de 12 semanas, las ratas fueron sacrificadas, y el análisis histológico se realizó en el control suprimido y tratados fémur. Defectos óseos que contienen esponja de colágeno solamente dio lugar a no sindicalizados, mientras que rhBMP-2 tratamiento produjo la formación de una remodelación de hueso perióstico nuevo y cruel. Fijación recuperada bien después de la implantación y externa de animales tuvo éxito en la estabilización de los defectos femorales durante 12 semanas. Este modelo quirúrgico optimizado podría aplicarse fácilmente para estudiar hueso curativo y probar nuevos biomateriales ortopédicos y terapias regenerativas en vivo.

Las cirugías se realizaron en aproximadamente una hora por un cirujano con la ayuda de un asistente. Después de optimización quirúrgica, intra - y las complicaciones postoperatorias se redujeron considerablemente y usan del aparato de plantilla asegurado tamaño constante (5 x 3 x 3 mm) y la localización de los defectos femorales. Las ratas fueron ambulatoria recuperación inmediatamente después de la anestesia y no aparece que cualquier patrón de comportamiento alterado; su marcha...

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A Reliable and Reproducible Critical-Sized Segmental Femoral Defect Model in Rats Stabilized with a Custom External Fixator

Modelos de mamíferos in vivo de defectos óseos de tamaño crítico son esenciales para los investigadores estudiando mecanismos de curación y tratamientos ortopédicos. Aquí, presentamos un protocolo para la creación de defectos reproducibles, segmentarias, femorales en ratas estabilizadas con fijación externa.

Un modelo confiable y Reproducible tamaño crítico Femoral defecto segmentario en ratas estabilizado con un Fixator externo personalizado

Orthopedic research relies heavily on animal models to study mechanisms of bone healing in vivo as well as investigate the new treatment techniques. ...

Este protocolo quirúrgico utiliza un modelo consistente y reproducible de defectos segmentarios fijos externamente para evaluar los mecanismos de curación del hueso y el uso de posibles terapias regenerativas. Hemos simplificado una cirugía desafiante para la creación y estabilización de un modelo de defecto óseo segmentario que es accesible y rentable sin dejar de ser apropiado para estudios de curación longitudinal. Esta técnica es particularmente traducible al tratamiento de defectos óseos diafisarios traumáticos de tamaño crítico que pueden beneficiarse de la estabilización con fijación externa, aunque el modelo requiere un estudio adicional.Para evitar una fractura durante la perforación de los pasadores, utilice altas rotaciones por minuto y una baja presión para perforar la corteza lateral, luego disminuya las rotaciones por minuto para avanzar. Después de preparar el andamio de un kit de injerto óseo de tubo de proteína morfogenética ósea, de acuerdo con las instrucciones del fabricante, utilice tijeras estériles y una regla estéril para recortar la esponja de colágeno para adaptarse a un defecto de cinco por tres por tres milímetros. A continuación, utilice una jeringa para distribuir la solución de proteína morfogenética ósea-2 uniformemente sobre la superficie de la esponja, hasta que se absorba todo el volumen de solución.A continuación, afeite el área alrededor de la pata trasera de una rata anestesiada usando la costilla 13, la pata trasera y las líneas medias dorsales y ventrales como márgenes, seguido de cuatro exfoliantes alternos alternativos secuenciales de la piel expuesta con gasa estéril empapada en 10%povidona-yodo y 70%etanol. Para inducir el defecto femoral, extienda la pierna afeitada a través de una cortina pegajosa transparente fenestrada, y cubra el banco quirúrgico en toallas estériles para crear un campo estéril. Palpa el fémur y usa una hoja número 15 para crear una incisión anterolateral a través de la piel que se extiende desde la rótula hasta el trocánter mayor en el fémur proximal.Incise cuidadosamente la fascia lateral de la pierna a lo largo del tabique intermuscular para separar el músculo vastus lateralis del cuádriceps antes de los isquiotibiales posteriormente hasta que el fémur lateral esté expuesto. Manteniendo una hoja de bisturí número 15 paralela contra el contorno de la superficie ósea, cortar suavemente el músculo lejos del hueso subyacente para realizar una disección de tejido blando circunferencial cuidadoso y astraumático, y comenzar en la superficie lateral, exponer el fémur en su mid-diaphysis. Utilice un elevador periosteal para levantar el músculo lejos del hueso expuesto a medida que se disecciona, y proceda alrededor del eje femoral hasta que se hayan limpiado de siete a 10 mililitros de diáfisis central de tejido blando en todos los lados.A continuación, coloque un pasador justo al nivel del epicondil lateral, seguido de la colocación de una plantilla al ras del fémur distal lateral, e inserte un cable Kirschner de punta roscada de un milímetro. A continuación, manteniendo la posición de la plantilla en el hueso, identifique dónde entrará el pasador más proximal en el hueso en función de los orificios de la plantilla. Incise en paralelo a las fibras del tendón glúteo según sea necesario para crear una pequeña brecha en el tejido para que el pin proximal pase a través, minimizando el daño iatrogénico al tendón.Taladre un k-wire no roscado de un milímetro en el hueco y compare la altura del pasador perforado con el pasador suelto para confirmar que el pasador engancha ambos cortices. Mantenga la posición de la plantilla en contacto con el hueso y taladre dos cables k roscados de un milímetro, uno a cada lado del sitio del defecto futuro, asegurando que los pines enganche ambos cortices, y coloque el nivel de la barra fijadora externa un centímetro por encima de la piel. Atornilla firmemente, bloqueando la barra en su lugar, y recorta las longitudes de pasador sobrantes.Coloque un pequeño retractor curvo alrededor del fémur anterior y posterior para proteger el tejido blando, el músculo y el haz neurovascular circundante, y utilice una hoja de sierra oscilante sagital de aproximadamente cinco milímetros, y luz, incluso presión, para crear con mucho cuidado un defecto segmentatorio de cinco milímetros a través de la mid-diaphysis. Enjuague la herida con 10 mililitros de 0,9% de solución salina normal después de crear el defecto, y administre 0,1 mililitros de 0,25% de bupivacaína con epinefrina a la herida como analgésico y vasoconstrictor. Inserte el andamio de esponja empapado de proteína morfogenética ósea-2 en el defecto, y utilice una sutura absorbible 4-0 en el patrón interrumpido simple para cerrar el plano muscular.Luego cierre la capa de la piel usando una sutura absorbible 4-0 en un patrón subcuticular, luego pegue la piel para cerrar cualquier hueco alrededor de los pines salientes, y obtenga una imagen radiográfica anterior-posterior del fémur inmediatamente, y cuatro y 12 semanas después de la cirugía. Los defectos de control negativos que contienen sólo una esponja de colágeno no muestran evidencia de puentear la osteogénesis entre los bordes óseos proximal y distal. Una pequeña cantidad de nueva remodelación ósea se puede ver directamente adyacente al borde del fémur cortado, mientras que el defecto en sí muestra una falta de material óseo, la presencia de cartílago, y algún hematoma residual.Los defectos que contienen la esponja empapada de proteína morfogenética ósea-2 demuestran una cicatrización ósea significativa tan pronto como cuatro semanas después de la cirugía, como lo demuestra el puente insensible radiopaco a través del defecto. A las 12 semanas, se ha formado una nueva deposición mineral significativa a lo largo del defecto. Se puede observar un nuevo hueso periosteal significativo en la extensión insensible desde el borde del fémur cortado y las espículas del hueso tejido y lamelar se han desarrollado a lo largo del defecto.Además, no se ve la deposición del cartílago. La imagen a través de In Vivo Imaging System después de la eliminación del fijador externo permite visualizar las células trans infectadas bioluminiscentes dentro del defecto. Por ejemplo, las células de la luminisca de la cavidad medular después de la transfección con codificación de ARNm compleja para la Gaussia luciferasa, y podrían utilizarse para medir los cambios biológicos en la expresión de un gen o proteína de interés durante el proceso de curación.La colocación de los pines es importante para garantizar una fijación externa estable y duradera. Los pasadores deben ser directamente perpendiculares al fémur, y paralelos entre sí, para minimizar la rotura y la infección. Usando este modelo, los mecanismos biológicos, tales como expresiones de proteínas específicas, pueden ser monitoreados para entender mejor la curación, y diferentes biomateriales de andamios o terapias también pueden ser probados para la eficacia terapéutica.Esperamos que esta técnica permita a los futuros investigadores estudiar de manera más eficiente y eficaz la curación ortopédica con fijación externa para que sus hallazgos puedan traducirse en éxitos clínicos mejorados. Evite inhalar gases anestésicos, use el equipo de protección personal adecuado al manipular formalina y EDTA, y tenga cuidado al manipular instrumentos quirúrgicos, particularmente la perforación y la sierra ósea oscilante.

Research

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Bioingeniería

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